Name: 在体内 小鼠劣质橄榄中的钙成像 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-10T14:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: 了解成年小鼠下橄榄核钙成像的手术方法，通过腹侧入路暴露脑干并使用GRIN透镜记录神经元活动。该技术可实时监测运动协调相关神经元的时空动态模式。

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我们感谢冲绳科学技术大学院大学媒体中心的Andrew Scott在视频录制和编辑方面提供的帮助。同时，我们感谢Hugo Hoedemaker在开发暴露脑干的手术方法方面提供的协助，以及Kevin Dorgans博士在绘制图示插图方面提供的帮助。此外，我们衷心感谢Salvatore Lacava为视频提供的配音解说，以及nRIM团队所有成员及其宠物在COVID-19困难时期对身心健康的持续支持。

遵循所有适用的国际、国家和机构关于动物护理和使用的指南。在立体定向病毒载体注射过程中采用了无菌手术技术。
1. 立体定位病毒载体注射
注意：携带表达GCaMP6s遗传物质的病毒（AAV9.CAG.GCaMP6s.WPRE.SV40）按照先前所述方法进行立体定位注射7,8，并做了如下修改。
<ol>
	<li>使用石英玻璃（外径：1.14 mm，内径：0.53 mm）替代硼硅酸盐玻璃，利用激光毛细管拉制仪并根据产品手册调整参数，制备用于颅内注射的长而刚性的锥形移液管。拉制完成后，用手术刀从移液管尖端切去1-2 mm，获得长度为8-10 mm、尖端内径为15-20 µm的锥形部分（图1a）。最后使用旋转式微移液管修磨仪将尖端修磨成30°针形，以利于更顺利地穿透脑组织并减少移液管弯曲（图1a）。 
	注意：常用的硼硅酸盐玻璃移液管在拉制成此长度时会过于柔软，难以准确靶向深部脑区。本研究中使用纳米升注射器配合玻璃移液管递送病毒。也可选用精密玻璃注射器或压力注射器替代。</li>
	<li>确保小鼠胸部置于加热垫上，使其颈部不被拉伸，并提供充分的身体支撑；在将小鼠固定于立体定位仪时，务必格外小心地调平颅骨（图1b）。 
	注意：前囟（bregma）与后囟（lambda）在垂直方向上的高度差应小于0.05 mm。</li>
	<li>以前囟为参照，向尾侧6.2 mm、外侧±0.5 mm、腹侧6.6 mm作为靶向主下橄榄核（principal IO nucleus）的定位坐标（图1c）。 
	注意：脑组织的精确调平将显著提高病毒注射的成功率。实验人员必须确认这些坐标，因为不同实验室、小鼠品系及操作者之间可能存在显著差异。为本出版物制作视频材料时，我们使用了一只雄性C57Bl/6J小鼠。</li>
	<li>按照相关机构指南，对接受病毒感染的动物进行术后护理和饲养，持续3-4周。</li>
</ol>
<img alt="颅内电极放置示意图；斜面尖端电极制备，大鼠脑部前囟-后囟对齐。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62222/62222fig01.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图1"> 
图1：立体定位病毒载体注射。（a）激光拉制的石英玻璃移液管具有10–12 mm长的直锥形尖端。拉制完成后，从尖端剪去1–2 mm。通过将尖端打磨成30°针状斜面完成移液管的制备。（b）正确的注射依赖于小鼠身体在立体定位仪框架中的适当位置。支撑小鼠胸部以防止颈部拉伸。通过将前囟（bregma）和后囟（lambda）调至水平对齐来调整小鼠头部位置。（c）IO相对于前囟的坐标位置显示为小鼠颅骨的背侧视图（左）和脑组织的冠状切面视图（右上）。注射到达下橄榄核（IO）的主核外侧部（IOPr）和背侧亚核（IOD）（右下）。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62222/62222fig01large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
2. 腹侧入路手术器械与耗材的准备
<ol>
	<li>准备插管管：从20号导管的尖端切出一个5至6 mm长、0.8 mm宽的切口，使插管动物能够呼气（图2a）。 
	注意：如果使用带有恒定气流的普通异氟烷蒸发器，则需要该切口。如果在蒸发器基础上同时使用呼吸机，则可保持导管完整。</li>
	<li>准备用于在气管切开术期间支撑气管的钝针。用钳子剪去25号针头的尖锐针尖，并用砂纸将断裂面磨平。再用钳子将钝针中部弯曲约15°。 
	注意：弯曲的针头可轻柔地抬起气管，从而减少气管变形。</li>
	<li>将50 mg/mL的氯胺酮用生理盐水稀释至15%，最终浓度为7.5 mg/mL。</li>
	<li>准备好清洁的手术器械及耗材，包括利多卡因凝胶、生理盐水、明胶海绵、吸收性棉签、凡士林和清洁纸巾。</li>
	<li>打开异氟烷蒸发器，将动物加热垫设置为38 °C。</li>
	<li>将立体定位仪的鼻锥水平旋转180°，使小鼠可腹侧朝上固定于框架中。调节鼻锥高度，使其与耳杆处于同一水平。</li>
</ol>
3. 麻醉给药及小鼠手术前准备
<ol>
	<li>使用电子天平称量动物体重，并计算所需注射的稀释氯胺酮用量。 
	注意：每公斤体重所需氯胺酮总量为 56.25 mg，因此稀释后的氯胺酮注射体积为每公斤体重 7.5 mL。单独使用氯胺酮的缺点包括肌肉松弛效果差、心动过速以及肌张力增高9。然而在本方案中，氯胺酮仅用于气管切开期间短暂中断异氟烷给药的 10–20 秒窗口。通过将此步骤尽可能缩短，异氟烷的麻醉效果不会显著减弱，使用氯胺酮所带来的缺点也被最小化。</li>
	<li>将小鼠放入预先充满 5% 异氟烷的麻醉诱导舱中。当动物失去翻正反射、呼吸加深变慢，表明已完全麻醉，此时将异氟烷气流切换至立体定位仪的鼻罩，并将异氟烷浓度降至 2.5%。</li>
	<li>将动物腹侧朝上固定于立体定位仪中（图 2b）。调节鼻罩的高度和俯仰角度，确保动物呼吸顺畅。使用预热的加热垫维持动物体温。 
	注意：用纸巾或铝箔覆盖动物身体下部有助于维持体温。</li>
	<li>使用剃毛器和脱毛膏去除喉部和大腿区域的皮肤毛发（图 2b）。在喉部皮肤表面局部涂抹利多卡因凝胶。 
	注意：第 6 步骤中将使用的大腿夹式外周血氧饱和度（SpO2）传感器，在无毛皮肤上工作效果最佳。</li>
	<li>使用直肠温度计监测动物体温（图 2b）。</li>
	<li>腹腔注射 1 mL 温热（37 °C）生理盐水，以补偿手术过程中的液体流失。</li>
	<li>通过用力捏压后肢脚趾评估麻醉深度，不应引起任何可察觉的反应。</li>
</ol>
<img alt="动物手术准备示意图；a：移液管切割过程；b：SpO2传感器和温度探头的装置" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62222/62222fig02.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Figure 2"> 
图2：腹侧入路手术的准备。（a）通过在20号导管尖端切出一个长约5-6 mm、宽约0.8 mm的切口，制备插管管。（b）将动物仰卧固定于立体定位仪上，并调整鼻罩角度，确保动物呼吸顺畅。剃除咽喉部和大腿区域的毛发。将SpO2传感器连接至大腿，以监测小鼠生命体征。插入直肠温度探头以监测小鼠体温。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62222/62222fig02large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
4. 气管切开与插管（20-25 分钟）
<ol>
	<li>暴露气管。
	<ol>
		<li>沿颈部正中线纵向切开皮肤。使用钝性分离法将颈部皮肤与下方内脏组织分离，并剪除皮肤以暴露唾液腺（图3a-b, 4a）。</li>
		<li>用镊子将唾液腺从结缔组织中游离，并向侧方翻起，以暴露被胸骨舌骨肌覆盖的气管（图3b-c）。 
		注意：可在暴露的组织上涂抹凡士林以保持湿润，但应避免接触气管区域，以确保后续操作的清洁。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>气管切开术
	<ol>
		<li>腹腔注射第一剂稀释的氯胺酮（7.5 mg/mL），剂量为每公斤体重5 mL（37.5 mg/kg）。 
		注意：氯胺酮起效需3–5分钟，因此应在分离气管与周围肌肉及血管之前注射第一剂。由于氯胺酮与异氟烷麻醉联用时过量风险升高，故分两次给药。</li>
		<li>用精细镊子的尖端沿正中线小心切开胸骨舌骨肌以暴露气管（图3c）。使用镊子以钝性分离法将气管与血管及食管分离。</li>
		<li>腹腔注射第二剂稀释的氯胺酮（7.5 mg/mL），剂量为每公斤体重2.5 mL（18.75 mg/kg）。</li>
		<li>将一根钝针横向插入气管下方以支撑气管（图3d）。用手固定该针以支撑气管。使用半圆针引导缝线绕过甲状腺后方的第三气管环（图3d），并在该气管环上打四个器械结。 
		注意：缝线系于气管环上用于将气管固定于动物胸部。此步骤中不要将缝线从半圆针上剪断。气管环由软骨构成，具有弹性但强度低于骨骼，因此缝合时不可过紧，以免导致软骨断裂。</li>
