Name: 跨波森插入测序作为工具，以阐明细菌殖民因素在拉克霍尔德里亚角膜甲虫 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 55 s
Description: 了解转座子插入测序技术，用于鉴定Burkholderia gladioli在昆虫宿主中定殖所需的关键基因。该方法通过比较体内外突变体文库，揭示共生细菌与宿主的相互作用机制。

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我们感谢Junbeom Lee提供用于接合实验的E. coli WM3064+pRL27菌株以及对接合实验步骤的指导，感谢Kathrin Hüffmeier在突变文库构建过程中提供的问题排查帮助，感谢André Rodrigues教授在昆虫采集及许可申请方面提供的支持。我们还感谢Rebekka Janke和Dagmar Klebsch在昆虫采集与饲养方面提供的协助。我们谨向巴西有关主管部门致谢，感谢其授予以下昆虫标本的获取、采集和出口许可：SISBIO授权编号45742-1、45742-7和45742-10，CNPq项目编号01300.004320/2014-21和01300.0013848/2017-33，IBAMA编号14BR016151DF和20BR035212/DF。本研究得到了德国科学基金会（DFG）研究基金项目FL1051/1-1和KA2846/6-1的资助。

1. 培养基与缓冲液的配制
<ol>
	<li>按照表1配制KB和LB培养基及琼脂平板，并在121 °C、15 psi条件下高压灭菌20分钟。
	<ol>
		<li>在接种E.coli WM3064 + pRL27前，向已灭菌的LB培养基中加入50 µg/mL过滤除菌的卡那霉素和300 µM过滤除菌的2,6-二氨基庚二酸（DAP）。</li>
		<li>向已灭菌的KB琼脂中加入50 µg/mL过滤除菌的卡那霉素，用于制备筛选成功的B. gladioli Lv-StA接合子所需的平板。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>通过混合以下组分配制1x磷酸盐缓冲液（PBS）：NaCl 8 g/L，KCl 0.201 g/L，Na2HPO4 1.42 g/L，以及KH2PO4 0.272 g/L。将盐类溶解于蒸馏水中，使用前在121 °C、15 psi条件下高压灭菌20分钟。室温保存。</li>
	<li>通过将以下组分溶解于蒸馏水中配制2x结合与洗涤缓冲液：10 mM Tris-HCl（pH 7.5）、1 mM乙二胺四乙酸（EDTA）和2 M NaCl。使用前经滤膜除菌。室温保存。</li>
	<li>将10 mM Tris-HCl（pH 8.0）和0.1 mM EDTA溶解于重蒸水中，配制1x低TE缓冲液。在121 °C、15 psi条件下高压灭菌20分钟以灭菌。室温保存。</li>
</ol>
2. 接合生成转座子突变文库
<img alt="细菌接合示意图；突变文库混合；大肠杆菌的转接合子筛选过程。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62843/62843fig01.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图1"> 
图1：接合实验流程步骤。 接合受体菌 Burkholderia gladioli Lv-StA（红色）和含有 pRL27 质粒的供体菌 Escherichia coli （粉色）分别在添加了卡那霉素和 DAP 的 KB 琼脂和 LB 培养基中培养。在 30 °C 下进行 12–18 小时的质粒接合转移后，将转接合子 B. gladioli 细胞在含卡那霉素的 KB 培养基上筛选并混合收集。缩写：DAP = 2,6-二氨基庚二酸；Kan = 卡那霉素。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62843/62843fig01large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<ol>
	<li>在无菌操作台中，将含有卡那霉素和DAP的10 mL LB培养基接种新鲜的Escherichia coli WM3064 + pRL27供体菌株，同时将5 mL KB培养基接种Burkholderia gladioli Lv-StA受体菌。将两种培养物置于30 °C、250 rpm摇床中过夜培养。</li>
	<li>过夜培养后，分别取4 mL培养物在9,600 × g条件下离心6分钟，使细胞沉淀，弃去上清液。</li>
	<li>在无菌操作台中，用含DAP的KB培养基洗涤细胞沉淀，并最终分别将沉淀重悬于4 mL KB + DAP培养基中。</li>
	<li>在新的15 mL离心管中，混合250 µL洗涤后的E. coli供体细胞与1 mL洗涤后的B. gladioli Lv-StA受体细胞。</li>
