Name: 最大等轴泰塔尼奇力测量大鼠的蒂比亚利斯前肌肉 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: 学习大鼠胫骨前肌最大等长强直收缩力的测量方法，用于评估坐骨神经损伤后的运动功能恢复。该方案提供标准化的电生理刺激和数据分析流程，为周围神经修复研究提供可靠的量化指标。

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本研究由美国国立卫生研究院下属的国家神经疾病与卒中研究所资助，项目编号为 RO1 NS 102360。本内容仅由作者负责，不代表美国国立卫生研究院的官方观点。

所有动物实验程序均经机构动物照护与使用委员会（IACUC A334818）批准。
1. 力传感器的校准
<ol>
	<li>确保计算机已正确连接至 USB-6009 多功能 I/O 数据采集（DAQ）设备，该设备应进一步连接至力传感器。 
	注意：其他大鼠品系或物种可能需要不同的载荷细胞力传感器，因为预期会产生更大的力44。</li>
	<li>将一个由改装手术止血钳制成的定制夹具连接到安装在真空底座可调杠杆臂上的力传感器。 
	注意：该定制夹具由一个带有紧固螺丝的改装手术止血钳构成，可调节张力（图 1）。</li>
	<li>将包含两个用于固定大鼠后肢的木块的定制有机玻璃测试平台放置在桌面上。 
	注意：只要克氏针能够穿透并固定，也可使用聚氨酯等其他材料代替木材。</li>
	<li>使用真空底座将夹具、力传感器和可调杠杆臂组合件垂直固定在测试平台上。</li>
	<li>在夹具上安装一个挂钩或环，用于校准砝码。</li>
	<li>打开计算机并启动软件（例如 LabVIEW）。</li>
	<li>软件启动后，运行用于 ITF 测量的自定义虚拟仪器（VI）（图 2）。 
	注意：图 2 包含 VI 片段中的 LabVIEW 代码。该 VI 片段可拖放到 LabVIEW 的程序框图中，将自动转换为图形化代码。本实验中，采样率设置为 2000 Hz，每次迭代读取 25 个样本。</li>
	<li>按下左上角的白色箭头运行 VI，并选择 新建校准。新窗口将打开。</li>
	<li>以零重量（仅夹具及其附带的挂钩或环）开始校准过程，然后按 确定。</li>
	<li>依次添加 10、20、30 和 50 克的砝码，并在每次称重后按 确定。</li>
	<li>完成全部五次测量后，点击 处理。</li>
	<li>仅当 VI 上的图表显示为正线性曲线时，才接受这些数值（图 3）。</li>
	<li>将夹具、力传感器和可调杠杆臂组合件重新水平安装在测试平台上。此位置将用于测量 ITF。</li>
	<li>点击 归零，窗口将自动关闭。</li>
</ol>
2. 实验动物
<ol>
	<li>使用体重在 300–500 g 之间的雄性 Lewis 大鼠。 
	注意：为了比较神经再生情况，对照组和实验组必须使用相同品系的大鼠，因为体重和自噬行为的发生率具有品系依赖性，可能对 ITF 的结果产生显著影响10,32,45,46,47。</li>
</ol>
3. 手术准备
<ol>
	<li>手术前准备好所有所需的外科器械（材料表）。</li>
	<li>称量动物体重，以确定所需麻醉剂的剂量。</li>
	<li>将大鼠置于充满含3%异氟烷氧气混合气体的麻醉诱导舱中，进行麻醉诱导。</li>
