Name: 为癌症药理学研究创建匹配的体内/体外患者衍生模型对 PDX 和 PDX 衍生器官 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 49 s
Description: 学习从PDX肿瘤中建立患者来源类器官的方法，用于创建匹配的体内/体外模型进行癌症药物筛选。该方法通过酶解消化和组织处理生成类器官系，可保持与原始PDX的基因组一致性，为肿瘤生物学研究和抗癌药物开发提供可靠的体外筛选平台。

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作者谨此感谢 Jody Barbeau 博士、Federica Parisi 和 Rajendra Kumari 对稿件的审阅与编辑。作者同时感谢 Crown Bioscience 肿瘤学体外与体内研究团队在技术方面所付出的大量努力。

所有涉及动物护理与使用的方案、修订或操作程序，在研究开始前均经过 Crown Bioscience 机构动物护理与使用委员会（IACUC）的审查和批准。动物的护理与使用严格遵循美国实验动物评估与认证协会（AAALAC）国际指南，即《实验动物护理与使用指南》（美国国家研究委员会，2011年）中的规定。所有动物实验均在SPF（无特定病原体）设施中以无菌条件进行，并严格遵守来自不同政府机构（如美国国立卫生研究院）发布的《实验动物护理与使用指南》。相关实验方案已获得实验设施所属机构动物实验伦理委员会（例如，机构IACUC委员会）的批准。
1. 肿瘤移植的准备工作
<ol>
	<li>动物饲养
	<ol>
		<li>将Balb/c裸鼠（n=5）饲养于独立通风笼具中，环境温度为20–26 °C，相对湿度为30–70%，光照周期为12小时光照/12小时黑暗，垫料为玉米芯，每周更换一次，自由摄取经辐照灭菌的干燥颗粒饲料和无菌饮水。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>供体肿瘤组织制备
	<ol>
		<li>密切监测荷瘤供体小鼠的体重（BW，使用电子天平称量）和肿瘤体积（TV，使用游标卡尺测量）。</li>
		<li>当肿瘤体积达到800–1000 mm3时，在生物安全柜中对荷瘤动物实施安乐死。
		<ol>
			<li>将小鼠放入带有盖子的安乐死舱，通过盖子向舱内输送CO2气体。气体流速应足以使动物迅速失去意识，同时最大程度减少痛苦。CO2的适宜流速约为2–2.5 Lpm。</li>
			<li>通过观察动物是否恢复意识，确认安乐死完成。</li>
			<li>在出现明显临床死亡后，继续通气&#62;1分钟，以最大程度降低动物复苏的可能性。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>使用碘伏棉签对肿瘤周围皮肤进行消毒。去除邻近的非肿瘤组织后，将肿瘤组织收集至含有20 mL预冷（4 °C）PBS的培养皿中，预冷操作应在安乐死前完成。</li>
		<li>在另一培养皿中用PBS清洗肿瘤组织以去除血液成分，随后将其切开并剔除多余的皮肤、血管、钙化组织和/或坏死组织。</li>
		<li>仅将完整的肿瘤组织块转移至含有20 mL PBS的无菌50 mL离心管中，随后运送至独立的动物房进行移植操作。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 皮下肿瘤生长
<ol>
	<li>将肿瘤组织块皮下接种至免疫缺陷小鼠
	<ol>
		<li>使用手术刀将PDX肿瘤切割成2 mm大小的组织块，并将每块置于套管针中，用于皮下（SC）植入。</li>
		<li>使用5%异氟烷对受体动物进行麻醉（通过鼻罩维持1%浓度）。动物将逐渐放松，失去翻正反射，最终变得静止且对疼痛无反应。将麻醉后的小鼠固定于实验板上，呈右侧卧位，并用碘伏棉签消毒，尤其注意肿瘤接种部位周围的区域。</li>
		<li>在左后肢上方肩胛区皮肤处，使用手术刀做一长约0.5 cm的切口，然后用钝头镊子在皮下向肩前方向钝性分离，形成一个长约2–3 cm的皮下隧道&#160;。</li>
		<li>无菌操作下，从培养基中取出一块肿瘤组织，植入皮下隧道深处，每个接种位点植入一块。在使用伤口夹关闭切口前，需目视确认组织块已正确放置。</li>
		<li>监测接种肿瘤后的小鼠（5只），直至其恢复意识并能维持胸腹位卧姿，待其完全从麻醉中恢复后，再将其放回笼中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>荷瘤小鼠的健康监测
