Name: 兔模型中的孤立肺灌注系统 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-15T14:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 18 s
Description: 了解兔模型孤立肺灌注系统的建立方法，用于研究肺部生理与病理机制。该技术可测量代谢活性与呼吸功能，为肺移植及肺水肿等临床前研究提供可靠的实验模型。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

作者感谢 Bettina Sommer Cervantes 博士在撰写本文手稿过程中提供的支持，以及 Kitzia Elena Lara Safont 在插图方面提供的帮助。

兔模型的离体灌流系统已在中国台湾呼吸系统疾病研究所气道高反应性实验室广泛应用。该方案包括体重约为2.5–3 kg的新西兰兔。所有动物均饲养于标准的动物实验环境条件下。 随意摄取 遵循墨西哥实验室动物护理与使用官方指南（NOM 062-ZOO-1999）以及《实验动物护理与使用指南》（第8版）进行饲养th 版本，2011）。本方案中涉及的所有动物实验操作和动物护理方法均已通过国家呼吸系统疾病研究所伦理委员会的预先批准。
注意：离体肺灌注系统的制备涉及在麻醉状态下通过安乐死使动物死亡。
1. 仪器设备与装置准备。
<ol>
	<li>设备布置：
	<ol>
		<li>根据兔子的体重选择合适尺寸的手术台。</li>
		<li>将人工胸腔的盖子安装在钢柱上，玻璃腔体置于下方，呼吸机和滚压泵放置于两侧。</li>
		<li>确保该盖子可轻松倾斜，使气管插管与气管对齐，以便快速连接。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>人工胸腔： 
	注意：这是系统的关键组成部分。它由一个夹层玻璃腔体构成，腔体通过特殊盖子密封。该盖子作为器官固定装置，内置用于插管气管和血管的连接口。
	<ol>
		<li>设置一个由压缩空气驱动的文丘里喷射装置，以在人工胸腔内产生负压。 
		注意：通气控制模块（VCM）可独立调节吸气压、呼气末压、呼吸频率以及吸气时间与总呼吸周期时间的比值。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>装置：
	<ol>
		<li>确保正常工作的装置包括安装在底板上的主钢柱，底板用于支撑人工胸腔，其上方和预热线圈后方装有流量计和重量换能器，预热线圈处还配有气泡捕获装置。</li>
		<li>将一个差压换能器连接至流量计，另一个连接至腔内压力；在胸腔后方设置另一对压力换能器，用于测量灌注压和静脉压。</li>
		<li>将氧合器下方的转换储液管与液位电极连接，并将通气系统置于装置旁侧。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 心肺组织块的手术取出。
<ol>
	<li>麻醉：
	<ol>
		<li>使用镇静剂（赛拉嗪）和巴比妥类药物（戊巴比妥）的组合。 
		注意：可使用不同的麻醉混合物，对实验结果无影响。</li>
		<li>首先，对健康的新西兰兔单次肌肉注射盐酸赛拉嗪（3–5 mg/kg）。确保注射数分钟后兔子保持安静和放松，以便进行后续操作。</li>
		<li>在镇静后，通过耳缘（外侧）静脉进行静脉注射戊巴比妥钠（28 mg/kg），以实施全身麻醉。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>监测：
	<ol>
		<li>为避免麻醉不足或心肺功能过度抑制，需监测以下参数。通过脚趾夹捏试验评估麻醉深度。</li>
		<li>确保黏膜呈粉红色。蓝色或灰色提示缺氧。</li>
		<li>确保心率维持在120–135次/分钟之间，体温不低于36.5 °C。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>动物体位：
	<ol>
		<li>剃除兔躯干毛发，将动物仰卧位置于手术台上。将通气系统放置在手术台旁、兔头部后方，以便在气管切开术后迅速连接插管，避免组织损伤。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>切口与气管切开术：
	<ol>
		<li>从膈肌向上至颈部，沿腹侧正中线做3–5 cm长的皮肤切口。</li>
		<li>使用手术剪在两个软骨环之间剪开气管前2/3部分，以便通过气管纤维膜插入气管插管。</li>
		<li>将外径（OD）为5 mm的气管插管经气管纤维膜插入，并用4-0丝线小心固定。</li>
		<li>在气管下方放置止血钳或镊子，确保插管未紧贴气管导致弯曲。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>正压通气：
	<ol>
		<li>只要肺仍处于人工胸腔外，即应使用小型动物呼吸泵进行正压通气，以防止术中肺塌陷。</li>
		<li>在气管切开术后、打开胸腔前，迅速通过连接至呼吸泵的气管插管开始通气。</li>
		<li>设定潮气量为10 mL/kg。 
		注意：根据实验设置和人工胸腔模型的不同，可使用同一台用于负压通气的泵或另一台泵提供正压通气，以实现快速重新插管。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>开胸与放血：