	<li>通过腹腔注射给予混合麻醉剂（10份氯胺酮（100 mg/mL）与1份赛拉嗪（100 mg/mL）混合），剂量为1 mL/kg体重，使大鼠进入深度麻醉状态。通过脚趾夹捏反应及呼吸频率观察来监测麻醉深度。</li>
	<li>在首次注射氯胺酮/赛拉嗪混合剂约30分钟后，为维持整个实验过程中充分的麻醉状态（定义为低呼吸频率且对脚趾夹捏无反应），需追加仅含氯胺酮（100 mg/mL）的药物，剂量为0.3–0.6 mL/kg体重，经腹腔注射给予。 
	注意：必须精确给予所需麻醉剂量，因为麻醉过量无法逆转。</li>
	<li>使用电动剪刀小心剃除大鼠后肢的毛发。</li>
	<li>将大鼠俯卧位放置于加热垫上，以维持体温在37 °C。可选地，可通过直肠温度计监测体温。</li>
	<li>向大鼠颈部松弛皮肤下皮下注射5 mL 0.9%氯化钠（NaCl）溶液，以在整个实验过程中维持充足的水合状态。</li>
	<li>由于本操作为非存活性实验，手术区域和器械无需无菌处理。操作者应穿戴个人防护装备（PPE），建议使用手术放大镜以清晰观察解剖结构。</li>
</ol>
4. 腓总神经的手术入路
<ol>
	<li>根据需要首先测量的一侧，将大鼠置于右侧或左侧卧位。</li>
	<li>使用手术刀15号刀片，在股骨大转子处开始，沿股骨方向平行于其走向，在大腿后外侧皮肤上做一个2-3 cm的切口。</li>
	<li>辨认股二头肌与臀大肌和股外侧肌之间的间隙，使用肌腱剪进行钝性分离，以分开这些肌肉并暴露其下方的坐骨神经。</li>
	<li>定位坐骨神经的三分叉处，并放置牵开器以获得更好的术野暴露。坐骨神经的三个分支包括腓总神经、胫神经和腓肠神经。</li>
	<li>使用弯头显微外科镊分离坐骨神经的腓总神经分支（通常是最腹侧的分支）。 
	&#8203;注意：若存在不确定性，可使用手术神经刺激器轻轻刺激所分离的神经，并观察运动反应。刺激腓总神经会引起足背屈。</li>
</ol>
5. 胫骨前肌远端肌腱的解剖
<ol>
	<li>为了暴露胫骨前肌（TA肌）及其止点，从膝关节处开始，沿小腿前外侧向下切开皮肤，直至后肢足背内侧。</li>
	<li>使用15号手术刀片的手术刀，将远端TA肌腱从周围组织中分离出来。</li>
	<li>用蚊式钳钝性分离TA肌腱至其止点，并尽可能远端切断肌腱。保持近端TA肌不受干扰，以保留其神经血管蒂。 
	&#8203;注意：应定期（约每5分钟）用预热至37 °C的0.9% NaCl溶液润湿TA肌，以防止肌肉冷却和干燥。</li>
</ol>
6. 等长强直收缩力测量
<ol>
	<li>根据颜色将双极电极电缆和接地电缆连接到双极刺激器设备上。</li>
	<li>将双极电极电缆的另一端连接至微型电极。 
	注意：参考电极（红色，阳极）应置于远端，而作用电极（黑色，阴极）应置于近端。</li>
	<li>将动物连同加热垫一起转移至测试平台。</li>
	<li>使用两根1 mm克氏针穿过踝关节和股骨远端外侧髁，将大鼠后肢固定在木块上，注意避开膝关节后侧。 
	警告：避免损伤位于股骨髁背侧的腘动脉和腘静脉。</li>
	<li>利用真空底座将带有定制夹具的支架固定在测试平台上。</li>
	<li>将胫前肌（TA肌）远端肌腱牢固固定于连接力传感器的夹具中。 
	注意：夹具和力传感器应与胫前肌的走向保持平行。</li>
	<li>将牵开器置于大鼠大腿后外侧，以暴露腓总神经。 
	注意：坐骨神经及其分支应持续用预热的0.9% NaCl溶液（37 °C）保持湿润，防止冷却和干燥。</li>