	<ol>
		<li>每日检查饮水和进食情况，每周记录一次体重。</li>
		<li>在常规观察中检查小鼠状态，记录其活动能力、呼吸、理毛行为、整体外观、摄食饮水情况、体重增减、腹水等任何异常表现。</li>
		<li>每周使用游标卡尺测量两次肿瘤体积（TV），以mm3表示，计算公式为：TV = 0.5 a × b2，其中a和b分别为肿瘤的长径和短径。</li>
		<li>当出现以下任一情况时，应实施安乐死以采集样本：体重减轻&#62;20%；活动能力受损（无法进食或饮水）；因明显腹水或腹部肿大而无法正常移动；呼吸困难；死亡。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 尸检与肿瘤组织采集
<ol>
	<li>当肿瘤体积达到 200–800 mm3 时，按照批准的方案对小鼠实施安乐死（参见步骤 1.2.2）。</li>
	<li>通过去除邻近的非肿瘤组织来收集肿瘤组织，随后将组织置于含有 AD+++ 的 50 mL 塑料管中（置于冰上），再进行解离。</li>
</ol>
4. PDX来源类器官培养的准备
注意：以下所有步骤均须按照组织培养的标准指南在生物安全柜内进行。使用前，将预热的96孔、24孔和6孔培养板置于37 °C培养箱中备用。
<ol>
	<li>试剂准备
	<ol>
		<li>制备基底膜提取物（BME）溶液（生长因子减少型，无酚红）。将10 mL BME置于4 °C冰箱中过夜。解冻后，轻轻旋转BME瓶以确保均匀分散。</li>
		<li>制备基础培养基/洗涤缓冲液AD+++。使用5 mL移液器向Advanced DMEM/F12培养基中加入5 mL 200 mM L-谷氨酰胺、1 M HEPES和青霉素-链霉素（Pen/Strep）。</li>
		<li>按照Sato等人的方法18配制结肠类器官培养基：在基础培养基中添加N-Ac（1 mM）、A83-01（500 nM）、B27（1x）、EGF（50 ng/mL）、Noggin（100 ng/mL）、烟酰胺（10 mM）、SB202190（10 nM）、R-spondin（500 ng/mL）、L-谷氨酰胺（2 mM）、HEPES（10 µM）、青霉素-链霉素（1x）和Y-27623（10 µM）19。</li>
		<li>制备AD+++消化液：在10 mL 1x类器官培养基中加入500 µL胶原酶II型（20 mg/mL）和10 µL Rho激酶抑制剂Y-27632（10 mM）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>肿瘤组织解离20
	<ol>
		<li>将肿瘤转移至50 mL塑料管中，再放入10 cm培养皿内。用尺子作为参照拍摄大体照片，并记录其状态描述（如大小、脂肪组织、血管化程度、坏死情况等）。</li>
		<li>通过抽吸去除过量AD+++，用剪刀将肿瘤组织剪成小块，随后将1–2块组织转移至2 mL微量离心管中，在干冰上快速冷冻。于-80 °C保存以用于基因组分析。将剩余组织继续剪碎成更小片段，用AD+++转移至50 mL塑料管中。</li>
		<li>用35 mL AD+++洗涤剪碎的组织2–3次，然后加入10 mL消化液（见步骤4.1.4），置于37 °C恒温摇床上以4 × g振荡1小时。</li>
		<li>使用5 mL无菌塑料移液器反复吹打消化后的组织使其均质化，随后加入20 mL AD+++，并通过100 µm细胞滤网过滤。</li>
		<li>用AD+++洗涤滤过物两次（每次以450 × g离心5分钟），然后用BME重悬沉淀（加入沉淀体积4倍量的BME），置于冰上保存19。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>类器官培养的制备
	<ol>
		<li>将BME细胞悬液以多滴形式加入6孔板中，每孔总量为200 µL。</li>
		<li>将培养板转移至37 °C培养箱。30分钟后，凝胶液滴将固化。</li>
		<li>向每孔中加入2 mL类器官培养基，并在转移至培养箱（37 °C，5% CO2）前通过显微摄影记录代表性液滴。</li>
		<li>每隔3–4天更换培养基以维持类器官培养，每7天或根据其生长状态和密度按1:2比例传代。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 组织病理学与下一代测序（NGS）分析