	<ol>
		<li>为进入胸腔，使用手术刀或剪刀切开胸壁，并行正中胸骨切开术至胸腔上1/3处。</li>
		<li>用两个牵开器将胸骨两侧撑开。心脏周围通常有多个肺叶包绕。</li>
		<li>定位上腔静脉和下腔静脉，并用缝线标记。</li>
		<li>在动物放血前，识别右心室并注射肝素1000 IU/kg。</li>
		<li>注射后立即用预先穿好的缝线结扎上腔静脉和下腔静脉，并进行放血。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>心肺器官获取：
	<ol>
		<li>轻柔且迅速地获取心肺组织块。采用手指直接分离或弹簧剪剪除结缔组织，将肺从胸腔中取出。</li>
		<li>解剖该区域的血管以及食管。</li>
		<li>剪断胸骨柄，将正中胸骨切开术延伸至气管插管处，松解气管两侧与周围组织的连接。</li>
		<li>随后，在气管插管上方切断气管。沿头尾方向轻柔上提插管，同时切除气管和肺的背侧固定组织。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>插管：
	<ol>
		<li>将离体肺从胸腔中取出，小心放置于培养皿中的无菌纱布上。</li>
		<li>为防止肺不张，使用设定呼气末正压（PEEP）为2 cmH2O的正压通气对肺进行通气。</li>
		<li>在房室沟水平剪除心室。</li>
		<li>打开两个心室后，将带篮状结构、外径（OD）为4.6 mm的兔肺动脉插管经肺动脉插入，同时将外径（OD）为5.9 mm的兔左心房插管经二尖瓣插入左心房。</li>
		<li>使用4-0丝线在肺动脉和左心房处固定插管。结扎时应包含肺动脉和左心房周围的组织，以防止这些结构扩张。</li>
		<li>经动脉插管注入250 mL生理盐水，冲洗血管床中残留的血液。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 灌注技术。
<ol>
	<li>实验设置：
	<ol>
		<li>将分离的肺小心放入肺腔室中。</li>
		<li>将气管连接至腔室盖上的换能器。</li>
		<li>将插管的血管连接至灌注系统。</li>
		<li>关闭腔室，并用旋转锁固定。 
		注意：循环灌注回路由一个开放的静脉储液器、一台蠕动泵、一个热交换器和一个气泡捕获装置组成。</li>
		<li>此时，安装腔室盖，并切换三通阀，从正压通气转为负压通气。为检查肺的负压通气效果及腔室的密封性，请观察肺的呼吸运动幅度以及压力计上的腔室压力。</li>
		<li>用 200 mL 无血人工灌注液（含 2.5% 牛血清白蛋白的 Krebs-Ringer 碳酸氢盐缓冲液）灌注肺组织。</li>
		<li>初始灌注流速设为 3 mL/min/kg，随后在 5 分钟内逐步增加至 5 mL/min/kg；再在接下来的 5 分钟内增至 8 mL/min/kg；最后在再一个 5 分钟阶段内达到最大流速 10 mL/min/kg。注意避免空气进入灌注回路。 
		注意：维持灌注液的 pH 和温度在生理范围内（pH 7.4–7.5；温度 37 °C–38 °C）。调节 pH 时可加入 NaHCO3&#160;(1N) 或增加二氧化碳气流；也可使用 HCl (0.1N) 进行酸化。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>参数设定：
	<ol>
		<li>检查预设的灌注和通气参数是否已正确设置。</li>
		<li>使用加湿空气对肺进行通气，通气频率为 30 次/分钟，潮气量为 10 mL/kg，呼气末正压（Pe）为 2 cmH2O。 
		注意：肺动脉压（0–20 mmHg）对应于氧合器或储液器中液面高于肺动脉主干的厘米数，而肺静脉压则对应于压力平衡室高于左心房的高度。这两个值均可调节。请注意，左心房压力范围也为 0–20 mmHg。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>实现第 3 区（Zone 3）条件：
	<ol>
		<li>利用固定在肺动脉、左心房插管侧端口并与压力传感器相连的两根导管，测量动脉压（Pa）和静脉压（Pv）。</li>
		<li>将基准压力设定在肺门水平（零参考点）。</li>
		<li>在第 3 区通气条件下进行实验。为此，等待 10–15 分钟，直至达到一种等重状态的平衡。</li>
		<li>确保静脉压高于肺泡压（Palv），且动脉压始终高于两者（Pa &#62; Pv &#62; Palv），以实现第 3 区条件。</li>
		<li>确保肺重量保持恒定，动脉压和左心房压力稳定，以达到第 3 区条件，从而最大限度地开放肺血管，并在实验期间维持微血管床的内容量。 
		注意：以 Kfc 作为肺水肿指标的测量结果，在手动与自动灌注系统之间无差异。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>电子控制与信号处理：确保呼吸流量、重量变化、微血管压力、潮气量、血管阻力等信号被记录在一个多通道中央电子单元上，该单元整合来自换能器的信号，并在评估系统中实时显示。</li>
</ol>