	<li>取10 µL上述接合细胞混合物点种于含DAP的KB琼脂平板上。将平板在室温下的无菌操作台中静置1小时，随后将接合点朝上置于30 °C培养12–18小时。 
	注意：可根据目标菌种调整接合时间。然而，较长的接合时间会增加双插入或质粒整合到基因组的风险。对于生长缓慢的细菌，可适当延长接合时间。</li>
	<li>培养结束后，在无菌操作台中向平板中加入2–4 mL 1× PBS，使用细胞刮刀将生长的细菌接合斑从琼脂表面刮下，并用移液器将接合后的细胞混合物转移至2 mL微量离心管中。</li>
	<li>在9,600 × g条件下离心2分钟使细胞沉淀，弃去上清液，用1 mL 1× PBS通过反复吹打洗涤沉淀两次。最后将沉淀重悬于1200 µL 1× PBS中。若混合物中细胞数量超过1 × 104，则在涂板前进行适当稀释。</li>
	<li>充分混匀后，取200 µL细胞混合物涂布于添加卡那霉素的大尺寸KB琼脂平板（如需要，可使用6个或更多平板），30 °C过夜培养。 
	注意：目标突变菌落在选择性琼脂平板上通常在30小时内出现。由于抗生素抗性标记的存在，只有发生突变的菌落才能在选择性平板上生长，因此所有生长的菌落均应为成功的接合子。</li>
	<li>统计三个平板上的接合子菌落总数，并据此推算所有平板中获得的突变体总数。为提高获得代表性突变文库的可能性，应确保菌落总数显著高于基因组中基因总数的若干倍。为验证接合是否成功，可按照第3节所述方法，对10–20个菌落进行针对插入盒的PCR检测。 
	注意：理想情况下，菌落数应至少达到全基因组基因数的10倍，本例中即&gt;75,000个突变体。然而，准确估计一个完全代表性文库所需的菌落数通常较为困难。目前尚无法明确已突变的独特基因数量，因为必需基因的破坏无法被检测到，同一基因可能存在多个不同的突变位点，且Tn5转座子诱导的突变并非完全随机。</li>
	<li>在无菌操作台中，向琼脂平板中加入1–2 mL 1× PBS，刮取平板上的菌落，并将所有刮下的细胞混合物收集至50 mL离心管中。涡旋振荡使文库充分混匀，然后将4 mL混合突变文库分装至多个冻存管中，每管加入1 mL 70%甘油，于-80 °C保存。</li>
</ol>
3. PCR 和凝胶电泳验证 B. gladioli Lv-StA 中插入片段的成功整合
<ol>
	<li>为确认插入片段的存在，从步骤 2.9 的筛选平板上挑取单个突变菌落，并使用 表 2 中列出的引物对插入盒进行 PCR 扩增。按照 表 3 配制 PCR 反应主混合液，并根据 表 4 中所述条件设置PCR仪的反应程序。</li>
	<li>将PCR产物通过电泳在1.6%琼脂糖凝胶上进行检测（250 V，40 分钟），以确认扩增的DNA片段长度是否为预期的1580 bp。</li>
</ol>
4. 蚜虫卵上的突变体菌株感染
<ol>
	<li>文库洗涤步骤
	<ol>
		<li>将制备好的突变文库分装样品置于冰上解冻。在2,683 × g 10 分钟后离心并移除上清液。在无菌操作台内，用 4 mL 1×PBS 洗涤细胞，以去除细胞表面残留的培养基。将细胞重悬于 4 mL 1×PBS 中。</li>
		<li>使用细胞计数板对文库的等分试样进行细胞计数。将文库的一部分稀释至 2 × 106 细胞/µL 在1x PBS中。</li>
		<li>涡旋混匀文库分装液，确保整个文库均匀混合，再取所需体积。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>卵块消毒与 体内 感染
	<ol>
		<li>选择一个 L. villosa 卵块。统计卵的数量，若卵块包含的卵超过100个，则继续操作。</li>
		<li>对整个卵块进行灭菌。
		<ol>
			<li>添加 200 µL 用70%乙醇轻轻清洗卵5分钟。移除乙醇后，用高压灭菌水将卵清洗两次。</li>
			<li>添加 200 µL 12% 次氯酸钠（NaOCl）溶液中轻轻清洗卵子30秒。立即去除次氯酸钠溶液，并用 200 µL 高压灭菌水。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>感染 2 × 106 细胞/µL 洗涤后的突变文库接种于灭菌的卵团上（2.5 µL 每枚卵）</li>
		<li>感染的甲虫幼虫孵化两天后，收集100条2龄幼虫nd 每1.5 mL离心管中放入一定龄期幼虫，于-80℃保存80 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>体外 突变文库对照
	<ol>
		<li>在无菌操作台中接种 250 µL 2 × 106 细胞/µL 含卡那霉素的10 mL KB培养基中的洗涤后突变文库。</li>
		<li>孵育 体外 突变株培养物在 30 °C 20 小时。 
		注意：计算孵育时间，使其与野生型的大致世代数相匹配 B. gladioli Lv-StA 体内 在定植期间。</li>
		<li>孵育20小时后，加入等体积的70%甘油 体外 突变体培养物并将其保存在 -80 °C.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 感染的甲虫和 体外 突变体文库DNA提取
