Name: 使用可编程自动纳升注射器在 黑色果蝇 中植入肿瘤异体 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 6 s
Description: 了解使用可编程自动纳升注射器在Drosophila中进行肿瘤异体移植的方法。该技术提高了移植效率、速度和一致性，为癌症研究提供了可靠的模型系统。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

感谢前实验室成员杨盛安博士和胡安-马丁·波蒂拉先生在本实验方案开发过程中所做的贡献。感谢北京大学生命科学学院宋艳实验室分享其手工异体移植实验方案。同时感谢卡尔德·埃尔斯沃思先生和埃弗雷斯特·夏皮罗先生对稿件的审阅和宝贵意见。
本研究获得了美国国立卫生研究院（https://www.nih.gov/）的资助（项目编号：GM072562、CA224381、CA227789）&#160;以及美国国家科学基金会（htps://nsf.gov/）的资助（项目编号：IOS-155790）。&#160;资助机构在研究设计、数据收集与分析、发表决定或稿件撰写过程中均未发挥任何作用。

1. SG 成虫盘环肿瘤的制备
<ol>
	<li>将具有以下基因型的成年果蝇进行杂交 UAS-NICD （雄性：10-15 只果蝇）和 Act-Gal4, UAS-GFP/CyO; tub-Gal80ts （处女雌蝇：10–15只），在18 °C条件下让其交配繁殖1天。所选成年果蝇应为5–9日龄，以确保较高的繁殖力。</li>
	<li>让成虫在18 ˚C条件下于小瓶内的果蝇培养基中产卵24小时，然后移除成虫。 
	注意：果蝇食物采用标准的玉米粉食物配方制备 果蝇 菌种保藏中心8每个小瓶应含有约10 mL的果蝇食物。</li>
	<li>将卵在18 °C条件下孵育6天。在此期间，幼虫将孵化。</li>
	<li>将含有幼虫的样品管转移至29 °C培养箱中，继续孵育7天。 
	&#8203;注意：此孵育步骤可根据具体的实验设计选择性进行。</li>
</ol>
2. 异体移植用成年野生型 Drosophila 的制备
<ol>
	<li>麻醉野生型或适当的突变型成年果蝇&#160;含100% CO2&#160;根据性别分选果蝇。雄性和雌性果蝇均可作为肿瘤宿主。</li>
	<li>用两条较短的胶带分别固定在载玻片两端，将一段5厘米长的果蝇粘板黏性面向上固定在载玻片上。</li>
	<li>用胶带将果蝇的翅膀固定以 immobilize 果蝇。操作果蝇时使用镊子。
	<ol>
		<li>对60-80只用作异体移植受体的成年果蝇重复上述步骤。 
		注意：最好将果蝇排列成整齐的行，使其体轴相互平行，以便后续注射过程更高效地进行。 图1 显示以这种方式固定住的寄主果蝇排成行。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 自动注射装置的组装
<ol>
	<li>将自动注射装置和电源线连接到控制器箱。
	<ol>
		<li>将注射体积设置为 59.8 nL。这有助于在异体移植过程中维持适当的吸力和注射力。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将&#160;控制器箱和自动注射器放置在光学显微镜的两侧。 
	注意：对于右手操作者，控制器箱应置于显微镜左侧，注射器置于右侧；左手操作者则相反。</li>
	<li>使用镊子剪去玻璃毛细管封闭端，以准备 3.5 英寸玻璃毛细管的使用。
	<ol>
		<li>使用四步式微电极拉制仪处理玻璃毛细管的一端，并按照仪器设定参数加热形成细窄的封闭端：加热温度 = 650，拉力 = 200，距离 = 8。将毛细管整齐放入拉制仪中，输入上述参数后运行程序。</li>
		<li>用镊子以约 60° 角剪切毛细管，使其末端更尖锐，便于顺利插入成年果蝇腹部1。参见 图 2 以了解剪切良好的毛细管示例。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>轻轻拧开注射器的帽盖。按住 排空 按钮，推动注射针直至其伸出长度达到总长度的 70%–80%。如需加快毛细管推进速度，可在持续按住 排空 按钮的同时，按下 填充 按钮一次。</li>
	<li>使用注射器将矿物油注入玻璃毛细管中。然后小心地将玻璃毛细管套入注射针上，直至其牢固地固定在注射器的橡胶塞内。随后拧紧注射器帽盖。