		<li>用一对镊子夹住胸部皮肤。使用上一步相同的半圆针穿刺胸部皮肤，并将缝线引出皮肤，为下一步固定气管至胸部做准备（图3d）。</li>
		<li>轻轻牵拉系于气管环上的缝线，抬高气管，于结扎环前方、甲状腺后方切断气管。将远端气管向胸部方向牵拉。在气管切口下方垫一小块外科海绵以抬高气管开口。 
		注意：在切断气管前，须确保距第二次注射氯胺酮已超过5分钟，以保证足够的麻醉深度。</li>
		<li>用细条清洁纸巾清除气管开口处残留的液体。将异氟烷气流从立体定位鼻罩切换至插管导管。将插管导管插入气管约2 mm深度，并确保导管上的切口部分仍留在气管外，以保证通气（图3e, 4b）。 
		注意：应仔细调整插管导管的角度和插入深度，以确保小鼠呼吸顺畅，并避免损伤气管。可在气管外部涂抹凡士林以防止干燥，从而降低气管破裂风险。</li>
		<li>通过打3–4个器械结将气管固定于胸部皮肤。使用缝线将气管与插管导管一并结扎固定（图3e, 4b）。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="啮齿类动物唾液腺手术解剖示意图：显示实验性切除过程。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62222/62222fig03.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图3"> 
图3：小鼠气管切开与插管。（a-c）示暴露气管的操作步骤。（a）沿虚线剪开颈部皮肤。（b）将唾液腺（SG）向侧方翻起，暴露被胸骨甲状肌（SM）覆盖的气管。（c）沿虚线切开胸骨甲状肌，充分暴露气管。（d-e）示气管切开操作。（d）用钝性弯针支撑气管；在甲状腺后方第三个气管环处打结，将气管固定于胸部皮肤以稳定位置。（e）使用尖端带有切口的插管给予异氟烷；用缝线将气管固定于胸部皮肤，并将插管与气管绑扎固定。标尺在 a 中为 5 mm，适用于所有图示。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62222/62222fig03large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="解剖图：喉部、气管结构、梯度折射率透镜系统、气道分析装置。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62222/62222fig04.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图 4"> 
图 4：小鼠仰卧位时腹侧入路手术的侧视示意图。 （a）小鼠仰卧位时，相关解剖结构在相对位置上的示意图。缩写：覆盖寰椎的肌肉（AM）、纵行肌（LM）、唾液腺（SG）、胸骨甲状肌（SM）、甲状腺（TG）。（b）气管切开完成后，插管与气管相对位置的示意图。气管通过胸部皮肤上的结扎线固定（T-气管）。插管（IT）通过环绕气管末端的结扎线固定（T-插管）。（c）去除寰椎前结节（AAT），以清除至喉部入口（IO）的视觉通路。（d）用于成像实验的微型显微镜（MM）和梯度折射率（GRIN）透镜在喉部入口上方定位的示意图。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62222/62222fig04large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
5. 暴露脑干（40-45 分钟）
<ol>
	<li>用精细镊子沿胸甲甲状肌的肌纤维方向切开，再用弹簧剪将分离的部分剪除（图3e）。</li>
	<li>小心地将残留的气管和喉部从肌肉中游离，以尽量减少对肌肉内血管的损伤。移除残留的气管和喉部。用镊子将食管从周围附着组织中分离，并用弹簧剪将其剪断（图5a）。</li>
	<li>用精细镊子和弹簧剪去除覆盖在寰椎腹侧弓和前结节上的肌肉（图5b）。 
	注意：在去除肌肉时，可用精细镊子的尖端将部分肌肉切开，再用弹簧剪剪除已分离的部分。重复此操作多次，以充分暴露寰椎腹侧弓，同时最大限度地降低撕裂血管的风险。</li>
	<li>用咬骨钳剪断寰椎的腹侧弓（图4c、5c）。去除寰椎的前结节。用外科海绵清除血液和液体，以清晰观察枕骨大孔和脑干（图4c、5d）。</li>
	<li>用咬骨钳去除枕骨，扩大枕骨大孔（图5d–e）。</li>
	<li>用精细镊子和弹簧剪去除枕骨大孔上方的薄层软骨。用精细镊子小心剥离硬脑膜的骨膜层，以清晰暴露腹侧脑干（图5f）。切勿损伤硬脑膜。</li>
</ol>
<img alt="手术解剖顺序；标记结构；成像透镜插入；解剖学探索。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62222/62222fig05.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图 5"> 
图 5：暴露小鼠脑干以进行钙成像。（a-f）图示暴露脑干的过程。（a）去除胸骨舌骨肌（SM），如图 3e中标记所示。切断喉部和食管。（b）去除纵行肌（LM）及覆盖寰椎的肌肉（AM）。（c）使用咬骨钳剪断寰椎前弓（AVA），并去除寰椎前结节（AAT）。（d）切除枕骨（OB）以扩大枕骨大孔（FM）。（e）扩大的枕骨大孔。（f）去除枕骨大孔上方的薄层软骨。剥离硬脑膜的骨膜层。方框标示含有浅层下橄榄核神经元的区域。（g）使用GRIN透镜对下橄榄核进行成像。a图中的比例尺=5 mm，适用于a-c图；d图中的比例尺=2 mm，适用于d-e图；f图中的比例尺=2 mm；g图中的比例尺=2 mm。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62222/62222fig05large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
6. 钙成像
<ol>
	<li>将 SpO2 传感器夹在小鼠大腿上，以监测心率、血氧饱和度和呼吸频率等生命体征（图 2b）。 
	注意：心率应维持在 500–600 次/分钟之间，血氧饱和度应高于 90%，呼吸频率应为每分钟 50–70 次10,11。</li>
	<li>将 GRIN 棱镜探头（长度 9 mm，直径 1 mm）安装在植入杆上。 
	注意：成像前需用 70% 乙醇浸湿的清洁纸巾擦拭 GRIN 棱镜，以保证成像质量。</li>
	<li>将植入杆固定在立体定位仪上，并将微型显微镜安装在植入杆上。 
	注意：微型显微镜的成像前准备应按照相应产品的用户指南完成。</li>
	<li>在脑干区域滴加数滴温热生理盐水，以浸没 GRIN 棱镜。</li>
	<li>使用 GRIN 棱镜接近脑干（图 4d、5g）。打开微型显微镜的激发蓝光 LED（455 ± 8 nm），通过监测微型显微镜的荧光图像定位转染 GCaMP6s 的下橄榄核（IO）神经元。在延髓剩余图谱前约 0.5–1.7 mm、中线外侧约 0.6–1.1 mm 的腹侧脑干浅层矩形区域内寻找 IO 神经元（图 5f）。 
	注意：寻找适合 IO 成像的视野时，应选择细胞体平均直径与 IO 神经元胞体直径相符的位置（约 15 µm12）；延髓网状结构相邻区域的细胞显著更大13,14。垂直移动 GRIN 棱镜时需格外小心，过度压迫脑干可能导致动物死亡。</li>
</ol>
7. 实验程序结束后实施动物安乐死
<ol>
	<li>实验结束时，采用颈椎脱位法或当地实验动物管理法规批准的其他方法处死动物。</li>
	<li>若需进一步进行组织学分析，应先使用注射类麻醉药物（如氯胺酮/赛拉嗪联合用药，剂量分别为 100 mg/kg 和 10 mg/kg）15 对动物实施麻醉，随后经心脏灌注 Ringer 液，再灌注固定液以固定脑组织。</li>
</ol>
8. 数据处理
<ol>
	<li>在分析数据之前，对记录的钙成像视频进行预处理。 
	注意：本步骤使用与微型显微镜配套的商业数据处理软件完成，后续操作步骤也基于该软件。或者，也可使用免费开源软件如 CaImAn16、MINIPIPE17 和 MiniscoPy18 进行预处理和数据分析。
	<ol>
		<li>在数据处理软件中加载记录的钙成像视频。</li>
		<li>点击 预处理 按钮。定义裁剪区域，排除无荧光神经元的区域，并对视频进行裁剪以减小文件大小，加快处理速度。</li>
		<li>点击 空间滤波按钮。将空间滤波器的低截止频率和高截止频率分别设置为 0.005 pixel-1 和 0.5 pixel-1。对视频的每一帧应用空间滤波，以提高对比度并使图像更平滑。 
		注意：空间滤波是一种带通高斯滤波器。来自离焦细胞的低空间频率成分可能干扰下一步的运动校正。高空间频率成分可能导致视频显得不够平滑。</li>
		<li>点击运动校正按钮。使用第一帧作为参考帧，对视频进行运动校正，以减少脑干血流引起的运动相关伪影。 
		注意：运动校正采用 Thevenaz 等人19 开发的图像配准方法。</li>
		<li>将经过运动校正的视频导出为 TIFF 格式。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在 MATLAB 中对运动校正后的视频应用 CNMF-E20，以识别单个神经元，具体操作遵循在线代码库中提供的 CNMF-E MATLAB 代码说明21。 
	注意：CNMF-E 是一种专为单光子成像定制的约束性非负矩阵分解方法。代码库中的示例脚本可修改后用于数据处理。</li>
</ol>