<ol><li>Dixon, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+to+the+physiology+of+the+lungs%3A+Part+I.+The+bronchial+muscles%2C+their+innervation%2C+and+the+action+of+drugs+upon+them%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Contributions to the physiology of the lungs: Part I. The bronchial muscles, their innervation, and the action of drugs upon them.</a> The Journal of Physiology. 29 (2), 97-173 (1903).</li>
<li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ex+vivo+lung+perfusion+as+a+platform+for+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research.</a> World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).</li>
<li>Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%3A+a+comprehensive+review+of+the+development+and+exploration+of+future+trends%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion: a comprehensive review of the development and exploration of future trends.</a> Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).</li>
<li>Delaunois, A., Gustin, P., Ansay, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+muscarinic+receptor+subtypes+mediating+pulmonary+oedema+in+the+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Pulmonary+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Multiple muscarinic receptor subtypes mediating pulmonary oedema in the rabbit.</a> Pulmonary Pharmacology. 7 (3), 185-193 (1994).</li>
<li>Delaunois, A., Gustin, P., Vargas, M., Ansay, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effect+of+various+antagonists+of+inflammatory+mediators+against+paraoxon-induced+pulmonary+edema+in+the+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicology+and+Applied+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Protective effect of various antagonists of inflammatory mediators against paraoxon-induced pulmonary edema in the rabbit.</a> Toxicology and Applied Pharmacology. 132 (2), 343-345 (1995).</li>
<li>Barr, H. A., Nicholas, T. E., Power, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+alveolar+surfactant+in+rats+at+rest+and+during+prolonged+hyperpnoea%3A+pharmacological+evidence+for+two+tissue+pools+of+surfactant%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Control of alveolar surfactant in rats at rest and during prolonged hyperpnoea: pharmacological evidence for two tissue pools of surfactant.</a> British Journal of Pharmacology. 93 (3), 473-482 (1988).</li>
<li>Machuca, T. N., Cypel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+Disease%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion.</a> Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1054-1062 (2014).</li>
<li>Steen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+human+transplantation+of+a+nonacceptable+donor+lung+after+reconditioning+ex+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 83 (6), 2191-2194 (2007).</li>
<li>Cypel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+for+prolonged+normothermic+ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%3A+The+Official+Publication+of+the+International+Society+for+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 27 (12), 1319-1325 (2008).</li>
<li>Cypel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normothermic+ex+vivo+lung+perfusion+in+clinical+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation.</a> New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).</li>
<li>Kao, C. C., Parulekar, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+perfusate+exchange+during%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Is perfusate exchange during.</a> Annals of Translational Medicine. 8 (3), 43(2020).</li>
<li>Alquicira-Mireles, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Participaci%C3%B3n+de+la+serotonina+en+los+cambios+de+permeabilidad+vascular+en+la+preservaci%C3%B3n+pulmonar+en+conejo%22">Participación de la serotonina en los cambios de permeabilidad vascular en la preservación pulmonar en conejo</a>. , Universidad Nacional Autónoma de México. Biología thesis (2013).</li>
<li>Arreola-Ramírez, J. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Papel+de+la+liberaci%C3%B3n+de+acetilcolina+y+sustancia+P+en+el+deterioro+de+la+funci%C3%B3n+pulmonar+en+un+modelo+experimental+de+preservaci%C3%B3n+pulmonar+en+conejo%22">Papel de la liberación de acetilcolina y sustancia P en el deterioro de la función pulmonar en un modelo experimental de preservación pulmonar en conejo</a>. , Universidad Nacional Autónoma de México. Doctorado en Ciencias Biomédicas thesis (2009).</li>
<li>Isolated lung perfusion systems for small to large animal models. Harvard Apparatus. Hugo Sachs Elektronik (HSE). , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Isolated%20Lung%20Perfusion%20Systems%20Brochure.pdf">https://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Isolated%20Lung%20Perfusion%20Systems%20Brochure.pdf</a> (2021).</li>
<li>Jiao, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolving+trend+of+EVLP%3A+Advancements+and+emerging+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22SN+Comprehensive+Clinical+Medicine%22%5BJournal%5D)">Evolving trend of EVLP: Advancements and emerging pathways.</a> SN Comprehensive Clinical Medicine. 1 (4), 287-303 (2019).</li>
<li>Mordant, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+stem+cell+treatment+is+associated+with+decreased+perfusate+concentration+of+interleukin-8+during+ex+vivo+perfusion+of+donor+lungs+after+18-hour+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%3A+The+Official+Publication+of+the+International+Society+for+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal stem cell treatment is associated with decreased perfusate concentration of interleukin-8 during ex vivo perfusion of donor lungs after 18-hour preservation.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1245-1254 (2016).</li>
<li>Cowan, P. J., Hawthorne, W. J., Nottle, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xenogeneic+transplantation+and+tolerance+in+the+era+of+CRISPR-Cas9%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Organ+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Xenogeneic transplantation and tolerance in the era of CRISPR-Cas9.</a> Current Opinion in Organ Transplantation. 24 (1), 5-11 (2019).</li>
<li>Collaborators, G. C. R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+and+attributable+health+burden+of+chronic+respiratory+diseases%2C+1990-2017%3A+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2017%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet+Respiratory+Medicine%22%5BJournal%5D)">Prevalence and attributable health burden of chronic respiratory diseases, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017.</a> The Lancet Respiratory Medicine. 8 (6), 585-596 (2020).</li>
<li>Bravo-Reyna, C. C., Torres-Villalobos, G., Aguilar-Blas, N., Frías-Guillén, J., Guerra-Mora, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+study+of+capillary+filtration+coefficient+%28Kfc%29+determination+by+a+manual+and+automatic+perfusion+system.+Step+by+step+technique+review%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Research%22%5BJournal%5D)">Comparative study of capillary filtration coefficient (Kfc) determination by a manual and automatic perfusion system. Step by step technique review.</a> Physiological Research. 68 (6), 901-908 (2019).</li>
<li>Pereira, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((COVID-19+in+solid+organ+transplant+recipients%3A+Initial+report+from+the+US+epicenter%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">COVID-19 in solid organ transplant recipients: Initial report from the US epicenter.</a> American Journal of Transplantation. 20 (7), 1800-1808 (2020).</li>
</ol>