	<ol>
		<li>擦拭玻璃毛细管外表面残留的矿物油，以避免在异体移植过程中污染培养基。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. SG 成虫盘环肿瘤的解剖
<ol>
	<li>选取一条幼虫，将其转移至盛有 100 µL Schneider 培养基的解剖板中，以准备进行唾腺（SG）成囊环肿瘤的解剖。 
	&#8203;注意：仅携带肿瘤的样本会保持幼虫状态，因为肿瘤的生长会延缓幼虫的发育和变态进程9。约三分之二的样本不携带肿瘤，因此已发育为蛹或成虫。
	<ol>
		<li>进行解剖与异体移植操作时，使用放大倍数为 10x–20x 的体视显微镜。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>用一对镊子夹住幼虫身体的中段，用另一对镊子夹住幼虫头部，并沿身体长轴施加拉伸力。</li>
	<li>定位幼虫的 Y 形唾腺（SG），并将其从其他幼虫组织中分离10。</li>
	<li>通过去除周围邻近组织，解剖并分离唾腺成囊环肿瘤。解剖过程示意图参见 图3。</li>
	<li>根据研究需要，重复步骤 4.1–4.4，额外获取 10 至 20 个唾腺成囊环肿瘤。</li>
</ol>
5. 原发性唾液腺想象环肿瘤的同种异体移植
<ol>
	<li>将毛细管浸入含有原代唾液腺成虫盘肿瘤的Schneider培养基中。按住填充按钮，使Schneider培养基充满玻璃毛细管，直至顶部0.5 cm段。该顶部区域应始终保持矿物油填充。 
	注意：在按住填充按钮的同时，按下排空按钮一次，可加快此过程。</li>
	<li>找到一个原代肿瘤，按住填充按钮，直至肿瘤被吸入毛细管内。
	<ol>
		<li>确保肿瘤位于毛细管尖端，或距离尖端数毫米处。这有助于避免肿瘤漂移并在毛细管内的溶液中丢失。参见图4A，了解肿瘤在毛细管中合适位置的示意图。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在显微镜载玻片的胶带上找到一只被固定的成年果蝇。使用镊子轻轻压住其下腹部，然后用毛细管刺穿腹部侧面的外骨骼。按下排空按钮，直至肿瘤进入新的宿主腹部。参见图4B，了解该技术的操作示意图。</li>
	<li>使用镊子轻轻夹住宿主果蝇的翅膀，将其从胶带上取下。将宿主放入装有新鲜培养基的新试管中。注射后最初24小时，最好将试管水平放置。每支试管中最多放置20只果蝇。 
	注意：部分宿主果蝇在注射后可能出现翅膀缺失或其他身体损伤，若试管直立放置，它们可能会粘附在培养基上。</li>
	<li>重复步骤5.2至5.4，将剩余的原代肿瘤移植到新的成年宿主中。</li>
	<li>将使用过的毛细管丢弃至锐器盒中，并在将仪器放回包装盒前，清除自动注射器外部残留的矿物油。</li>
	<li>将宿主果蝇试管在室温下保存1天，然后转移至29 ˚C的培养箱中。每隔2-3天将果蝇宿主转移至新的试管中。</li>
	<li>每天观察果蝇宿主，计算其存活率。一周后，可在配备荧光适配器的体视显微镜下观察到肿瘤，并可持续监测其大小和进展。</li>
</ol>
6. 移植肿瘤的再次异体移植
<ol>
	<li>同种移植后约10-14天，使用荧光显微镜检测宿主腹部生长的肿瘤。</li>
	<li>用CO2麻醉宿主，并将其置于盛有100 μL Schneider's培养基的解剖板中。使用两对镊子将生长的同种移植肿瘤从宿主体内解剖取出。
	<ol>
		<li>用一对镊子固定腹部，另一对镊子切开腹部角质层，暴露同种移植的肿瘤1。</li>
		<li>在荧光标记的引导下，尽可能小心地将肿瘤从附着的宿主组织中分离。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>重复步骤6.2，以准备另外两到三个同种移植肿瘤。</li>
	<li>将含有收获肿瘤的解剖板转移至光学显微镜载物台上。</li>
	<li>使用无菌针头将肿瘤切割成适合毛细管尺寸的小块。</li>
	<li>重复步骤4.1-4.5以准备新一代成年宿主，并重复步骤5.1-5.7完成肿瘤的同种移植。 
	注意：与原发性肿瘤相比，非原发性肿瘤的移植成功率通常更高。</li>
	<li>在研究中使用的每一代后续果蝇中均重复步骤6.1-6.6。 
	注意：应根据实验需求选择合适的Drosophila宿主品系。</li>
</ol>