<ol>
	<li>组织病理学
	<ol>
		<li>使用 P1000 移液器将现有培养基中的类器官从孔中收集，随后离心（450 × g，5 分钟），用 PBS 洗涤，并在 10% 甲醛中固定 1 小时。</li>
		<li>将固定的类器官置于 50 mL 锥形管底部的 100% 明胶中，随后进行常规组织处理和包埋。</li>
		<li>对 4 mm 石蜡切片采用标准方案进行苏木精–伊红（H&amp;#38;E）染色。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>RNA测序和全外显子组测序
	<ol>
		<li>使用 P1000 移液器将现有培养基中的类器官从孔中收集，随后在 4 °C 条件下以最大速度（12,000 × g）用微量离心机离心 5 分钟。</li>
		<li>去除上清液以收集沉淀，确保无可见的 BME 存在，随后在微量管中速冻（干冰），然后转移至 -80 °C 冰箱保存。</li>
		<li>按照制造商提供的标准程序提取 RNA 或 DNA，并对 RNA测序和全外显子组测序（WES）进行高通量测序分析。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. IC50 测定20
<ol>
	<li>用于IC50检测的类器官在384孔板中的接种
	<ol>
		<li>向每个孔（6孔板）中加入20 µL的100倍浓度dispase溶液，该孔中已含有2 mL类器官培养基，用于消化基底膜基质（BME）并使类器官从BME液滴中解离，随后在37 °C孵育30分钟。</li>
		<li>将所有孔中消化后的类器官通过70 µm滤网用移液器转移至一个50 mL塑料离心管中，以收集类器官。</li>
		<li>在显微镜下计数类器官以确定其浓度。使用培养基重悬类器官，然后在冰上加入BME，使其最终浓度达到5%（v/v）。</li>
		<li>根据384孔板的加样图，使用液体分配器将50 µL类器官悬液加入每个孔中，接种密度为每孔200个CR2110 PDXO，使用相应的类器官培养基。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>顺铂和伊立替康处理
	<ol>
		<li>使用顺铂（最高浓度为100 µM）和“伊立替康”（最高浓度为10 µM）。根据药物梯度稀释方案，通过数字分配器进行连续稀释，向各孔中加入SN-38（伊立替康的代谢产物，而非通常用于in vivo研究的伊立替康本身），共设置9个剂量梯度。</li>
		<li>使用数字分配器的软件工具创建加样图。包括一个显示100%存活率的阴性对照（仅含溶剂），以及一个显示0%存活率的阳性对照（含5 µM星形孢菌素）。</li>
		<li>将加药后的384孔板重新放回37 °C培养箱中孵育。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>药物处理后类器官细胞活力的测定
	<ol>
		<li>在药物处理5天结束后，按照制造商推荐的操作流程，使用发光型细胞活力检测试剂测定类器官细胞活力。使用液体分配器将发光试剂加入各孔，在板式振荡器上混匀5分钟，随后在室温避光条件下孵育30分钟。</li>
		<li>使用发光多孔板读板仪记录各孔的发光信号。</li>
		<li>根据读板仪的原始读数计算各孔的归一化活力值，并通过非线性曲线拟合生成剂量-反应曲线及IC50值。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Tentler, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient-derived+tumour+xenografts+as+models+for+oncology+drug+development%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Patient-derived tumour xenografts as models for oncology drug development.</a> Nature Reviews Clinical Oncology. 9 (6), 338-350 (2012).</li>
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</ol>