作者声明无利益冲突。

本研究展示了离体肺灌注系统的总体概况，这是肺生理学研究中的一项关键技术。离体肺灌注系统在应用上具有高度的灵活性，可用于评估多种参数，适用于检验广泛科学假设的需求15。作为一种在全球范围内广泛应用的研究工具，离体肺系统在近十年中进一步确立了其在器官特异性评估中的重要性，并且其应用范围已扩展至前沿技术与新型疗法的延伸领域，包括间充质干细胞16和CRISPR/Cas9基因组编辑技术17等。当前体外肺灌注（ex vivo lung perfusion）的研究领域广泛涵盖抗炎策略、通气相关损伤的管理与预防、抗排斥治疗以及抗肺水肿效能等方面15。
正确组装仪器是确保数据准确采集的必要条件。如图1所示，整个系统由一个连接至通风系统的负压湿化腔室，以及一个分别模拟肺部呼吸和循环功能的灌注系统组成。两个系统均连接至数据采集系统，该系统...

布罗迪和迪克森首次描述了 离体 1903年的肺灌注系统 1此后，它已成为研究肺部生理学、药理学、毒理学和生物化学的金标准工具2,3该技术为评估肺移植的存活率提供了一种稳定且可重复的方法，并可用于确定组胺、花生四烯酸代谢物、P 物质等炎症介质及其在支气管收缩、肺不张和肺水肿等肺部现象中的相互作用。离体肺系统一直是揭示肺脏在清除体循环中生物源性胺类物质方面重要角色的关键技术。4,5此外，该系统已被用于评估肺表面活性物质的生物化学特性6. 在过去几十年中， 离体 肺灌注系统已成为肺移植研究的理想平台72001年，Stig Steen 领导的团队描述了该技术的首次临床应用 离体 利用该肺灌注系统对一名19岁供体的肺脏进行再条件化处理，该供体肺脏因存在损伤最初被多个移植中心拒绝。获取左肺后进行灌注，持续65分钟；随后成功移植至一名70岁慢性阻塞性肺疾病（COPD）患者体内8. 进一步研究利用肺脏再调节的 离体 灌注促进了多伦多扩展肺灌注技术的发展，用于评估和治疗受损的供体肺9,10. 临床上， 离体 肺灌注系统已被证明是一种安全的策略，可通过治疗和修复不符合标准的供体肺来扩大供体库，其在风险和临床结局方面与符合标准的供体相比无显著差异10. 
离体肺灌注系统的主要优势在于，可在人工实验室条件下维持器官完整生理功能的基础上，对实验参数进行评估。此外，该系统允许测量和调控肺机械通气，以分析肺生理学的各项指标，如气道阻力、总血管阻力、气体交换以及水肿形成，而这些参数迄今为止尚无法被精确测定 体内 在实验动物上2值得注意的是，可以完全控制用于肺灌注的溶液成分，从而实现实时添加物质以评估其效应，并可从灌注液中采集样本用于进一步研究11使用离体肺系统的科研人员应注意，机械通气会导致肺组织功能衰退，缩短其有效使用时间。在实验过程中定期对肺进行过度膨胀处理，可显著延缓机械参数的进行性下降。4不过，该制备过程通常不能持续超过八小时。另一个需要考虑的因素是 离体 肺灌注系统的局限在于缺乏中枢神经调节和淋巴引流。这种缺失的影响尚未完全明确，可能在某些实验中成为潜在的偏倚来源。 
离体肺灌注系统技术可在兔模型中以高度一致性和可重复性进行。本文描述了实施该技术的技术与外科操作步骤 离体 在墨西哥城国家呼吸系统疾病研究所开发的用于兔模型的离体肺灌注技术，旨在分享相关经验，并为该实验模型应用中的关键步骤提供清晰的指导。

<table><tbody><tr><td>2-Stop Tygon E-Lab 软管，内径 3.17 mm，每包 12 根，黑白双色</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-1864</td><td></td></tr><tr><td>IPL-4 正压通气适配器</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4312</td><td></td></tr><tr><td>IPL-4 正压通气适配器</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4312</td><td></td></tr><tr><td>IPL-4 负压通气期间向气管供应不同于室内外空气的气体混合物的替代无压供气装置</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4309</td><td></td></tr><tr><td>兔至胎猪离体灌注肺基础装置</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4138</td><td></td></tr><tr><td>牛血清 A2:D41 白蛋白冻干粉</td><td>sigma</td><td>3912</td><td>500 g</td></tr><tr><td>氯化钙，CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;&amp;middot;2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>JT Baker</td><td>10035-04-8</td><td></td></tr><tr><td>冻存管</td><td>Corning</td><td>430659</td><td>2 mL</td></tr><tr><td>D-葡萄糖，C&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;12&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;</td><td>sigma</td><td>G5767</td><td></td></tr><tr><td>差分低压换能器 DLP2.5，量程 ±2.5 cmH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O，HSE 接口</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-3882</td><td></td></tr><tr><td>差分压力换能器 MPX，量程 ±100 cmH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O，HSE 接口</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-0064</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf 管</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>色谱纯无水乙醇</td><td>Caledon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Falcon 管</td><td></td><td></td><td>14 mL</td></tr><tr><td>哈佛蠕动泵 P-230（含控制箱和 P-230 电机驱动器）</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>70-7001</td><td></td></tr><tr><td>加热式线性气流传感器，流量范围 0 至 10 L/min</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>59-9349</td><td></td></tr><tr><td>单气流传感器加热控制器，230 