<ol><li>Rossi, F., Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+tumor+growth+in+Drosophila+using+the+tissue+allograft+method%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Studying tumor growth in Drosophila using the tissue allograft method.</a> Nature Protocols. 10 (10), 1525-1534 (2015).</li>
<li>Magadi, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissecting+Hes-centred+transcriptional+networks+in+neural+stem+cell+maintenance+and+tumorigenesis+in+Drosophilia%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Dissecting Hes-centred transcriptional networks in neural stem cell maintenance and tumorigenesis in Drosophilia.</a> Development. 147 (22), (2020).</li>
<li>Haller, S., Limmer, S., Ferrandon, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHaller%2C+S+%22Pseudomonas+Methods+and+Protocols%22">Pseudomonas Methods and Protocols</a>. , Springer. 723-740 (2014).</li>
<li>Letinić, B., Kemp, A., Christian, R., Koekemoer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inoculation+protocol+for+the+African+malaria+vector%2C+Anopheles+arabiensis%2C+by+means+of+nano-injection%5BTitle%5D)+AND+%22African+Entomology%22%5BJournal%5D)">Inoculation protocol for the African malaria vector, Anopheles arabiensis, by means of nano-injection.</a> African Entomology. 26 (2), 422-428 (2018).</li>
<li>Mejia, M., Heghinian, M. D., Busch, A., Marí, F., Godenschwege, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paired+nanoinjection+and+electrophysiology+assay+to+screen+for+bioactivity+of+compounds+using+the+Drosophila+melanogaster+giant+fiber+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Paired nanoinjection and electrophysiology assay to screen for bioactivity of compounds using the Drosophila melanogaster giant fiber system.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (62), e3597(2012).</li>
<li>Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+tumor+invasion+and+metastasis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila.</a> Disease Models & Mechanisms. 4 (6), 753(2011).</li>
<li>Yang, S. A., Portilla, J. M., Mihailovic, S., Huang, Y. C., Deng, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oncogenic+notch+triggers+neoplastic+tumorigenesis+in+a+transition-zone-like+tissue+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">Oncogenic notch triggers neoplastic tumorigenesis in a transition-zone-like tissue microenvironment.</a> Developmental Cell. 49 (3), 461-472 (2019).</li>
<li>Bloomington Drosophila Stock Center. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22BDSC+Cornmeal+Food%22">BDSC Cornmeal Food</a>. , (2020).</li>
<li>Garelli, A., Gontijo, A. M., Miguela, V., Caparros, E., Dominguez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaginal+discs+secrete+insulin-like+peptide+8+to+mediate+plasticity+of+growth+and+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Imaginal discs secrete insulin-like peptide 8 to mediate plasticity of growth and maturation.</a> Science. 336 (6081), 579-582 (2012).</li>
<li>Kennison, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+larval+salivary+glands+and+polytene+chromosome+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protocols%22%5BJournal%5D)">Dissection of larval salivary glands and polytene chromosome preparation.</a> CSH Protocols. 2008, (2008).</li>
<li>Ji, H., Han, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LarvaSPA%2C+a+method+for+mounting+drosophila+larva+for+long-term+time-lapse+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">LarvaSPA, a method for mounting drosophila larva for long-term time-lapse imaging.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), (2020).</li>
<li>Mirzoyan, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+melanogaster%3A+a+model+organism+to+study+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Genetics%22%5BJournal%5D)">Drosophila melanogaster: a model organism to study cancer.</a> Frontiers in Genetics. 10, 51(2019).</li>
<li>Bangi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+at+the+intersection+of+infection%2C+inflammation%2C+and+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+and+Infection+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Drosophila at the intersection of infection, inflammation, and cancer.</a> Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 3, 103(2013).</li>
<li>Saavedra, P., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+as+a+model+for+tumor-induced+organ+wasting%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Experimental+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Drosophila as a model for tumor-induced organ wasting.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 1167, 191-205 (2019).</li>
<li>Figueroa-Clarevega, A., Bilder, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malignant+drosophila+tumors+interrupt+insulin+signaling+to+induce+cachexia-like+wasting%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">Malignant drosophila tumors interrupt insulin signaling to induce cachexia-like wasting.</a> Developmental Cell. 33 (1), 47-55 (2015).</li>
<li>Koyama, L. A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bellymount+enables+longitudinal%2C+intravital+imaging+of+abdominal+organs+and+the+gut+microbiota+in+adult+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Biology%22%5BJournal%5D)">Bellymount enables longitudinal, intravital imaging of abdominal organs and the gut microbiota in adult Drosophila.</a> PLOS Biology. 18 (1), 3000567(2020).</li>
</ol>