注意：DNA 提取采用 DNA 和 RNA 纯化试剂盒，具体操作步骤简要如下，严格按照试剂盒生产商提供的方案进行。
<ol>
	<li>将收集的幼虫（每微量离心管最多4 mg）加入1–2 mL液氮，用研杵研磨匀浆。</li>
	<li>解冻 体外 从甘油原液中在冰上培养突变株。在9,600 × g离心收集细胞沉淀。 g 在细胞裂解前孵育10分钟。</li>
	<li>添加 300 µL 组织和细胞裂解液的添加量 体外 和 体内 样品。加入 5 µL 10 mg/mL 蛋白酶K，将混合物在指定条件下孵育 60 °C 15 分钟，然后置于冰上 3-5 分钟。</li>
	<li>添加 150 µL 加入蛋白沉淀试剂至裂解液中，充分涡旋。在9,600 × g 10 分钟</li>
	<li>将上清液转移至一个1.5 mL离心管中。加入 500 µL 加入异丙醇至悬浮液中，轻轻倒置离心管至少40次，然后在-20 °C 1小时或过夜。</li>
	<li>通过在 9,600 × g 条件下离心沉淀 DNA g 10 分钟。弃去上清液，向 DNA 沉淀中加入预冷的 70% 乙醇。</li>
	<li>在 ≥10,000 × g 条件下离心 g 5分钟。弃去上清液，将样品在空气中干燥至少1小时。</li>
	<li>将DNA从 体外 和 体内 样品中 100 µL 低TE缓冲液</li>
	<li>将样品储存在 -20 °C.</li>
</ol>
6. 测序文库制备
注意：DNA文库构建的实验方案及试剂根据DNA文库构建试剂盒制造商提供的说明书进行过调整和修改。
<img alt="测序工作流程图：从DNA片段化到最终文库制备，使用PCR和链霉亲和素磁珠。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62843/62843fig2v3.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图2"> 
图2：DNA文库制备步骤示意图。在DNA片段化和接头连接之后，改进的方案包含一个链霉亲和素磁珠筛选步骤，用于富集含有插入盒的DNA片段。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62843/62843fig2v2large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<ol>
	<li>将样品稀释至浓度为 20 ng/µL、体积为 100 µL，并置于冰上保存。</li>
	<li>使用超声波破碎仪对 in vivo 和 in vitro 样品的 DNA 进行剪切。将超声波破碎仪设置为 70% 功率。短暂涡旋混匀样品后，剪切 1 分 30 秒。 
	注意：不同型号的超声波破碎仪其设置参数可能有所不同。本实验中所得片段大小为 200–400 bp，适用于 150 bp 双端测序方法（见步骤 9.1）。剪切参数可根据实验人员的具体需求进行调整。</li>
	<li>检测 DNA 是否已被剪切至目标片段大小范围（本实验中为 200–400 bp）。取 5 µL 未剪切和已剪切的 DNA，与上样染料按 1:1 比例混合后，加载至 1.6% 琼脂糖凝胶中，在 250 V 条件下电泳 40 分钟（图 3A、B）。</li>
	<li>准备用于接头连接的片段末端
	<ol>
		<li>向 50 µL 剪切后的 DNA 中加入文库构建试剂盒提供的末端修复试剂：3 µL 酶混合液和 7 µL 反应缓冲液，用移液器充分混匀。将带有加热盖的温控循环仪设定为 ≥ 75 °C，先在 20 °C 孵育 30 分钟，再在 65 °C 孵育 30 分钟，最后保持在 4 °C。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>接头连接
	<ol>
		<li>进行接头连接时，向末端修复反应产物中加入以下试剂：30 µL 连接主混合液（Ligation Master Mix）、1 µL 连接增强剂（Ligation Enhancer）和 2.5 µL 稀释后的接头（Adapter）。用移液器充分混匀后，在加热盖关闭的温控循环仪中于 20 °C 孵育 15 分钟。</li>
		<li>15 分钟后，加入 3 µL 酶液（尿嘧啶 DNA 糖基化酶 + DNA 糖基化酶-裂解酶 内切酶 VIII）（见材料表），用移液器充分混匀，并在加热盖温度 ≥ 47 °C 的温控循环仪中于 37 °C 孵育 15 分钟。 
		注意：本步骤可作为暂停点，样品可在 -20 °C 条件下保存。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>针对 250 bp 片段大小的接头连接 DNA 进行片段筛选
	<ol>
		<li>涡旋混匀磁珠溶液（见材料表），使用前于室温放置 30 分钟。</li>