	<li>将接地电缆插入周围肌肉组织中（例如股外侧肌）。 
	注意：Grass SD9刺激器需要接地电缆以减少电干扰；新型刺激器可能无需额外接地电缆。</li>
	<li>将腓总神经钩挂于微型电极上，并使用平台上的支架固定其位置（图4）。 
	注意：确保仅有腓总神经被钩挂在微型电极上。</li>
	<li>优化肌肉长度
	<ol>
		<li>打开双极刺激器设备，并设置参数如下：方形单相脉冲，延迟2 ms，刺激脉冲持续时间0.4 ms，刺激强度2 V。 
		注意：延迟时间指同步输出脉冲与刺激脉冲前沿之间的时间间隔。</li>
		<li>在虚拟仪器（VI）中选择参数测试，并开启触发采集。</li>
		<li>通过调节连接力传感器的杠杆臂来增加肌肉长度（预负荷）。</li>
		<li>从10 g预负荷开始，以10 g为增量逐步增加，直至确定最大主动肌力。</li>
		<li>对每个预负荷水平，使用双极刺激器设备上的按钮连续施加两次单收缩刺激。输出结果将在屏幕上显示，同时大鼠足部应出现背屈反应。 
		注意：每次刺激神经前，务必使用棉签清除神经周围多余的0.9% NaCl溶液，以确保信号不会传导至周围组织。</li>
		<li>如需停止测量，在虚拟仪器（VI）中再次点击触发采集。</li>
		<li>若程序自动识别出两次峰值输出力，则点击接受；若程序未能自动识别，点击拒绝并手动选择峰值。两次峰值输出力将被取平均值作为平均峰值输出力（图5）。</li>
		<li>通过从平均峰值输出力中减去预负荷，计算主动肌力。</li>
		<li>记录每个预负荷对应的主动肌力，以观察趋势并识别最大主动肌力（图6）。也可使用电子表格进行记录。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>等长强直收缩力的测量
	<ol>
		<li>确定理想肌肉长度后，让肌肉在零预负荷下休息5分钟，再开始强直性肌肉收缩实验。</li>
		<li>在此期间，将虚拟仪器（VI）中的模式从参数测试切换至频率测试，并将双极刺激器设备的刺激强度调整为10 V。</li>
		<li>保持延迟时间和刺激脉冲持续时间分别为2 ms和0.4 ms。</li>
		<li>采用递增的刺激频率测量等长强直肌力，起始频率为30 Hz，每次增加30 Hz，直至观察到最大肌力平台期。</li>
		<li>点击触发采集，并将肌肉长度设定为预先确定的最佳长度。</li>
		<li>按下双极刺激器设备上的重复按钮，引发持续最多5秒的强直刺激，或直至明显观察到力峰值为止。 
		注意：每次刺激神经前，务必使用棉签清除神经周围多余的0.9% NaCl溶液，以确保信号不会传导至周围组织。</li>
		<li>为采集数据，再次按下触发采集，并记录最大输出力。若程序未能自动检测到峰值最大输出力，则点击拒绝并手动选择峰值。</li>
		<li>在开始下一次强直性肌肉收缩前，再次让肌肉在零预负荷下休息5分钟。 
		注意：应定期（约每5分钟）用预热的0.9% NaCl溶液（37 °C）湿润胫前肌，防止冷却和干燥。</li>
		<li>持续增加刺激频率，直至达到最大肌力平台期。该平台期定义为最大等长强直肌力。 
		注意：完成此步骤后，移除克氏针，对皮肤进行 staples 或缝合处理，并从第4步开始重复整个操作流程至对侧后肢。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