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<li>Lu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MIN1PIPE%3A+A+Miniscope+1-Photon-Based+Calcium+Imaging+Signal+Extraction+Pipeline%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">MIN1PIPE: A Miniscope 1-Photon-Based Calcium Imaging Signal Extraction Pipeline.</a> Cell Reports. 23 (12), 3673-3684 (2018).</li>
<li>Sciences S.U. GitHub - PeyracheLab/miniscoPy: A package to analyse calcium imaging data recorded with the Miniscope. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://github.com/PeyracheLab/miniscoPy">https://github.com/PeyracheLab/miniscoPy</a> (2020).</li>
<li>Thévenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pyramid+approach+to+subpixel+registration+based+on+intensity%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Image+Processing%22%5BJournal%5D)">A pyramid approach to subpixel registration based on intensity.</a> IEEE Transactions on Image Processing. , (1998).</li>
<li>Zhou, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+and+accurate+extraction+of+in+vivo+calcium+signals+from+microendoscopic+video+data%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Efficient and accurate extraction of in vivo calcium signals from microendoscopic video data.</a> eLife. 7, 1-37 (2018).</li>
<li>Zhou, P., et al. GitHub - zhoupc/CNMF_E: Constrained Nonnegative Matrix Factorization for microEndoscopic data. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://github.com/zhoupc/CNMF_E">https://github.com/zhoupc/CNMF_E</a> (2020).</li>
<li>De Gruijl, J. R., Bosman, L. W. J., De Zeeuw, C. I., De Jeu, M. T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inferior+olive%3A+All+ins+and+outs%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+of+the+Cerebellum+and+Cerebellar+Disorders%22%5BJournal%5D)">Inferior olive: All ins and outs.</a> Handbook of the Cerebellum and Cerebellar Disorders. , (2013).</li>
<li>Dorgans, K., Kuhn, B., Uusisaari, M. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+Subthreshold+Voltage+Oscillation+With+Cellular+Resolution+in+the+Inferior+Olive+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Imaging Subthreshold Voltage Oscillation With Cellular Resolution in the Inferior Olive in vitro.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. , (2020).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