作者之间无任何利益冲突需要声明。

肿瘤异体移植有助于研究人员解决在黑腹果蝇（Drosophila）肿瘤生长与进展过程中出现的某些问题。其中一个挑战是避免携带肿瘤的幼虫或成虫在原代肿瘤培养期间过早死亡12。在此背景下，持续进行肿瘤异体移植可使肿瘤无限生长，从而便于开展关于肿瘤生长、转移及演化的纵向研究。肿瘤异体移植还适用于评估宿主-肿瘤相互作用的多个方面7,13。在进行肿瘤异体移植前，可对宿主基因型进行操控，以评估宿主对肿瘤生长和迁移以及肿瘤诱导的恶病质的影响14,15。具有不同基因型的果蝇宿主在面对相同肿瘤时，可能表现出不同的类似恶病质的消耗症状。异体移植后，可将携带肿瘤的宿主制备成标本，用于活体成像，相关操作方案经Koyama等和Ji等的方法改进而来11,16</su...

本方案提供了使用自动纳升注射装置（例如 Nanoject）将黑腹果蝇（Drosophila）幼虫唾液腺（SG）成虫盘肿瘤异体移植至成年宿主腹部的逐步操作指南。本方案还介绍了将肿瘤再次异体移植到新一代成年宿主中的方法，从而为持续纵向研究肿瘤特征（如肿瘤演化及肿瘤-宿主相互作用）提供了可能。该方案也可应用于药物筛选实验。
本方法旨在改进使用手动注射器在Drosophila中进行肿瘤异体移植的效率1，因为手动注射器在吸力和注射力方面通常不一致，导致肿瘤异体移植效果不理想。自动注射装置可提供更好的控制，从而降低移植后果蝇的死亡率。熟练的操作者使用自动注射器可实现超过90%的宿主存活率，而使用手动注射器时约为80%1。移植后第8至12天的总体肿瘤获取率为60%–80%。平均每只果蝇的注射时间也从使用手动注射器的30–40秒缩短至使用自动注射器的20–25秒。
该方案是首批使用自动注射装置的方案之一 果蝇 肿瘤异体移植。最近一项研究还使用自动注射器进行肿瘤性神经干细胞的异体移植。2此前，自动注射装置已被用于 果蝇 研究细菌毒力3寄生虫感染与宿主防御4以及对不同化合物的生物活性进行筛选5. 本方案对自动注射装置进行了改造，以适用于肿瘤注射，并旨在提供 果蝇 研究人员可获得更高质量且更一致的结果，同时节省大量时间。该方案不仅可用于肿瘤的同种移植，还可根据需要调整用于相同规格的野生型和突变型组织的同种移植6.
Drosophila NICD 肿瘤模型由 Yang 等人首次引入本方案7，该模型建立于 SG 幼虫盘环状过渡区，这一区域被称为&#34;肿瘤热点&#34;，其内源性 Janus 激酶/信号转导子与转录激活子（JAK-STAT）以及 c-Jun 氨基末端激酶（JNK）活性水平较高。此外，该过渡区基质金属蛋白酶-1（MMP1）表达水平也较高7，使得该区域特别易于发生肿瘤形成。仅通过过表达 NICD 激活 Notch 信号通路，已足以稳定诱导肿瘤的发生。这些肿瘤随后可进行异体移植，用于研究多种科学问题，包括肿瘤细胞分裂、侵袭行为以及肿瘤与宿主之间的相互作用。