本方案描述了一种先前已验证的方法，用于获取大鼠模型中胫骨前肌（TA肌）准确的最大等长张力（ITF）测量值32。在临床背景下，实验性神经重建治疗后最大肌力的恢复是主要关注点，因为它不仅证明神经已再生，还表明其与靶肌肉建立了功能性连接。ITF可用于小段神经缺损模型，例如大鼠坐骨神经模型32；通过对本方案进行少量修改，也可应用于较大神经缺损的兔模型33。
为确保获得一致且可靠的肌肉最大等长收缩力测量结果，有几个关键步骤需要考虑。先前已有文献描述了仔细选择麻醉类型以避免骨骼肌副作用的重要性32,33。使用异氟烷（isoflurane）已被证明会导致肌肉力量随时间下降，这可能归因于其诱导肌浆网释放钙离子的能力33,48...

创伤性周围神经损伤导致的运动功能丧失对患者的生活质量和经济状况具有显著影响1,2,3。由于多年来手术技术改进有限，该类患者的预后仍然不佳4。直接无张力端对端外膜修复是目前标准的手术重建方法。然而，在存在较长神经缺损间隙的情况下，自体神经移植桥接已被证实效果更优5,6。自体神经移植所伴随的供区并发症及可用移植材料的有限性，促使人们寻求替代技术7,8。
实验动物模型已被用于阐明周围神经再生的机制，并评估多种重建性治疗和药物治疗方案的效果8,9。其中，大鼠坐骨神经模型是最常用的动物模型10。其体型较小，易于操作和饲养。由于大鼠具有卓越的神经再生能力，干预与结果评估之间所需时间较短，从而可相对降低研究成本11,12。该模型的其他优势还包括神经纤维结构与人类具有形态学上的相似性，以及存在大量可供比较的历史研究数据13。然而，后者应谨慎对待，因为不同研究之间采用的结局评估指标差异较大，导致结果难以直接比较14,15,16,17,18。
用于评估神经再生的结局指标从电生理学到组织形态计量学不等，但这些方法仅具有相关性，并不一定直接测量运动功能的恢复情况14,15。再生的神经纤维可能未形成适当的连接，从而导致功能性连接数量被高估14,15,19,20。目前，证明靶器官正确再神经支配的最佳且临床相关性最强的测量方法仍是肌肉功能的评估21,22,23。然而，为动物模型建立运动功能评估工具具有挑战性。Medinaceli 等人首次描述了步态足迹分析法，该方法已成为实验性周围神经研究中评估功能恢复最常用的方法21,24,25,26,27,28。步态足迹分析法通过测量行走大鼠的足印参数来计算坐骨神经功能指数（SFI）21,29。然而，步态足迹分析存在诸多主要局限性，例如足趾挛缩、自残行为、足印拖抹以及与其他再神经支配指标的相关性较差，因此有必要采用其他参数来量化功能恢复情况30,31。
在既往对Lewis大鼠的研究中32 和新西兰兔33我们验证了胫骨前肌（TA）等长强直收缩力（ITF）的测量方法，并证明了其在评估不同类型神经修复后肌肉功能恢复中的有效性34,35,36,37,38,39胫骨前肌（TA）因其相对较大的体积、由坐骨神经的腓总分支支配以及明确的生化特性而尤为适合40,41,42,43当肌肉长度（前负荷力）和电学参数优化后，ITF在大鼠中提供的左右侧变异率为4.4%和7.5%32 和兔子33分别。
本文提供了在大鼠坐骨神经模型中测量ITF的详细方案，包括术前规划、腓总神经暴露及远端胫前肌肌腱分离手术操作的全面描述。通过设定刺激强度和持续时间的预定义值，确定最佳肌肉长度和刺激脉冲频率。在确定这四个参数后，即可持续且准确地测量ITF。