所有作者均为 Crown Bioscience, Inc. 的现任或前任全职员工。

本报告中关于PDX-/PDXO-CR2110的初步数据表明，在基因组学、组织病理学和药理学方面，PDX与其衍生模型PDXO具有生物学等效性，因为两种模型均代表了源自患者原始肿瘤干细胞（CSC）的疾病形态。这两种模型均为患者来源的疾病模型，有望预测患者的临床治疗反应。10,11,12,21. 配对的 体外 和 体内 模型可以相互补充以 体外 筛选与验证 体内，提高药物发现的成功率，并可能降低临床开发中的淘汰率。值得注意的是，PDXO 现在可使高通量筛选（HTS）利用现有的大规模患者来源类器官文库，而 PDX 由于高昂成本和操作难度在此方面存在局限 体内 成本更高且耗时更长。毋庸置疑，匹配的PDX-PDXO文库有望在不久的将来成为支持药物发现和转化研究的首选平台。
<p class="jov...

癌症是一类具有高度异质性的遗传性和免疫性疾病。有效治疗手段的成功开发在很大程度上依赖于能够准确预测临床结果的实验模型。长期以来，大量经过充分表征的患者来源异种移植瘤（PDX）模型库被视为测试化疗和/或靶向治疗的首选转化性体内系统，因其能够重现患者的肿瘤特征、肿瘤异质性以及药物反应1，从而支持开展类似II期临床试验的小鼠临床试验，以提高临床成功率2,3。PDX通常被认为是癌症干细胞疾病，具有遗传稳定性，与细胞系来源的异种移植模型形成对比2。在过去几十年中，全球已建立了大量的PDX模型库，现已成为当今抗癌药物研发的主要工具。尽管PDX模型被广泛使用并具有重要的转化价值，但这些动物模型本质上成本高昂、耗时较长且通量较低，因此不适用于大规模筛选。此外，由于PDX模型具有免疫缺陷特性4，也不适用于免疫肿瘤学（IO）测试。因此，难以充分利用现有的大规模PDX模型库资源。
近期发现由Hans Clevers实验室率先开展5，已促成 体外 由成人干细胞培养生成的大多数上皮来源人体器官类器官的培养物5这些方案已进一步优化，可用于从多种适应症的人类癌瘤中假定的肿瘤干细胞（CSCs）培养类器官6,7这些患者来源的类器官（PDOs）具有基因组稳定性8,9 并且已被证明对临床治疗结果具有高度预测性10,11,12此外， 体外 PDO 的特性使其适用于高通量筛选（HTS）13，因此可能相较于后者具有优势 体内 模型，并利用大规模类器官库作为患者群体的替代。PDOs 有望成为重要的发现与转化研究平台，克服上述 PDXs 的诸多局限性。
PDO 和 PDX 均为患者来源且由肿瘤干细胞驱动的模型，可用于个体化治疗或临床试验模式下的药物疗效评估。目前已有的大规模 PDX 文库，例如包含 &#62;3000 个 PDX 的专有文库14,15,16,17，适用于快速构建肿瘤类器官文库（即 PDX 来源类器官，PDXO），从而获得与 PDX 模型配对的匹配型 PDX 与 PDXO 双模型文库。本报告描述了相对于其亲本 PDX-CR2110 模型，构建和表征结直肠癌 PDXO-CR2110 的实验流程16。