由于该手术涉及在包含众多生命关键结构（如动脉、神经）的咽喉区域进行操作，因此必须由具备高超外科技术的研究人员来实施。接下来，我们将重点说明并评述该手术过程中的若干关键步骤；但必须强调的是，任何书面指导均无法替代研究人员的经验、技能与直觉。
手术中最关键的步骤是气管切开术。该步骤包括切开气管、将异氟烷从鼻罩切换至气管插管、将气管固定于胸部皮肤，并将气管与插管牢固结扎。所有这些操作必须流畅且迅速地完成，以避免发生麻醉不足、液体流入气管或插管脱落等意外情况。在切开气管之前，操作者必须清晰牢记整个操作流程。
出血是此类手术中动物死亡的主要原因之一。由于颈部区域血管密集，只有在视野清晰时方可进行切割，以避免损伤无法看见的静脉和动脉。因此，必须清除遮挡视线的肌肉和结缔组织，并在继续操作前清理破裂毛细血管流出的血液。
从手术开始起，动物可以存活较长时间（超过8小时）。然而，重要的是应尽快完成手术操作，以便在动物生理状态良好时有更充足的时间来检测脑干神经元。一位技术熟练的研究人员可在70分钟内完成整个操作过程。
尽管该方法能够清晰地观察脑腹侧表面，但遗憾的是，这需要同时进行气管切开术并去除喉部区域的大量组织，因此动物无法从麻醉状态中苏醒。此外，即使通过精细调节麻醉给药、维持体温和水合状态，动物可能存活数小时，但长时间的实验不可避免地会导致动物状况逐渐恶化。实验者需根据自身专业经验判断稳定记录的最长时间。
此处所述方法的另一个潜在局限性在于，由于GRIN透镜未插入脑实质内，因此只能观察相对较浅层的神经元（约150–200 µm）。虽然在技术上可以进行GRIN透镜的手术植入，但急性手术方法无法提供足够的时间让神经元从氧化应激以及植入后血液残留的影响中恢复，这很可能导致图像质量下降至不可接受的程度。
尽管存在上述问题，我们认为这是首次提出一种方法 体内 IO神经元的成像技术被展示。该方法可用于在特定背景下检测IO神经元中的时空活动 体内 在存在来自感觉系统的完整传入输入以及小脑核团和中脑-间脑连接处信号的情况下22，这一壮举在此前尚无法实现。利用该方法，现在可结合感觉刺激与光遗传学刺激，更深入地探究下橄榄核的功能。值得注意的是，随着电压成像技术的发展（例如我们近期建立的下橄榄核电压成像方法） 23我们希望所展示的手术方法能够激励众多研究人员投身于探究下橄榄核（IO）在小脑复杂峰电位生成中的作用这一挑战性课题。