VAC，50 Hz</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>59-9703</td><td></td></tr><tr><td>肝素</td><td>PISA</td><td></td><td>5000 UI</td></tr><tr><td>高效液相色谱柱（C18 100A 5U）</td><td>Alltech</td><td>98121213</td><td>150 mm × 4.6 mm</td></tr><tr><td>亲水性注射器滤器</td><td>Millex</td><td>SLLGR04NL</td><td>4 mm</td></tr><tr><td>IPL-4 离体兔至胎猪肺核心系统，230</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4296</td><td></td></tr><tr><td>IPL-4 离体兔至胎猪肺核心系统，230 V</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4296</td><td></td></tr><tr><td>带烧结头和软管的夹套玻璃缓冲液储液瓶，6.0 L</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-0322</td><td></td></tr><tr><td>劳达恒温循环器，型号 E-103，230 V/50 Hz，浴槽体积 3 L，温度范围 20 至 150&amp;deg;C</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-0125</td><td></td></tr><tr><td>带篮式结构的兔左心房插管，外径 5.9 mm</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4162</td><td></td></tr><tr><td>用于 PLUGSYS 模块的低量程血压换能器 P75</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-0020</td><td></td></tr><tr><td>七水合硫酸镁，MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;&amp;middot;7H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>JT Baker</td><td>10034-99-8</td><td></td></tr><tr><td>微量离心管</td><td>Corning</td><td>430909</td><td></td></tr><tr><td>IPL-4 负压通气控制选件，含压力调节器</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4298</td><td></td></tr><tr><td>新西兰兔</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PISABENTAL（戊巴比妥钠）</td><td>PISA</td><td>Q-7833-215</td><td></td></tr><tr><td>PLUGSYS 机箱，型号 603*7</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-0045</td><td></td></tr><tr><td>PLUGSYS TCM 时间计数模块</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-1750</td><td></td></tr><tr><td>PLUGSYS 换能器放大模块（TAM-A）</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-0065</td><td></td></tr><tr><td>PLUGSYS 换能器放大模块（TAM-D）</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-1793</td><td></td></tr><tr><td>PLUGSYS VCM-4R 通气控制模块，含压力调节器</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-1755</td><td></td></tr><tr><td>氯化钾，KCl</td><td>JT Baker</td><td>3040-01</td><td></td></tr><tr><td>磷酸二氢钾，KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>JT Baker</td><td>7778-77-0</td><td></td></tr><tr><td>PROCIN（盐酸赛拉嗪）</td><td>PISA</td><td>Q-7833-099</td><td></td></tr><tr><td>带篮式结构的兔肺动脉插管，外径 4.6 mm</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4161</td><td></td></tr><tr><td>手术刀片</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-羟色胺 5-HT</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>灌注伺服控制器（SCP）</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-2806</td><td></td></tr><tr><td> snap cap 微量离心管</td><td>Costar</td><td>3620</td><td>1.7 mL</td></tr><tr><td>碳酸氢钠，NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>sigma</td><td>S6014</td><td></td></tr><tr><td>氯化钠，NaCl</td><td>sigma</td><td>S9888</td><td></td></tr><tr><td>7.5 号外科手套</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>8 号外科手套</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Taygon 软管</td><td>Masterflex</td><td></td><td></td></tr><tr><td>兔气管插管，外径 5.0 mm</td><td>Hugo Sachs Elektronik (HSE)</td><td>73-4163</td><td></td></tr></tbody></table>