		<li>向 96.5 µL 接头连接后的 DNA 混合物中加入 0.3x 体积的磁珠，充分移液混匀。将磁珠混合物孵育 5 分钟。 
		注意：磁珠溶液中的盐和聚乙二醇有助于 DNA 片段在磁珠表面沉淀。较低的磁珠与 DNA 比例可使仅较大的 DNA 片段结合到磁珠上。本实验中，长度大于 250 bp 的 DNA 片段会结合至磁珠。</li>
		<li>将管子置于磁力架上使磁珠沉降，去除不需要大小的 DNA 片段。静置 5 分钟后，将上清液转移至新的微量离心管中（保留上清液）。</li>
		<li>向上清液中加入 0.15x 体积的新鲜磁珠，充分移液混匀。孵育磁珠混合物 5 分钟后，将管子放回磁力架上，使目标 DNA 结合的磁珠沉降。等待 5 分钟后弃去上清液（保留磁珠）。 
		注意：该磁珠与 DNA 的比例可使目标大小为 250 bp 的片段有效结合。</li>
		<li>将磁珠置于磁力架上，加入 200 µL 新鲜配制的 80% 乙醇，静置 30 秒。小心移除并弃去乙醇洗涤液，避免扰动磁力架上的磁珠。重复此步骤一次。</li>
		<li>最后一次洗涤后，彻底去除残留乙醇，然后将磁珠在空气中干燥约 2 分钟，直至表面呈现光泽但未完全干透。切勿过度干燥磁珠。</li>
		<li>将管子从磁力架上取下，加入 17 µL 10 mM Tris-HCl 或 0.1x TE（低 TE 缓冲液）。用移液器吹打约 10 次混匀，室温孵育 2 分钟。</li>
		<li>将管子重新放回磁力架上，静置 5 分钟。待磁珠完全沉降后，将 DNA 上清液转移至新管中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>第一轮 PCR（PCR I），用于为含有插入盒的 DNA 片段添加生物素标签
	<ol>
		<li>利用转座子特异性的生物素化引物（表 5）和索引引物，为含有 Tn5 插入盒的 DNA 片段添加生物素标记。根据表 6 配制 PCR 主混合液，并按照表 7 所列的温控循环仪程序进行扩增。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>第一轮 PCR 产物纯化（不进行片段大小选择）
	<ol>
		<li>涡旋混匀 0.9x 体积的磁珠，纯化前至少在室温放置 30 分钟。</li>
		<li>向 PCR 产物中加入 0.9x 体积的磁珠，充分混匀。</li>
		<li>将磁珠置于磁力架上使其沉降。</li>
		<li>移除上清液，并用 200 µL 新鲜配制的 80% 乙醇对磁珠结合的 DNA 洗涤两次。</li>
		<li>洗涤完成后去除乙醇，将磁珠在空气中干燥至表面有光泽但不过度干燥。</li>
		<li>加入 32 µL 10 mM Tris-HCl 或 0.1X TE（低 TE 缓冲液），孵育 5 分钟。将混合物放回磁力架，将上清液转移至新的微量离心管中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将生物素化 DNA 片段结合至链霉亲和素磁珠
	<ol>
		<li>将 32 µL 链霉亲和素磁珠重悬于 1x 结合与洗涤缓冲液（Bind-and-wash buffer）中。在磁力架上用该缓冲液洗涤磁珠三次。</li>
		<li>加入 32 µL 2x 结合与洗涤缓冲液并重悬磁珠。随后加入 32 µL 经纯化的第一轮 PCR 产物。充分混匀后，室温孵育 30 分钟。</li>
		<li>将磁珠-DNA 混合物置于磁力架上 2 分钟。移除上清液，因含有插入边缘的生物素标记 DNA 已结合至磁珠表面的链霉亲和素。</li>
		<li>用 500 µL 1x 结合与洗涤缓冲液洗涤磁珠一次，再用 200 µL 低 TE 缓冲液洗涤一次。将结合 DNA 的磁珠重悬于 17 µL 低 TE 缓冲液中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>第二轮 PCR（PCR II），为含有插入盒边缘的片段添加接头
	<ol>
		<li>根据表 8 配制主混合液，使用表 5 中列出的索引引物和修饰的通用 PCR 引物。将上一步获得的 15 µL DNA 结合磁珠加入 PCR 混合液中。温控循环仪的反应条件见表 7。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>按照本方案第 6.8 步所述方法对 PCR 产物进行纯化（不进行片段大小选择）。最终 DNA 产物洗脱于 30 µL 分子生物学级水中。</li>
	<li>将样品储存于 -20 °C，用于后续测序。</li>
</ol>
7. 测序与分析
<ol>
	<li>使用高通量测序技术对文库进行测序。根据转座子文库的大小调整测序深度，如下所述。使用 FastQC7 评估测序读段的质量。选择在读段 5' 端包含 Tn5 插入边界的读段，并使用 Cutadapt8 和/或 Trimmomatic9 去除插入边界序列。 