<table><tbody><tr><td>0.9% 氯化钠</td><td>Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA</td><td>G130203</td><td></td></tr><tr><td>1 mm 克氏针</td><td>Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>艾德森组织镊</td><td>ASSI, Westbury, NY, USA</td><td>MTK-6801226</td><td></td></tr><tr><td>双极电极导线</td><td>Grass Instrument, Quincy, MA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>双极刺激器设备</td><td>Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>棉签</td><td>Cardinal Health, Waukegan, IL, USA</td><td>C15055-006</td><td></td></tr><tr><td>弯蚊式止血钳</td><td>ASSI, Westbury, NY, USA</td><td>MTK-1201112</td><td></td></tr><tr><td>力传感器 MDB-2.5</td><td>Transducer Techniques, Temecula, CA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>4x4 纱布垫</td><td>Covidien, Mansfield, MA, USA</td><td>2733</td><td></td></tr><tr><td>接地导线</td><td>Grass Instrument, Quincy, MA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷麻醉舱</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>定制</td></tr><tr><td>氯胺酮</td><td>Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ</td><td>42023-115-10</td><td></td></tr><tr><td>LabView 软件</td><td>National Instruments, Austin, TX</td><td></td><td></td></tr><tr><td>环形物</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>定制</td></tr><tr><td>显微外科弯镊</td><td>ASSI, Westbury, NY, USA</td><td>JFA-5B</td><td></td></tr><tr><td>显微外科剪刀</td><td>ASSI, Westbury, NY, USA</td><td>SAS-15R-8-18</td><td></td></tr><tr><td>显微外科直镊</td><td>ASSI, Westbury, NY, USA</td><td>JF-3</td><td></td></tr><tr><td>牵开器</td><td>ASSI, Westbury, NY, USA</td><td>AG-124426</td><td></td></tr><tr><td>15 号手术刀片</td><td>Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA</td><td>371115</td><td></td></tr><tr><td>细身皮肤缝合器</td><td>Covidien, Mansfield, MA, USA</td><td>8886803512</td><td></td></tr><tr><td>微型电极</td><td>Harvard Apparatus, Holliston, MA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>外科神经刺激器</td><td>Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA</td><td>9094</td><td></td></tr><tr><td>Terrell 异氟烷</td><td>Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA</td><td>H961J19A</td><td></td></tr><tr><td>测试平台</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>定制</td></tr><tr><td>肌腱剪</td><td>ASSI, Westbury, NY, USA</td><td>ASIM-187</td><td></td></tr><tr><td>可追溯大数字计时器/秒表</td><td>Fisher Scientific, Waltham, MA, USA</td><td>S407992</td><td></td></tr><tr><td>USB-6009 多功能 I/O 数据采集 (DAQ) 设备</td><td>National Instruments, Austin, TX</td><td>779026-01</td><td></td></tr><tr><td>真空底座固定器</td><td>Noga Engineering &amp; Technology Ltd., Shlomi, Isreal</td><td>N/A</td><td>附带夹具为定制</td></tr><tr><td>砝码（10 g）</td><td>Denver Instruments, Denver, CO, USA</td><td>820010.4</td><td></td></tr><tr><td>砝码（20 g）</td><td>Denver Instruments, Denver, CO, USA</td><td>820020.4</td><td></td></tr><tr><td>砝码（50 g）</td><td>Denver Instruments, Denver, CO, USA</td><td>820050.4</td><td></td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td>Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada</td><td>1XYL002</td><td></td></tr></tbody></table>

大鼠胫骨前肌最大等长强直力测定

Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat

创伤性神经损伤会导致显著的功能丧失，节段性神经缺损通常需要使用自体移植神经移植物进行修复。由于自体神经来源有限且存在供区并发症，神经再生领域的许多研究致力于探索替代技术以桥接节段性神经缺损。为了评估手术或药物实验治疗的效果，大鼠坐骨神经模型常被用作生物测定手段。在大鼠模型中，有多种用于评估神经再生程度的结局指标。靶肌肉的最大输出力仍是实验疗法向临床转化最为相关的结局指标。等长收缩力测定法用于测量强直性肌肉收缩，此前已被描述为一种可重复且有效的技术，可用于评估大鼠和兔模型中神经损伤或修复后的运动功能恢复。在本视频中，我们将逐步介绍这一宝贵的操作流程，采用优化参数评估大鼠坐骨神经缺损模型中胫骨前肌的功能恢复情况。我们将详细说明必要的术前准备、手术入路以及腓总神经和胫骨前肌肌腱的解剖分离过程。此外，将详细介绍等长强直收缩力的测量技术，包括确定最佳肌肉长度和刺激脉冲频率的方法，并演示如何测量最大强直肌肉收缩力。

测量ITF时使用五个参数，包括肌肉张力（预负荷力）、刺激强度（电压）、刺激脉冲频率、0.4 ms的刺激持续时间以及2 ms的延迟。在测量ITF之前，需通过参数测试中以2 V强度进行两次单次抽搐肌肉收缩，来确定最佳肌肉张力。这些刺激会引起足部背屈，并在虚拟仪器的图中产生输出信号（图5）。理想的单次抽搐曲线表现为迅速上升的垂直段，代表收缩期，紧接着是较缓慢下降的垂直段，代表舒张期。程序会自动计算这两次峰值输出力的平均值，但需手动从平均输出力中减去预负荷力，以计算主动收缩力。在图5的示例中，10 g的预负荷导致两次峰值输出力分别为411.09 g（4.03 N）和379.78 g（3.73 N），其平均值为395.43 g（3.88 N）。当将每个预负荷下的主动收缩力绘制成图时，可识别出最大主动收缩力。这些主动收缩力通常呈现钟形曲线，对于体重为300–500 g的Lewis大鼠，最大主动收缩力通常在30–40 g（0.29–0.39 N）左右（图6）。
<p...