兔模型中的离体肺灌注系统

Isolated Lung Perfusion System in the Rabbit Model

离体肺灌注系统已广泛应用于肺部研究，有助于从微观和宏观层面阐明肺脏的内在工作机制。该技术通过测量代谢活性和呼吸功能，可用于表征肺生理学与病理学特征，包括循环物质之间的相互作用以及吸入或灌注物质的影响，例如在药物测试中的应用。尽管体外（in vitro）方法涉及组织切片与培养，离体器官外（ex vivo）肺灌注系统则允许使用一个完整且具有功能的器官，从而能够在模拟通气与灌注条件下研究持续的生理功能。然而，需要注意的是，中枢神经支配缺失和淋巴引流缺失所造成的影响仍需进一步全面评估。本实验方案旨在描述离体肺装置的组装过程，随后介绍实验动物肺脏与心脏的手术取出及插管操作，并展示灌注技术与数据信号处理方法。离体肺的平均存活时间为5至8小时；在此期间，肺毛细血管通透性逐渐增加，导致肺水肿和肺损伤。保存肺组织的功能状态通过毛细血管滤过系数（Kfc）进行评估，该参数用于随时间测定肺水肿的发展程度。

离体肺灌注系统可对器官进行操作，以进行活检、从灌注液中采集样本，并实时收集生理参数数据。该离体系统可用于验证多种假设，涉及肺的不同功能和生理现象，从代谢和酶活性到肺水肿形成以及肺移植的器官保存时间等研究均可应用。
图1 展示了完全组装的离体肺灌注系统示意图，包括通气系统和计算数据采集系统。该系统的灌注部分可确保灌注液持续流经离体肺组织。通过肺动脉插管实现灌注液的流入，而灌注液的流出则通过左心房插管实现。灌注液由滚压泵推动，依次流经热交换器、气泡捕集器，进入肺动脉，最终到达肺血管床。该系统的通气部分可使通气介质持续流经气流传感器远端，再经气管插管直接进入肺部。
图2 显示MAO的浓度（图 2A）和 5-HT（图2B在保存的离体肺中 4 °C 24小时内。通过ELISA法分析不同时间点采集的血管...