	注意：本实验采用双端测序策略，每条读段目标长度为 150 bp，总共 800 万条读段。为获得具有代表性的数据集，需确保测序读段总数超过文库中可能存在的突变体最大数量，即步骤 2.9 中估算的总菌落数。作为参考，本方案的目标测序深度为文库最大可能大小的 40 倍。其他使用 Tn-seq 实现类似目的的成功研究中，测序读段总数约为相应突变体文库中唯一插入事件实际数量的 25 倍22,23。</li>
	<li>考虑到基因末端的突变通常不具备功能破坏性，从参考基因组 GFF 文件的基因注释两端各去除 5% 的区域。使用 Bowtie210 将修剪后的读段比对至参考基因组。</li>
	<li>根据比对生成的 BAM 文件中唯一的 5' 插入位点数量，计算插入事件的总数。</li>
	<li>使用 FeatureCounts11，获取每个重复样本中被插入的基因数量。</li>
	<li>在 RStudio 中使用 DESeq212 软件包，计算不同条件下突变体丰度的差异。</li>
</ol>

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作者声明本研究不存在任何利益冲突。

为鉴定L. villosa甲虫与B. gladioli细菌共生互作中的重要宿主定植因子，构建了B. gladioli转座子突变体文库。本实验方案的主要步骤包括接合转化、宿主感染、DNA文库构建及测序。
由于许多伯克霍尔德菌（Burkholderia）菌株可通过接合转移进行遗传改造24,25，携带转座子和抗生素插入盒的质粒已成功从大肠杆菌（E. coli）接合转入目标菌株B. gladioli Lv-StA。此前尝试通过电转化进行转化时，获得的B. gladioli转化子数量极低，甚至几乎无法获得。建议针对目标生物优化转化技术，以高效获得大量转化子。
一次接合反应及40个接合位点使 B. gladioli Lv-StA 中的3,736个基因发生中断。回顾来看，要中断大多数的7,468个基因并获得饱和文库，需要进行多轮接合反应。值得注意的是，接合过程中的孵育时间不得超过12–18小时，此时间点为 B. gladioli 指数生长期的末期。若使接合过程超过细菌细胞的指数生长期，将降低获得接合子的成功概率26。因此，接合时间应根据细菌物种的生长特性进行调整。
为了成功开展涉及宿主中突变体文库感染的实验，重要的是在定植过程中评估细菌群体瓶颈大小，以及在感染前评估文库中突变体的多样性。1,2,27在实验准备阶段，我们估算了必须感染的最少甲虫数量，以确保文库中的每种突变体都有较大概率被取样并成功定植。大致 体内 细菌世代时间&#160;并计算了实验持续期间的传代次数。 体外 随后通过调整培养时间，使培养物生长至相近的传代次数。对于在其他非模式宿主中进行类似的感染实验，理想情况是能够维持实验室培养体系并持续获得宿主生物材料。
突变体文库培养完成后 体内 和 体外 并进行样品采集后，采用了一种改良的转座子插入测序DNA文库构建方案。该方案的修改之处在于设计了定制的PCR引物，并增加了PCR步骤，以富集含有插入盒的DNA片段。由于该方案经过定制，额外增加的PCR循环可能导致过度扩增，并在最终文库中产生接头-接头杂交片段。因此，建议在两次PCR之后进行一次最终纯化步骤（无需片段大小选择），以去除这些非特异性片段。尽管DNA文库的片段大小分布仍比预期更宽，但通过提高测序深度，可在生物信息学分析过程中过滤获得足够数据，最终得到满意的结果。
由于转座子介导的诱变在单次实验中可产生数千个随机插入，因此有可能构建一个饱和的突变体文库，其中包含除那些关键生长基因被破坏以外的所有突变体。鉴于其他关于伯克霍尔德菌属（Burkholderia sp.）必需基因研究的估算结果28,29，我们很可能并未获得一个饱和的突变体文库。然而，非饱和文库仍有助于通过靶向诱变进一步研究多个候选基因。在开展实验前还需注意，某些转座子具有特定的插入靶位点，会导致基因组中某些位点的突变体富集30。例如，Mariner转座子倾向于插入AT位点31，而Tn5转座子则表现出GC偏好性32,33。在生物信息学分析过程中加入识别转座子插入热点的步骤，将有助于评估插入分布是否存在偏倚。
尽管容易遇到挫折，但设计良好的转座子插入测序实验可在单次实验中有效鉴定出细菌中大量条件性重要的基因。例如，通过结合转座子诱变与基因组学方法，已鉴定出Burkholderia seminalis中约十几个对抑制兰花叶坏死具有重要作用的基因34。除Burkholderia外，利用转座子插入诱变方法，已在Apis mellifera（蜜蜂）的共生菌Snodgrassella alvi中鉴定出多个与黏附、运动性及转运相关的基因，这些基因被证实为重要的定植因子22；同样，在Euprymna scolopes（夏威夷短尾乌贼）的共生菌Vibrio fischerii中也鉴定出类似的重要定植相关基因23。