<table><tbody><tr><td>高级DMEM/F12</td><td>Life Technologies</td><td>12634028</td><td>基础培养基</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Hyclone</td><td>SH30243.01</td><td>洗涤液</td></tr><tr><td>II型胶原酶</td><td>Invitrogen</td><td>17101015</td><td>消化肿瘤</td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>康宁</td><td>356231</td><td>类器官培养基质（基底膜提取物，生长因子减量）</td></tr><tr><td>N-乙酰基</td><td>Sigma</td><td>A9165</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>A83-01</td><td>Tocris</td><td>2939</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>B27</td><td>Life Technologies</td><td>17504044</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>EGF</td><td>Peprotech</td><td>AF-100-15</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>Noggin</td><td>Peprotech</td><td>120-10C</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>烟酰胺</td><td>Sigma</td><td>N0636</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>SB202190</td><td>Sigma</td><td>S7076</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>胃泌素</td><td>Sigma</td><td>G9145</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>R-spondin</td><td>Peprotech</td><td>120-38-1000</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>L-谷氨酰胺</td><td>Life Technologies</td><td>35050038</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>Hepes</td><td>Life Technologies</td><td>15630056</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>青霉素-链霉素</td><td>Life Technologies</td><td>15140122</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>Y-27632</td><td>Abmole</td><td>M1817</td><td>类器官培养基</td></tr><tr><td>Dispase</td><td>Life Technologies</td><td>17105041</td><td>筛选实验</td></tr><tr><td>CellTiter-Glo 3D</td><td>Promega</td><td>G9683</td><td>筛选实验（发光型ATP指示剂）</td></tr><tr><td>多通道分液器</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>Multidrop combi</td><td>类器官铺板/CellTiter-Glo 3D 加样</td></tr><tr><td>数字分配器</td><td>Tecan</td><td>D300e</td><td>化合物添加</td></tr><tr><td>Envision 酶标仪</td><td>Perkin Elmer</td><td>2104</td><td>发光检测</td></tr><tr><td>Balb/c裸鼠</td><td>北京豪沃康生物科技有限公司</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RNAeasy Mini 试剂盒</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td>tRNA 纯化试剂盒</td></tr><tr><td>DNAeasy 血液 &amp;amp; 组织试剂盒</td><td>Qiagen</td><td>69506</td><td>DNA纯化试剂盒</td></tr><tr><td>Histogel</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>HG-4000-012</td><td>类器官包埋</td></tr></tbody></table>

创建匹配的pdx与pdx来源类器官体内/体外患者来源模型对用于癌症药理学研究

Creating Matched In vivo/In vitro Patient-Derived Model Pairs of PDX and PDX-Derived Organoids for Cancer Pharmacology Research

患者来源的肿瘤异种移植模型（PDX）被认为是目前最具预测性的临床前模型，通常认为其由癌症干细胞（CSC）驱动，适用于传统抗癌药物的评价。大规模的PDX模型库能够反映患者群体的多样性，从而支持基于人群的临床前试验（“类II期小鼠临床试验”）；然而，PDX模型存在通量低、成本高和实验周期长等实际局限性。肿瘤类器官同样是源于患者的、由癌症干细胞驱动的模型，可被视为PDX的体外对应模型，在处理大规模类器官或化合物库时能够克服部分PDX模型的限制。本研究描述了一种建立PDX来源类器官（PDXO）的方法，从而获得可用于体外与体内药理学研究的配对模型。根据批准的解剖程序，当皮下移植的PDX-CR2110肿瘤在荷瘤小鼠体内生长至200–800 mm3时，收集肿瘤组织，去除邻近的非肿瘤组织，并将其解离为小的肿瘤片段。将小肿瘤片段洗涤后通过100 µm细胞筛网过滤，以去除碎片。收集细胞簇，悬浮于基底膜提取物（BME）溶液中，并以固体液滴形式接种于6孔板中，周围加入液体培养基，在CO2培养箱中进行培养。每周两次在光学显微镜下观察类器官生长情况并拍照记录，同时每周更换液体培养基2至3次。培养后的类器官在7天后通过机械剪切法进行传代（传代比例为1:2），并辅以胰蛋白酶和10 µM Y-27632的添加，以破坏嵌入BME中的类器官结构。类器官在经离心从BME中释放后，分装至冻存管中进行长期冷冻保存，同时采集样本（如DNA、RNA和FFPE组织块）用于进一步的表征分析。