离体兔肺制备是肺部研究中的金标准工具。本文旨在描述该技术，该技术已开发用于研究气道反应性、肺保存以及肺移植和肺水肿的临床前研究中涉及的生理和病理机制。

离体肺灌注系统已广泛应用于肺部研究，有助于阐明肺脏的微观和宏观内在机制，……

该技术通过测量代谢活性和呼吸功能，有助于肺部生理学和病理学的表征。离体肺灌注系统可使研究者在完整且具有功能的器官上开展工作，能够在模拟通气与灌注的同时，研究持续的生理功能。该方法有助于深入了解肺组织非呼吸功能的特征，例如代谢活性以及肺泡巨噬细胞和内皮组织等不同组分的活性。首先，组装工作装置，确保装置包含安装在底板上的主钢柱，底板上固定有人工胸腔，钢柱上方及预热线圈后方设有流量计和重量传感器，并配有气泡捕集器。将所有传感器连接到中央电子单元，并在装置旁准备好通气系统。对麻醉后的兔子手术部位进行剃毛，从胸骨柄开始沿腹侧正中线向上至颈部做一长度为3至5厘米的切口。使用手术剪在软骨环之间剪开气管前2/3部分。通过气管纤维膜插入一根5毫米的气管套管，并用4-0丝线小心固定套管。将镊子或止血钳置于气管下方，以确保套管不会压迫气管而发生弯曲。将呼吸泵连接至气管插管，将潮气量设置为10毫升/千克，并在气管切开后、打开胸腔前迅速启动通气，以维持肺内正压，防止手术过程中肺塌陷。为进入胸腔，使用手术刀或剪刀切开胸壁，并沿胸骨正中切开至胸腔上三分之一处。用两个牵开器将胸廓两侧分开并固定。定位上腔静脉和下腔静脉，并用缝线标记。在动物放血前，识别右心室并注射每千克1,000国际单位的肝素。注射后立即用预先穿好的缝线结扎上腔静脉和下腔静脉。切开胸骨柄，将胸骨正中切口向气管套管方向延伸，从结缔组织中游离气管两侧。随后在气管套管上方切除气管，并沿头尾轴方向轻柔上提套管。在放血以获取心肺组织块后，采用直接手指分离法或弹簧剪刀分离结缔组织，将肺脏从胸腔中取出。接下来，解剖血管系统和食管。将分离的肺组织从胸腔中取出，并小心地将其放置在培养皿内无菌纱布上。为防止肺不张，需采用呼气末正压为2 cmH₂O的正压通气对肺进行通气。在房室沟水平将心室从心脏上切除。打开两个心室后，将肺动脉插管经右肺动脉插入，将左心房插管经二尖瓣插入左心房。使用4-0丝线缝合，连同肺动脉和左心房周围的组织一并结扎，以固定插管，防止结构扩张。通过动脉插管注入250毫升等渗盐水溶液，以冲洗血管床中残留的血液。进行灌注装置操作时，将分离的肺小心放入肺腔内。将气管连接至腔盖上的换能器，并将插管的血管连接至灌注系统，然后关闭并用旋转锁固定腔体。接下来，安装腔室盖，并切换旋塞阀，使通气模式从正压通气转为负压通气。用200毫升无血人工灌注液对肺脏进行灌注，起始灌注流速为每分钟每千克3毫升，随后在5分钟内缓慢递增至每分钟每千克5毫升。随后5分钟内，使流速达到每分钟每千克8毫升，最后以每分钟每千克10毫升的最大流速维持5分钟。以每分钟30次的频率、10毫升/千克的潮气量和2厘米水柱的呼气末正压，用湿化空气对肺部进行通气。为达到第三区条件，等待10至15分钟，以获得一个等重力状态的平衡，确保在整个记录期间静脉压稳定。确保肺重量保持恒定，且动脉压和左心房压稳定，以实现第三区条件，从而最大限度地开放肺血管，并在实验期间维持微血管床的内容。对于电子控制和信号处理，应确保呼吸流量、重量变化、微血管压力、潮气量、血管阻力等参数由一个多通道中央电子单元进行记录，该单元整合来自传感器的信号并将其显示在评估系统上。检测了参与肺代谢和血管通透性的5-HT和单胺氧化酶的浓度。5-HT和单胺氧化酶的浓度在保存15分钟后达到峰值，随后在接下来的6小时内逐渐下降。此后，灌注水平在24小时内呈现无统计学显著意义的升高。5-羟色胺（5-HT）和单胺氧化酶的释放速率表明，在保存的最初1小时内，5-HT水平升高程度超过单胺氧化酶，并在6小时内因内皮细胞和血小板的重摄取以及单胺氧化酶介导的分解代谢而下降。中性内肽酶活性在9小时时升高，随后降低，并在12至24小时内保持稳定。血管紧张素转换酶活性在4小时后下降，随后升高并持续稳定至24小时。对肺保存作用下毛细血管通透性的影响评估持续24小时，结果表明灌注肺的毛细血管滤过系数呈进行性升高。在不同条件下检测了多种添加剂对离体肺灌注系统毛细血管通透性的影响，发现使用阿托品时通透性升高最为显著。最重要的操作是将肺正确放置于肺腔内，并将插管的血管连接至灌注系统。该技术的应用意义在于研究循环物质之间的相互作用，以及吸入或灌注物质对肺部的影响，例如在药物测试及多种肺部疾病研究中的应用。