系统神经科学的主要目标是理解神经元网络的时空活动模式如何促成动物行为的产生。因此，在过去十年中，利用钙敏感探针的荧光成像技术已成为在活体动物中研究神经元网络活动的主要工具1,2，因为它能够跨空间尺度可视化这些动态过程，从单个细胞到介观回路均可呈现。近年来，除了通过透明颅窗对浅层脑结构（如大脑皮层或小脑皮层）中的神经回路进行成像的常用方法外3，梯度折射率（GRIN）透镜技术的应用使得对深层脑结构中的网络动态进行检测成为可能4。目前可用的GRIN透镜可达到数毫米深度的脑区，例如小鼠的杏仁核、海马和基底神经节5。然而，许多感兴趣的区域，如延髓腹侧的多个核团，位置显著更深，已接近GRIN透镜探测能力的极限。
本文介绍了如何通过脑干腹侧相对易于接近的特性来克服这一困难。利用成年小鼠，在其下橄榄核（inferior olive, IO）——位于延髓腹侧的一个核团——通过病毒转染表达钙指示剂GCaMP6s的基础上，我们描述了将GRIN透镜植入麻醉小鼠脑腹侧表面的手术步骤（该方法经Khosrovani等2007年最初描述的方法改良而来6）。通过使用微型显微镜，我们证明了在如此深部的脑腹侧区域记录神经元活动的可行性。尽管该手术必须作为非存活实验进行，无法在清醒动物中开展实验，但该方法可在感觉或其他传入通路刺激的背景下，研究完整神经网络的动力学特性，相较于急性脑片等离体（ex vivo）方法具有明显优势。