在光学显微镜下，PDXO 的形态特征与类器官典型形态一致，且经 H&amp;E 染色证实与亲本 PDX 相符 
在光学显微镜下，PDXO-CR2110 呈现典型的囊状结构（图 1A），这与既往报道的患者来源类器官（PDO）的形态相似，表明在相同培养条件下，PDXO 与 PDO 具有形态学上的相似性。
通过H&amp;E染色进行的组织病理学检查显示，PDXO-CR2110（图1B）的组织结构和细胞类型与原始的PDX-CR2110（图1C）一致，表明PDX和PDXO均源自同一肿瘤样本CR2110。该结果为PDXO与其亲本PDX在组织病理学上的相似性提供了证据。
转录组表达与全外显子组测序显示 PDXO-CR2110 与亲本 PDX-CR2110 具有高度相关性 
PDX-CR...

本文描述了一种利用患者来源的异种移植瘤（PDX）建立类器官的方法，用于体外筛选，从而获得匹配的体内/体外模型对。将PDX肿瘤通过机械或酶消化方法处理成小块，随后采用Clevers方法培养肿瘤类器官，并对这些类器官进行传代、冻存，以及与原始PDX进行比对表征。

创建匹配的PDX与PDX来源类器官体内/体外患者来源模型对用于癌症药理学研究

患者来源的肿瘤异种移植模型（PDX）被认为是预测性最强的临床前模型，其特性主要被认为由肿瘤干细胞（CSC）驱动……

本方案可用于建立配对的患者来源异种移植瘤（PDX）与相应患者来源类器官系的匹配文库。该方法的优势在于，可利用PDX建立类器官，用于体外筛选，从而获得匹配的体内/体外模型对。首先按照文本方案中所述方法收获肿瘤并处理组织。组织消化后，使用5毫升无菌塑料移液管将组织上下吹打混匀。然后向匀浆液中加入20毫升AD+，并通过100微米细胞滤筛过滤。用AD+将滤液洗涤两次，随后转移至塑料管中，在450 × g离心5分钟。将细胞在BME中重悬，并置于冰上。为制备类器官培养物，将200微升细胞悬液转移至六孔板的每个孔中，在37摄氏度下孵育30分钟。向每孔中加入2毫升类器官培养基，并在显微镜下观察具有代表性的液滴。将类器官培养物维持在37摄氏度、5%二氧化碳条件下，每三至四天更换一次培养基，并每七天以1:2的比例进行传代。类器官解离后，通过70微米滤网收集至50毫升塑料离心管中。在显微镜下计数类器官，并将其在冰上用基底膜提取物（BME）重悬，终浓度为5%。使用液体分配器将50微升类器官悬液加入每个384孔板中，每孔接种密度为200个CR2110 PDXO。使用数字分配器将SN38以连续稀释的方式加入各孔中。利用数字分配器的软件工具创建板图。处理组应包括以溶剂作为阴性对照（细胞活力为100%）和以5 µM星形孢菌素作为阳性对照（细胞活力为0%）。实验结束后，将加药处理的384孔板放回37摄氏度培养箱中。在光学显微镜下，PDXO CR2110呈现出典型的囊状形态，表明在相同培养条件下，PDX来源类器官与患者来源类器官具有相似性。通过H&E染色进行组织病理学检查，结果显示PDXO CR2110的组织结构和细胞类型与原始PDX CR2110相似。PDX与PDXO的基因组谱型比较显示，转录组表达的相关性达94.92%，DNA突变的一致性达97.67%，表明这对模型之间具有较高的整体基因组相似性。在384孔板上对PDXO CR2110进行了药物敏感性检测。PDXO CR2110对伊立替康敏感，对顺铂耐药，与PDX的治疗结果一致。体外与体内模型的配对可相互补充，用于体外筛选及体内验证，从而提高药物发现的成功率，并可能降低临床开发中的淘汰率。