作为一种替代方法，转座子诱变后可使用选择性培养基对单个突变体进行筛选，而非测序。通过表型筛选或生物测定来鉴定缺陷性状（如运动能力、生物活性次级代谢产物的产生或特定营养缺陷型）是可行的。例如，对一种Burkholderia insecticola（已重新归类至Caballeronia属35）的转座子突变体文库进行筛选，关键揭示了该共生菌利用运动相关基因在其昆虫宿主Riptortus pedestris中定植的机制36。此外，通过转座子诱变结合表型筛选，已在Burkholderia caryophylli中鉴定出生物活性次级代谢产物caryoynencin的生物合成基因簇37。在对Burkholderia pseudomallei进行转座子诱变和筛选后，发现了一株营养缺陷型突变体，该突变体可能是针对类鼻疽病（一种对人类和动物具有高度危险性的疾病）的减毒疫苗候选株38。因此，转座子诱变结合测序是研究细菌分子特性的重要方法，尤其适用于解析病原性或互惠性共生关系中细菌与其宿主相互作用的关键机制。

洋葱伯克霍尔德菌 可与……形成共生关系 Lagria villosa 甲虫，在抵御昆虫宿主的微生物拮抗物方面发挥着重要作用4,5,6雌性甲虫体内携带多种菌株 B. gladioli 在生殖系统附属的特化腺体中。雌性在产卵时涂抹 B. gladioli 卵表面产生抗菌化合物的细胞 B. gladioli 抑制昆虫病原真菌感染4,6在胚胎发育晚期或幼虫孵化后初期，细菌会定植于幼虫背侧表皮的内陷结构中。尽管共生菌具有这种特异性的定植位置和垂直传播途径， L. villosa 可能也能够获得 B. gladioli 从环境中水平方向4此外，至少有三种菌株 B. gladioli 已发现与……相关联 L. villosa4,6. 其中 B. gladioli Lv-StA 是唯一可进行培养的菌株 体外.
B. gladioli Lv-StA 的基因组大小为 8.56 Mb6，包含 7,468 个基因。在这些基因中，哪些对 B. gladioli 细菌定植甲虫宿主至关重要？为回答这一问题，我们采用了转座子插入测序（Tn-seq），这是一种用于鉴定条件性必需微生物基因的探索性方法1,2,3。我们利用 Tn5 转座子构建了 B. gladioli Lv-StA 的突变体文库。通过从 Escherichia coli 供体细胞向 B. gladioli Lv-StA 的接合转移，携带 Tn5 转座子以及两侧为反向重复序列所包围的抗生素抗性盒的 pRL27 质粒得以转移（图 1）。由此，我们获得了一组突变体，各自独立地破坏了 3,736 个共生菌基因（图 2）。
突变体库被感染至甲虫卵以鉴定定植因子，同时作为对照也进行了培养 体外 在KB培养基中。在给予足够时间定植后，收集孵化的幼虫并混合进行DNA提取。含有转座子插入片段及侧翼基因组区域的DNA片段 B. gladioli 使用改良的DNA文库构建方案对Lv-StA进行筛选以用于测序。经测序读段质量处理后，采用DESeq2进行分析，以鉴定对特定基因发挥关键作用的基因 B. gladioli Lv-StA 定植于结肠 L. villosa 通过卵表面传播时的幼虫

<table><tbody><tr><td>2,6-二氨基庚二酸</td><td>Alfa Aesar</td><td>B22391</td><td>用于 &lt;em&gt;E.coli&lt;/em&gt; WM3064+ pRL27</td></tr><tr><td>琼脂</td><td>Roth</td><td>5210</td><td></td></tr><tr><td>琼脂糖</td><td>Biozym</td><td>840004</td><td></td></tr><tr><td>AMPure XP磁珠（磁珠 + 聚乙二醇 + 盐）</td><td>Beckman Coulter</td><td>A63880</td><td>第6.6步中的片段大小选择</td></tr><tr><td>次氯酸钠（NaOCl）12%</td><td>Roth</td><td>9062</td><td></td></tr><tr><td>Bowtie2 v.2.4.2</td><td></td><td></td><td>用于测序读段比对的生物信息学工具。参见正文参考文献10。</td></tr><tr><td>Buffer-S</td><td>Peqlab</td><td>PEQL01-1020</td><td>用于PCR</td></tr><tr><td>细胞刮刀</td><td>Sarstedt</td><td>83.1830</td><td></td></tr><tr><td>Cutadapt v.2.10</td><td></td><td></td><td>用于去除测序读段中特定接头序列的生物信息学工具。参见正文参考文献8。</td></tr><tr><td>DESeq2</td><td></td><td></td><td>RStudio软件包，用于分析突变体丰度差异。通常用于RNA测序分析。参见正文参考文献12。