<table><tbody><tr><td>共聚焦激光扫描显微镜</td><td>Zeiss</td><td>LSM 980</td><td>也称为 &quot;Zeiss LSM 980&quot;</td></tr><tr><td>玉米粉果蝇饲料</td><td>Bloomington 果蝇保种中心</td><td>N/A</td><td>也称为 &quot;BDSC 标准玉米粉饲料&quot;</td></tr><tr><td>解剖针（30G×1/2）</td><td>BD PrecisionGlide</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>解剖板</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-565B</td><td></td></tr><tr><td>果蝇胶带</td><td>Fisherbrand</td><td>159015A</td><td></td></tr><tr><td>体视显微镜荧光适配器</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>SFA-UV</td><td>也称为 &quot;NightSea 荧光适配器&quot;</td></tr><tr><td>荧光显微镜</td><td>Zeiss</td><td>495015-0001-000</td><td>也称为 &quot;Zeiss Stereo Discovery.V8&quot;</td></tr><tr><td>镊子</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td>也称为 &quot;Dumont #5 镊子&quot;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>玻璃毛细管（3.5英寸）</td><td>Drummond</td><td>3-000-203-G/X</td><td></td></tr><tr><td>胶水</td><td>Elmer</td><td>E305</td><td>也称为 &quot;Elmer 可水洗透明胶&quot;</td></tr><tr><td>光学显微镜</td><td>Zeiss</td><td>435063-9010-100</td><td>也称为 &quot;Zeiss Stemi 305&quot;</td></tr><tr><td>微电极拉制仪</td><td>World Precision Instruments</td><td>PUL-1000</td><td>也称为 &quot;四步微电极拉制仪&quot;</td></tr><tr><td>纳升注射仪</td><td>Drummond</td><td>3-000-204</td><td>也称为 &quot;Nanoject II 自动纳升级注射器&quot;</td></tr><tr><td>Schneider 培养基</td><td>ThermoFisher</td><td>21720001</td><td></td></tr><tr><td>注射器（27G×1/2）</td><td>BD PrecisionGlide</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>小瓶</td><td>Fisherbrand</td><td>AS507</td><td></td></tr></tbody></table>

异种肿瘤移植 黑腹果蝇 使用可编程纳升级自动注射器

Tumor Allotransplantation in Drosophila melanogaster with a Programmable Auto-Nanoliter Injector

该方案描述了肿瘤的同种异体移植方法 黑腹果蝇 使用自动纳升级注射装置. 使用自动注射装置，经过培训的操作人员相较于手动注射器能够实现更高效且更一致的移植效果。本文将按时间顺序介绍相关主题：从杂交配种开始 果蝇 线条，到原发肿瘤的诱导与解剖，再将原发肿瘤移植至新的成年宿主，并进行连续多代的肿瘤传代以支持长期研究。作为示例，本文采用由Notch胞内区（NICD）过表达诱导产生的唾液腺成虫盘环肿瘤进行多代移植。这些肿瘤可首先在幼虫唾液腺成虫盘环的过渡区微环境中稳定诱导产生，随后进行同种异体移植并在体内培养，以研究肿瘤的持续生长、演化及转移过程。该异体移植方法可用于潜在的药物筛选项目，同时也适用于肿瘤与宿主相互作用的研究。

本研究利用纳升级注射自动注射装置对唾液腺成虫盘肿瘤进行了代际异体移植，并使用共聚焦激光扫描显微镜进行后续的肿瘤活体成像，从而更深入地研究肿瘤生长、肿瘤细胞迁移以及肿瘤与宿主之间的相互作用。在固定果蝇时，将其粘附于显微镜载玻片上，并使用聚二甲基硅氧烷（PDMS）块进行固定11。
图 5A 实时成像捕获了一个1st 第一代（G1）SG成虫盘环状肿瘤在异体移植后第10天于成年宿主腹部生长。该成像水平可用于追踪肿瘤分裂过程。 图5B 描绘了一个6th 第6代（G6）SG成虫盘环状肿瘤在异体移植后第10天占据宿主腹部的大部分区域。此阶段的成像有助于揭示肿瘤的生长模式及其迁移与侵袭行为。需要注意的是，尽管本图像使用共聚焦激光扫描显微镜拍摄，但也可根据肿瘤大小，采用配备GFP荧光适配器的体视显微镜在2倍至5倍放大倍数下进行观察。
<p class="jove_content" f...