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Research

科研

JoVE Journal

Cancer Research

癌症研究

为癌症药理学研究创建匹配的体内/体外患者衍生模型对 PDX 和 PDX 衍生器官

胰腺导管腺癌的患者来源类器官培养是一种快速建立的三维模型，能够高保真地代表上皮肿瘤细胞区室，为这种致命恶性肿瘤的转化研究提供了有力工具。本文中，我们提供了建立和扩增类器官以及利用这些模型进行相关生物学检测的详细方法。...

患者来源的胰腺导管腺癌类器官模型的分离与表征

本文介绍了一种基于肿瘤基因组特征选择靶向治疗方案并评估其疗效的实验流程。该方案描述了结构型DNA重排的鉴定与验证、将患者肿瘤组织移植至小鼠体内，以及对相应药物治疗反应的检测方法。...

利用结构DNA改变分析和患者来源异种移植模型测试癌症靶向治疗

在以下工作中，我们描述了建立结直肠癌和胰腺癌大型生物样本库所需的连续步骤。...

创建与维护活体生物样本库——我们的实践方法

高度准确的 体外 高通量检测系统被开发用于评估基于患者来源肿瘤类器官（PDOs）的抗癌药物，这类类器官类似于癌组织，但不适合用于 体外...

高通量 体外 使用患者来源肿瘤类器官的检测方法

本方案描述了一种用于中高通量类器官药物筛选的半自动化方法，以及一种不依赖显微镜型号的自动化图像分析软件，可用于定量和可视化分析多参数的单个类器官药物反应，以捕捉肿瘤内异质性。...

利用宽场活细胞成像进行大规模及单肿瘤类器官分析的多参数类器官药物筛选

本方案建立并表征了间变性甲状腺癌（ATC）和头颈部鳞状细胞癌（HNSCC）的患者来源异种移植（PDX）模型，因为PDX模型正迅速成为转化肿瘤学领域的标准模型。...

建立并表征间变性甲状腺癌和头颈部鳞状细胞癌的患者来源异种移植模型

我们介绍了一种可用于利用患者来源的卵巢癌类器官进行药物疗效测试的实验方案。...

用于临床前药物测试的卵巢癌患者来源类器官模型

肿瘤类器官已彻底改变了癌症研究及个体化医疗的方法。它们代表了一种具有临床相关性的肿瘤模型，使研究人员能够在临床治疗中领先于肿瘤的发展。本方案建立了源自新鲜胰腺肿瘤组织样本及胰腺腺癌患者来源异种移植瘤的肿瘤类器官。...

从新鲜组织建立胰腺癌来源的肿瘤类器官和成纤维细胞

患者来源的肿瘤类器官是基础与转化研究中一种复杂的模型系统。本文详细介绍了利用多重荧光活细胞成像技术，对不同类器官表型进行同步动力学评估的方法。...

用于癌症患者来源类器官模型中药物反应的多重活细胞成像

在此，我们介绍一种通过培养新鲜黑色素瘤组织解离后的细胞悬液来生成黑色素瘤患者来源类器官的实验方案。这些类器官能够真实地再现患者特异性的肿瘤特征 体外 为研究肿瘤免疫抑制机制、药物筛选、耐药机制及癌症监测方法提供了创新途径。...

利用黑色素瘤患者来源类器官模型揭示治疗新机遇

学习从PDX肿瘤中建立患者来源类器官的方法，用于创建匹配的体内/体外模型进行癌症药物筛选。该方法通过酶解消化和组织处理生成类器官系，可保持与原始PDX的基因组一致性，为肿瘤生物学研究和抗癌药物开发提供可靠的体外筛选平台。

创建匹配的PDX与PDX来源类器官体内/体外患者来源模型对用于癌症药理学研究

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