</td></tr><tr><td>DNA分子量标准（100 bp）</td><td>Roth</td><td>T834.1</td><td></td></tr><tr><td>dNTPs</td><td>Life Technology</td><td>R0182</td><td>用于验证接合转化成功的PCR</td></tr><tr><td>EDTA 二钠盐</td><td>Roth</td><td>8043</td><td></td></tr><tr><td>Epicentre MasterPure 完整DNA和RNA纯化试剂盒</td><td>Lucigen</td><td>MC85200</td><td></td></tr><tr><td>溴化乙锭</td><td>Roth</td><td>2218.1</td><td></td></tr><tr><td>FastQC v.0.11.8</td><td></td><td></td><td>用于评估测序数据质量的生物信息学工具。参见正文参考文献7。</td></tr><tr><td>FeatureCounts v.2.0.1</td><td></td><td></td><td>用于获取每个基因组特征读段计数的生物信息学工具。参见正文参考文献11。</td></tr><tr><td>甘油</td><td>Roth</td><td>7530</td><td></td></tr><tr><td>K&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Roth</td><td>P749</td><td></td></tr><tr><td>硫酸卡那霉素</td><td>Serva</td><td>26899</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Merck</td><td>4936</td><td></td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Roth</td><td>3904</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;·7H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Roth</td><td>PO27</td><td></td></tr><tr><td>Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Roth</td><td>P030</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Merck</td><td>6404</td><td></td></tr><tr><td>NEBNext Illumina多重寡核苷酸接头（Index引物组1）</td><td>New England Biolabs</td><td>E7335S</td><td></td></tr><tr><td>NEBNext Ultra II DNA文库构建试剂盒（适用于Illumina）</td><td>New England Biolabs</td><td>E7645S</td><td></td></tr><tr><td>蛋白胨（大豆）</td><td>Roth</td><td>2365</td><td>用于 &lt;em&gt;Burkholderia gladioli&lt;/em&gt; Lv-StA KB培养基</td></tr><tr><td>peqGOLD 'Hot' Taq DNA聚合酶</td><td>VWR</td><td>PEQL01-1020</td><td>用于验证接合转化成功的PCR</td></tr><tr><td>培养皿 - 145 × 20 mm</td><td>Roth</td><td>XH90.1</td><td>用于筛选转接合子</td></tr><tr><td>培养皿 - 90 × 16 mm</td><td>Roth</td><td>N221.2</td><td></td></tr><tr><td>Qiaxcel（StarSEQ GmbH，德国）</td><td></td><td></td><td>DNA文库构建后的质量检测</td></tr><tr><td>链霉亲和素磁珠</td><td>Roth</td><td>HP57.1</td><td></td></tr><tr><td>Taq DNA聚合酶</td><td>VWR</td><td>01-1020</td><td></td></tr><tr><td>Trimmomatic v.0.36</td><td></td><td></td><td>用于剪切低质量读段及接头序列的生物信息学工具。参见正文参考文献9。</td></tr><tr><td>Tris-HCl</td><td>Roth</td><td>9090.1</td><td></td></tr><tr><td>胰蛋白胨</td><td>Roth</td><td>2366</td><td>用于 &lt;em&gt;Escherichia coli&lt;/em&gt; WM3064+pRL27 LB培养基</td></tr><tr><td>超声破碎仪</td><td>Bandelin</td><td>GM 70 HD</td><td>用于DNA片段化</td></tr><tr><td>USER酶（尿嘧啶DNA糖基化酶 + DNA糖基化酶-裂解酶Endonuclease VIII）</td><td>New England Biolabs</td><td>E7645S</td><td>连接步骤6.5.2</td></tr><tr><td>酵母提取物</td><td>Roth</td><td>2363</td><td></td></tr></tbody></table>