本方案提供了将Drosophila肿瘤异体移植至成年宿主腹部的初始及连续世代移植的详细操作指南，用于研究肿瘤发生的不同方面。通过使用自动注射装置，研究人员可获得比传统人工方法更高的效率和肿瘤产量。

本方案描述了利用自动纳升级注射装置在黑腹果蝇（Drosophila melanogaster）中进行肿瘤异体移植的方法。通过使用……

本方案是首批描述在果蝇异体肿瘤移植中使用自动注射装置的研究之一，该领域近年来日益受到关注。此方法的主要优势在于通过提高肿瘤异体移植的速度、一致性和产量，从而提升果蝇癌症研究的效率。在果蝇中进行肿瘤异体移植是一项精细的技术，可能难以掌握。请保持耐心，并相信熟能生巧。在果蝇交配后，将卵在18摄氏度下孵育六天，随后将含有孵化幼虫的试管转移至设定为29摄氏度的培养箱中。根据性别对麻醉后的野生型或突变型成年果蝇进行分选。将一段长约五厘米的果蝇胶带粘附在显微镜载玻片上，胶面朝上。用镊子将果蝇的翅膀贴附在胶带上，使其固定不动。将控制器盒和自动注射器放置在光学显微镜的两侧。使用四步式微电极拉制仪处理玻璃毛细管的一端，加热至形成狭窄的封闭端。用镊子以大约60度的角度剪切毛细管，制备成3.5英寸长的玻璃毛细管。轻轻拧开注射器的盖帽。按住空置按钮以推进注射器针头，直至其总长度的70%至80%露出。使用注射器将矿物油注入玻璃毛细管中。选取一条幼虫，转移至含有100微升Schneider培养基的解剖板中，以准备进行唾液腺（SG）成虫盘环肿瘤的解剖。用一对镊子夹住幼虫身体的中段，用另一对镊子夹住幼虫头部，并沿纵轴施加拉伸力。定位并分离出幼虫呈Y形的唾液腺（SG），然后通过去除周围邻近组织来解剖唾液腺成虫盘环肿瘤。通过按住填充按钮，用Schneider培养基将玻璃毛细管顶部0.5厘米的区段完全充满。找到原发性肿瘤，按住填充按钮，直至肿瘤被吸入毛细管内。确保肿瘤位于毛细管尖端或距离尖端数毫米处。找到一只固定在胶带上的成年果蝇。然后用镊子轻轻压住其下腹部，并用毛细管刺穿腹部侧面的下部表皮。按压空出按钮，直至肿瘤进入新的宿主腹部。用镊子轻轻夹住寄主的翅膀，将其从胶带上取下，然后放入装有新鲜食物的新试管中。在异体移植后约10至14天，使用荧光显微镜筛选寄主腹部生长的肿瘤，并用两把镊子将生长的异体移植肿瘤从寄主体内解剖取出。用一对镊子固定腹部，另一对镊子切开腹部角质层，暴露异体移植的肿瘤。小心地将肿瘤从附着的宿主组织中分离出来。使用无菌针头将肿瘤分割成适合毛细管尺寸的小块。重复此过程，以获得新一代成年宿主，完成肿瘤的同种异体移植。通过活体成像技术追踪肿瘤发育过程，图中显示的是移植后第10天，在成年宿主腹部生长的第一代唾腺（SG）成虫盘环肿瘤。此处还展示了移植后第10天，占据宿主腹部大部分区域的第六代唾腺（SG）成虫盘环肿瘤。此阶段的成像有助于揭示肿瘤的生长模式及其迁移和侵袭行为。肿瘤移植是进行肿瘤进展、演化及转移纵向研究的优良技术，对于研究肿瘤与宿主之间的相互作用具有重要意义。该技术在使用药物替莫唑胺进行癌症药物筛选方面具有巨大潜力。采用此方法，研究人员将能够在研究中节省大量时间和精力。