isolated-lung-perfusion-system-in-the-rabbit-model

Research

科研

JoVE Journal

Medicine

医学

兔模型中的孤立肺灌注系统

本研究的目的是在生理前负荷和后负荷压力条件下，监测离体心脏的线粒体氧化还原状态。本文介绍了一种双心室工作状态的兔心脏模型。通过高时空分辨率的NADH荧光成像，监测心外膜组织中线粒体的氧化还原状态。...

离体双心室工作兔心脏的NADH荧光成像

本视频展示了一种用于离体肺灌注的离体技术。该技术是肺部研究的工具，有助于研究肺移植过程中涉及的各种生理和病理机制。...

离体肺灌注：一种用于兔模型肺部研究的技术

离体血液灌注肺制备方法使得肺表面微血管网络的可视化成为可能。本文介绍了一种利用实时荧光成像技术定量分析离体肺中单个微血管通透性的方法。...

在离体血液灌注大鼠肺模型中定量单个微血管通透性

离体肺灌注（EVLP）通过实现对器官的评估并扩大供体来源，使人类肺移植变得更加可行。本文中，我们描述了大鼠EVLP模型的建立过程以及相关优化，这些改进为未来的进一步拓展提供了可重复的实验模型。...

分离方法 离体 大鼠模型中的肺灌注：建立大鼠离体肺灌注（EVLP）项目的经验总结

本文介绍了一种在灌注心脏中使用心室内光学导管的方法，用于对心脏壁进行跨壁吸收光谱分析。所获得的数据可在此广泛应用的实验模型中，同步提供关于组织氧张力、底物利用和膜电位的信息，同时结合心脏功能的测量指标。...

用于灌注哺乳动物心脏跨壁吸收光谱监测细胞代谢的腔内心脏侧向发光导管

离体 肺可用于多种实验，以在排除混杂变量的情况下收集生理数据 体内 实验。商业设备通常价格昂贵，且在可收集的数据类型方面存在局限。我们描述了一种构建完全模块化装置的方法，可适应多种研究设计。...

大鼠的设计与构建 离体 肺灌注模型

本研究展示了一种在兔子中建立急性区域性心肌缺血和再灌注损伤的动物模型，该模型具有高度可重复性，适用于通过左侧小切口开胸术进行存活实验，或通过正中胸骨切开术进行非存活实验。...

兔缺血-再灌注损伤模型

本文所述的猪肝脏常温机械灌注（NMP）模型可成功用于研究NMP作为一种器官保存策略、活力评估工具以及器官修复平台。该模型具有较高的转化价值，但在技术上具有挑战性且劳动强度大。...

猪常温离体肝脏灌注

本文描述了建立大鼠离体肺灌注（EVLP）模型所需的必要步骤，并展示了灌注肺组织相关的炎症特征。目的是传播有关大鼠EVLP模型的知识与经验，促进对这一革命性技术所涉及的生物学反应的全面理解。...

建立一种 离体 用于肺移植转化研究的大鼠肺灌注模型

目标是开发一种新的 离体 大鼠离体肺灌注（EVLP）模型，可在4小时内维持稳定的肺功能，并为行业提供具体实施细节，从而为将EVLP技术应用于啮齿类动物模型建立一种可靠的方法。...

建立一种用于循环死亡后大鼠肺脏的新型离体肺灌注系统

了解兔模型孤立肺灌注系统的建立方法，用于研究肺部生理与病理机制。该技术可测量代谢活性与呼吸功能，为肺移植及肺水肿等临床前研究提供可靠的实验模型。

兔模型中的离体肺灌注系统

探索更多视频