运动功能恢复的评估仍然是实验性周围神经研究中的基准结局指标。通过测定大鼠胫骨前肌的等长强直收缩力，是评估坐骨神经缺损修复后功能结局的重要工具。本文详细介绍了该方法及其技术细节。

创伤性神经损伤会导致显著的功能丧失，节段性神经缺损通常需要使用自体移植神经进行修复……

本视频的总体目标是逐步演示如何测量大鼠胫骨前肌的等长强直力，这是一种可重复且经过验证的方法，用于评估坐骨神经损伤或重建后的功能恢复情况。大鼠坐骨神经缺损模型常用于评价周围神经损伤的实验性治疗方案。为了复制大鼠节段性神经缺损的金标准治疗方法，通常会切除一段10毫米的坐骨神经，并将其反转后作为间置自体移植段植入原位。在实验性治疗中，可使用其他技术重建神经缺损，例如神经异体移植或导管桥接。为了将这些实验性技术转化为临床应用，测量靶肌肉运动功能恢复程度至关重要。在本视频中，我们将介绍如何通过刺激腓总神经来评估胫骨前肌的运动功能恢复情况。首先校准力传感器，开始实验操作。将包含两个木块的测试平台放置在操作台上。确保计算机已连接数据采集设备，且该设备已连接至力传感器。使用真空底座将力传感器垂直固定在测试平台上。将环形装置固定到校准砝码的夹具上。打开软件，运行等长强直力测量的虚拟仪器，并选择新的校准。校准从吊环上无任何重量开始。随后依次添加 10、20、30 和 50 克的砝码，并在每次称重之间采集数据。当完成全部五次称重数据采集后，选择“处理”。若校准成功，图表应显示一条正向的线性曲线，接受该数值以继续操作。从夹具上取下环和砝码，并将力传感器水平重新放置在测试平台上。选择“归零”以完成校准过程。使用异氟烷麻醉舱诱导麻醉后，剃除大鼠后肢的毛发，并将其置于37摄氏度的加热垫上。通过腹腔注射氯胺酮和赛拉嗪混合物使大鼠深度麻醉，并皮下注射5至6毫升生理盐水，以在整个手术过程中维持充足的水合状态。将大鼠侧卧，于股骨后外侧做一2至3厘米长的切口，与股骨平行。为了暴露坐骨神经的腓总神经分支，需分离股二头肌与臀大肌及股外侧肌之间的筋膜平面。将拉钩置于分离后的肌肉之间，以更好地暴露坐骨神经。辨认坐骨神经分为三支的分叉处，即腓总神经、胫神经和腓肠神经。使用弯头镊子将腓肠神经分支从周围组织中分离出来。若存在不确定性，可轻轻夹捏该神经，并观察后肢足部是否出现背屈运动反应。为暴露胫骨前肌，将大鼠仰卧放置，切开下肢前外侧部位，切口从膝关节开始，延伸至足部的中背侧。分离胫前肌远端肌腱与周围组织。使用蚊式镊钝性分离肌腱至其止点，并在止点处剪断肌腱。等长强直力测量过程的第一步是优化肌肉长度，也称为参数测试。将大鼠连同加热垫一起转移至测试平台，使用两根1毫米克氏针将后肢固定在木块上。第一根克氏针穿过股骨远端，第二根穿过踝关节。将微型电极固定架连接到测试平台上，并将夹具置于腓总神经位置周围。将接地线插入周围肌肉中，并将牵开器复位，以暴露腓总神经。将双极电极导线连接至微型电极上，使用弯头镊子将电极钩在腓总神经周围。利用固定器上的夹子固定微型电极的位置。将胫骨前肌远端肌腱夹在与力传感器相连的夹子上。为了获得准确的测量结果，力传感器必须与胫骨前肌的走向平行。确保大鼠参考导线连接在微型电极的远端，黑色活性电极导线连接

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