<table><tbody><tr><td>AAV.CAG.GCaMP6s.WPRE.SV40</td><td>Addgene，美国</td><td>100844-AAV9</td><td></td></tr><tr><td>带6 mm半圆针的可吸收缝合线</td><td>Natume，日本</td><td>L6-60N2</td><td>带线钩针</td></tr><tr><td>吸收性三角海绵</td><td>FST，德国</td><td>18105-03</td><td>外科海绵</td></tr><tr><td>体视显微镜</td><td>Leica，德国</td><td>M50</td><td></td></tr><tr><td>带锁扣的Castroviejo弯头持针器</td><td>FST，德国</td><td>12061-01</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>棉签</td><td>Sanyo，日本</td><td>HUBY-340</td><td></td></tr><tr><td>精细打结镊</td><td>FST，德国</td><td>11063-07</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>精细打结镊</td><td>FST，德国</td><td>11063-07</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>Dumont #5/45镊子</td><td>FST，德国</td><td>11251-35</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>精细虹膜剪</td><td>FST，德国</td><td>14060-09</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>Friedman-Pearson咬骨钳（弯头）</td><td>FST，德国</td><td>16221-14</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>Gelfoam可吸收明胶海绵</td><td>Pfizer，美国</td><td>0315-08</td><td>止血明胶海绵</td></tr><tr><td>玻璃毛细管纳米注射器</td><td>Neurostar，德国</td><td>n/a</td><td>用于病毒载体注射</td></tr><tr><td>带锯齿尖端的Graefe镊</td><td>FST，德国</td><td>11052-10</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>植入杆</td><td>Inscopix，美国</td><td>n/a</td><td>为nVoke2系统的一部分，设计用于安装nVoke2微型显微镜和GRIN透镜</td></tr><tr><td>IsoFlo</td><td>Zoetis，英国</td><td>n/a</td><td>异氟烷</td></tr><tr><td>KETALAR肌肉注射剂</td><td>Daiichi Sankyo，日本</td><td>n/a</td><td>氯胺酮</td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark，美国</td><td></td><td>清洁纸巾</td></tr><tr><td>激光拉制仪</td><td>Sutter Instrument，美国</td><td>P-2000</td><td></td></tr><tr><td>微电极抛光仪</td><td>Sutter Instrument，美国</td><td>BV-10</td><td></td></tr><tr><td>基于Kopf Model 900的电动立体定位仪</td><td>Neurostar，德国</td><td>n/a</td><td>立体定位仪框架</td></tr><tr><td>mouseOxPlus，带直肠温度传感器和大腿夹式脉搏血氧仪</td><td>Starr Life Sciences，宾夕法尼亚州，美国</td><td>MouseOxPlus</td><td>用于测量动物心率、动脉血氧饱和度（SpO2）、呼吸频率和体温</td></tr><tr><td>nVoke2集成钙成像微型摄像系统</td><td>Inscopix，美国</td><td>1000-003026</td><td>微型显微镜</td></tr><tr><td>Ohaus Compact电子天平</td><td>Ohaus，美国</td><td>CS 200</td><td>用于称量动物体重的天平</td></tr><tr><td>大冢生理盐水</td><td>大冢制药工厂，日本</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>生理-生物温度控制系统</td><td>SuperTech Instruments，匈牙利</td><td>TMP-5b</td><td>小鼠用加热垫</td></tr><tr><td>ProView透镜探针，直径1.0 mm，长度9.0 mm</td><td>Inscopix，美国</td><td>1050-002214</td><td>梯度折射率（GRIN）透镜</td></tr><tr><td>Q114-53-10NP玻璃毛细管</td><td>Sutter Instrument，美国</td><td>112017</td><td>定制&amp;nbsp;石英玻璃毛细管</td></tr><tr><td>安全型静脉留置针20G</td><td>B. Braun，德国</td><td>4251652-03</td><td>20号导管，用于制备插管</td></tr><tr><td>砂纸</td><td>ESCO，日本</td><td>EA366MC</td><td>用于打磨25G针头尖端，制备弯头钝针</td></tr><tr><td>手术刀片</td><td>Muromachi Kikai，日本</td><td>10010-00</td><td>用于切割石英玻璃移液管尖端</td></tr><tr><td>SomnoSuite低流量吸入麻醉系统</td><td>Kent Scientific，美国</td><td>SOMNO</td><td>可精确控制异氟烷气流</td></tr><tr><td>Surgic XT Plus钻机</td><td>NSK</td><td>Y1002774</td><td>用于病毒载体注射</td></tr><tr><td>1 ml注射器</td><td>Terumo，日本</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>25G注射针头</td><td>Top，日本</td><td>00819</td><td>用于制作钝头和弯曲针头</td></tr><tr><td>26G注射针头</td><td>Terumo，日本</td><td>NN-2613S</td><td></td></tr><tr><td>Thrive 2100专业修剪器</td><td>Thrive，日本</td><td>n/a</td><td>剃毛器</td></tr><tr><td>Vannas-T&amp;uuml;bingen弹簧剪</td><td>FST，德国</td><td>15004-08</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>凡士林</td><td>林纯化药，日本</td><td>22000255</td><td></td></tr><tr><td>Veet敏感肌肤脱毛膏</td><td>Veet，加拿大</td><td>n/a</td><td>脱毛乳膏</td></tr><tr><td>2%利多卡因凝胶 30ml</td><td>Aspen Japan，&amp;nbsp;日本</td><td>871214</td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo 小鼠下橄榄核钙成像