tumor-allotransplantation-drosophila-melanogaster-with-programmable

Research

科研

JoVE Journal

Cancer Research

癌症研究

使用可编程自动纳升注射器在 黑色果蝇 中植入肿瘤异体

我们提出一种新方法，利用禽类胚胎模型中的动态实时活体成像，定量分析纳米颗粒在人源异种移植肿瘤血管系统中的定位。...

利用活体成像实时评估肿瘤中纳米颗粒的摄取

激活的癌基因（如 RASV12）与细胞极性基因（如...

一种用于头部分节复合体中良性和侵袭性肿瘤遗传诱导与可视化的方法 黑腹果蝇

本实验方案演示了如何在果蝇（Drosophila）眼/触角成虫盘（EAD）中生成带有荧光标记且遗传背景明确的克隆肿瘤。方案详细描述了如何从三龄幼虫中解剖出EAD和脑组织，并对其进行处理，以观察和定量基因表达变化及肿瘤侵袭性。...

Drosophila 幼虫盘肿瘤模型：利用遗传镶嵌体可视化与定量分析基因表达及肿瘤侵袭性

癌症细胞移植是研究癌症机制和治疗反应的重要工具。目前的技术依赖于免疫缺陷型动物。本文介绍一种将斑马鱼肿瘤细胞移植到免疫健全胚胎中的方法，用于长期分析肿瘤细胞行为 体内...

将斑马鱼儿童脑肿瘤移植到免疫健全宿主中以长期研究肿瘤细胞行为和药物反应

该方法旨在通过将哺乳动物肿瘤细胞异种移植到血管带有荧光标记的斑马鱼胚胎中，建立体内肿瘤血管生成模型。通过成像观察异种移植的肿瘤及其相关血管，可定量评估血管生成反应。...

斑马鱼肿瘤异种移植模型中宿主血管生成反应的活体成像与定量分析

Drosophila melanogaster 成虫已被广泛用作模式生物，以研究宿主抗微生物先天免疫反应及微生物感染策略背后的分子机制。为了推动D. melanogaster...

Drosophila melanogaster 幼虫注射方案

我们描述了一种将异种移植物移植到透明斑马鱼胚胎卵黄中的实验方案，该方案通过一种简单快速的分期方法进行了优化。注射后的分析包括检测异种移植细胞的存活情况以及通过流式细胞术评估疾病负荷。...

一种在透明斑马鱼胚胎中进行肿瘤异种移植分析的简单、快速且有效的方法

Drosophila 转基因的胚胎显微注射

本文介绍了一种利用先进的机器人注射系统将肿瘤异种移植物自动植入斑马鱼幼鱼的详细实验方案。此外，我们还提供了注射过程视频及验证数据，以展示该系统的成功运行效果。...

自动化斑马鱼幼鱼肿瘤移植用于癌症研究与医学

本方案描述了 体内 通过强制表达转录因子 PU.1、IRF8 和 BATF3，在肿瘤微环境中将小鼠癌细胞重编程为类似 1...

可操作的 体内 将肿瘤细胞重编程为类似1型传统树突状细胞的细胞

随着人们对肿瘤内免疫治疗的兴趣日益增加，选择易于操作且实用的肿瘤模型至关重要。皮下肿瘤虽然易于建立，但难以观察和操作。在本方案中，我们描述了建立皮内肿瘤的方法，该方法可提供更佳的可见性和可及性。...

皮内肿瘤移植作为小鼠肿瘤内免疫治疗研究的稳健模型

了解使用可编程自动纳升注射器在Drosophila中进行肿瘤异体移植的方法。该技术提高了移植效率、速度和一致性，为癌症研究提供了可靠的模型系统。

异种肿瘤移植黑腹果蝇使用可编程纳升级自动注射器

探索更多视频

异种肿瘤移植 黑腹果蝇 使用可编程纳升级自动注射器

探索更多视频

异种肿瘤移植黑腹果蝇使用可编程纳升级自动注射器