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

延髓腹侧的下橄榄核（IO）是攀爬纤维的唯一来源，而攀爬纤维构成了进入小脑的两条输入通路之一。长期以来，人们认为IO在运动控制中起关键作用，目前其活动被认为处于众多关于小脑运动与认知功能假说的核心位置。尽管其生理学和功能在单细胞水平上已得到相对深入的研究 体外目前尚无关于活体动物下橄榄核网络活动组织的研究报道。这主要是由于下橄榄核的解剖位置极为特殊，难以采用传统的荧光成像方法进行观察，因为这些方法需要在目标区域背侧的整个脑组织中建立一条光学通路。
本文介绍了一种从下橄榄核（IO）网络获取先进水平钙成像数据的替代方法。该方法利用下橄榄核极为腹侧的解剖位置，通过外科手术将梯度折射率（GRIN）透镜经颈部软组织插入，使其接触表达钙指示剂GCaMP6s的下橄榄核腹侧面。文中展示了一段典型的钙成像记录，以证明术后记录下橄榄核神经元活动的可行性。尽管该手术为非存活性手术，且记录必须在麻醉状态下进行，但其优势在于避免了对生命关键脑干核团的损伤，从而可开展多种实验，用于研究下橄榄核中神经活动的空间-时间模式及其输入整合特性。该方法经适当改进后，也可用于记录脑干腹侧其他邻近区域的神经活动。

此处展示的是采用上述方法获得的代表性记录结果。图6a 显示了实验过程中观察到的荧光强烈标记的下橄榄核（IO）细胞的位置。深色的对角条纹为血管。注意单个细胞荧光亮度的差异，这是由于转染效率不同所致。在图 图6b 中，我们展示了从图a中标注为不同颜色和编号的细胞体记录到的经均值归一化的荧光强度（deltaF/F）轨迹。向上的偏转代表细胞内钙离子浓度的瞬时升高。请注意，GCaMP6s 表达水平的差异（反映在图a中细胞的亮度）导致了不同的信噪比（SNR）。
<img alt="神经元活动成像，钙瞬变图，分析的六个区域，10秒测量期间的ΔF/F。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62222/62222fig06.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Figure 6"> 
图6：麻醉小鼠中下橄榄核（IO）神经元活动的记录示例。 （a）经空间滤波后记录图像的代表性示例帧。亮斑为IO神经元胞体，其中若干已被标注为感兴趣区域（ROIs，彩色数字）。暗色条带为血管。（b）从a图中标注的感兴趣区域获得的ΔF/F信号示例。向上的偏转反映钙信号的增强。a图中的比例尺=10 µm。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62222/62222fig06large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>

我们介绍一种从腹侧暴露成年小鼠脑干的实验方案。通过使用梯度折射率透镜与微型显微镜，可利用钙成像技术在活体中检测下橄榄核神经元胞体的活动。

延髓腹侧的下橄榄核（IO）是攀爬纤维的唯一来源，该纤维构成进入小脑的两条输入通路之一……

下橄榄核位于延髓最腹侧，因此在活体动物中极难触及。本文介绍一种从腹侧暴露成年小鼠脑干的方案，并利用GRIN透镜记录表达钙传感器的下橄榄核神经元的神经活动。该方法避免了对生命关键脑干区域的损伤，可实现对下橄榄核中时空活动模式及输入整合特性的研究。由于手术在包含许多重要结构的复杂咽喉区域进行，因此必须由具备高超外科技术的研究人员来实施。通过从20号导管的尖端切出一个长约5至6毫米、宽约0.8毫米的切口，制备插管管。通过剪除针头尖端、打磨断面，并用镊子将其弯曲，制备一根钝头且弯曲的针。这将用于在气管切开术期间支撑气管。用生理盐水将15毫克/毫升的氯胺酮稀释至15%。准备手术器械和耗材。将加热垫设置为38摄氏度。在立体定位仪框架中将鼻锥水平旋转180度。称量先前通过携带GCaMP6s的病毒转染下橄榄核的小鼠，并计算所需稀释氯胺酮的注射剂量。用5%异氟烷预充满诱导箱，对小鼠进行麻醉。将小鼠腹侧朝上固定于立体定位仪中。剃除小鼠 throat 和大腿部位的毛发，并使用脱毛膏去除残留的毛发。在咽喉部位的皮肤上局部涂抹利多卡因凝胶。使用直肠温度传感器监测小鼠体温。腹腔注射一毫升预热的生理盐水。通过用力捏后肢脚趾来评估麻醉深度，应无任何可察觉的反应。沿中线在喉部皮肤做垂直切口。使用钝性分离法将颈部皮肤与其下方的内脏组织分离，并剪下皮肤。从结缔组织中游离出唾液腺，并将其向外侧翻转，以暴露被胸骨舌骨肌覆盖的气管。按每千克动物体重5毫升的剂量，腹腔注射第一剂稀释的氯胺酮。用精细镊子的尖端沿正中线小心分离胸骨舌骨肌，以暴露气管。使用钝性分离法，用镊子将气管从血管和食管上分离。按每千克动物体重2.5毫升的剂量注射第二剂稀释的氯胺酮。将钝头针横向插入气管下方。用钝头针抬起气管。使用半圆针，使缝线环绕甲状腺后方的第三气管环。在此环上打四个器械结。使用相同的半圆针穿透胸壁皮肤，并将缝线穿过皮肤。用缝线轻轻提起气管，并在甲状腺后方切断气管。将气管向胸部皮肤方向牵拉。在气管下方垫入一小块外科海绵，以抬高气管开口。用一条细小的清洁纸巾清除气管开口末端内部残留的任何液体。将异氟烷气流从立体定位鼻罩切换至插管。将插管插入气管，确保管上的切口部分仍留在气管外，以保证呼吸通畅。用三到四个器械结将气管固定在小鼠胸部皮肤上。用缝合线将气管与插管固定，以确保插管管路稳定。用精细镊子沿胸骨舌骨肌的肌纤维方向切开该肌肉。用弹簧剪将分离的部分剪下。仔细分离残留的气管和喉部与肌肉组织，以尽量减少对肌肉中血管的损伤。去除残留的气管和喉部。用镊子将食管从周围组织中游离，并用弹簧剪将其剪下。去除覆盖在脑干和寰椎前弓上的纵行肌肉。清除覆盖在寰椎前弓及前结节上的肌肉。使用咬骨钳剪断寰椎的腹侧弓，去除寰椎的前结节。清除血液和液体，以暴露枕骨大孔和脑干。使用咬骨钳去除枕骨以扩大枕骨大孔。清除软骨，并用精细镊子小心剥离硬脑膜的骨膜层，以清晰暴露腹侧脑干。将血氧饱和度传感器夹在小鼠大腿上，以监测心率、血氧饱和度和呼吸频率等生命体征。将GRIN透镜安装到植入杆上。使用浸有70%乙醇的清洁纸仔细清洁透镜。将植入杆固定在立体定位仪框架上，并将微型显微镜安装到植入杆上。在脑干区域加入数滴生理盐水，以浸没GRIN透镜。用GRIN透镜接近脑干。表达GCaMP6s的下橄榄核神经元位于表层区域的一个矩形范围内，该区域大约位于保留的图谱前方0.5至1.7毫米处，中线外侧约2.6至1.1毫米处。打开微型显微镜中的激发蓝光LED，以定位转染了GCaMP6s的下橄榄核神经元。由于GCaMP6s表达水平不同，这些神经元表现出不同的基线荧光强度。左侧视频中圈出的下橄榄核神经元胞体的钙水平变化将在右侧显示为ΔF/F轨迹。尽管小鼠在术中保持温暖和充分 hydration，但长时间的麻醉和手术不可避免地会使其身体虚弱。因此，必须尽量缩短手术时间，以确保小鼠的身体状况适合进行记录。熟练的研究人员可在70分钟内完成手术。该方法经过适当修改后，可用于研究腹侧脑干的其他相邻区域。

in-vivo-calcium-imaging-in-mouse-inferior-olive

Research

科研

JoVE Journal

Neuroscience

神经科学

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