转座子插入测序作为解析burkholderia gladioli在绒毛丽金龟（lagria villosa）体内共生定植因子的工具

Transposon-insertion Sequencing as a Tool to Elucidate Bacterial Colonization Factors in a Burkholderia gladioli Symbiont of Lagria villosa Beetles

通过操控基因活性来推断其功能，是理解大多数生物过程遗传基础的重要工具。分子微生物学的进步催生了多种用于基因操控的诱变技术。其中，转座子插入测序（Tn-seq）是一种有价值的非靶向方法，可同时评估大量候选基因的功能性。该技术在鉴定&#160;多种致病微生物及少数有益共生菌在真核宿主中定植的分子机制
在此，Tn-seq 被确立为一种用于鉴定共生定植因子的方法 洋葱伯克霍尔德菌 甲虫的共生体 Lagria villosa通过接合，Tn5转座子介导的抗生素抗性盒插入&#160;在基因组的随机位点进行 B. gladioli为了确定基因破坏对细菌定植甲虫宿主能力的影响，对所获得的突变菌株进行了体内竞争实验。 B. gladioli 转座子突变文库接种于甲虫卵上，同时培养对照组 体外 在液体培养基中。在给予足够时间定植后，从其中提取DNA 体内 和 体外 扩增文库。根据DNA文库构建方案，对DNA样本进行转座子插入测序的准备。筛选包含转座子插入端及侧翼细菌DNA的DNA片段，并通过从转座子插入端向外测序来确定突变位点。最后，通过分析和比较各突变体在不同样本间的频率 体内 和 体外 通过文库分析，可以预测特定共生菌基因在甲虫定植过程中的重要性。

宿主相关细菌可利用多种因子建立与宿主的关联，包括介导黏附、运动性、趋化性、应激反应或特异性转运蛋白的因子。尽管已有研究报道了多种细菌中对病原体-宿主相互作用重要的因子13,14,15,16,17,18，包括伯克霍尔德菌属（Burkholderia）中的部分菌种19,20，但针对有益共生菌定植所依赖的分子机制的研究仍较少21,22,23。本研究利用转座子插入测序技术，旨在鉴定使B. gladioli定植于L. villosa甲虫的分子因子。
使用携带Tn5转座子及由反向重复序列侧翼包围的卡那霉素抗性盒的pRL27质粒，进行转座子介导的诱变。将该质粒导入目标菌株中 B. gladioli 通过与质粒供体接合的Lv-StA细胞 E. coli WM3064 菌株（如图所示） 图1）结合完成后，含有结合产物的混合物 B. gladioli 受体和 E. coli 将供体细胞接种于含有卡那霉素的选择性琼脂平板上。平板中缺乏二氨基庚二酸（DAP），从而消除了供体菌 E. coli 细胞，卡那霉素的存在用于筛选成功转化的细胞 B. gladioli Lv-StA 接合子。混合的 B. gladioli 使用改良的DNA文库制备试剂盒和定制引物，对从100,000个接合子菌落中收获的Lv-StA突变体文库进行测序文库制备。 图2 重点介绍了DNA文库构建步骤。测序获得400万对读长，从7,468个基因中检测到3,736个基因 B. gladioli Lv-StA 被破坏。
为了鉴定在宿主中定植能力缺陷的突变体， B. gladioli Lv-StA突变体文库被感染于甲虫卵上并进行培养 体外 在KB培养基中作为对照。 在体 定植瓶颈大小在实验前进行计算。已知数量的 B. gladioli Lv-StA细胞被用于感染甲虫卵，并通过将每头初孵一龄幼虫制成悬浮液并进行平板培养，计数每头幼虫的定植菌落形成单位，以获得定植细胞数量。这些计算旨在确保定植细胞数量足以评估文库中全部或高比例突变株在宿主中定植的能力。此外，两次生长间隔时间 体外 和 体内 基于细菌世代数对不同条件下的样本进行了归一化处理，以确保这些样本具有可比性。
卵孵化后，共在13个池中收集到1,296条幼虫。相应的 体外 突变株培养物以甘油菌种形式培养并保存。提取突变株的 DNA 体内 和 体外 提取并使用超声波破碎仪对突变体文库进行片段化处理。 图3 显示剪切后DNA的片段大小分布，大多数片段长度在100至400 bp之间，符合预期。随后按照改进的DNA文库制备流程进行测序。在流程的每一步均检测残留DNA的浓度，以确保操作正确并追踪DNA的损失情况。质量检测（见 材料表）在测序前发现，DNA文库中含有出乎意料的大片段（&gt;800 bp）的DNA片段，且在该情况下更为显著 体内 文库。鉴于在测序通道中优化片段聚类的难度较大，有必要将测序深度增加至1000万对读长 在体 文库以获得所需的读段数量。测序结果分析显示，平均每个样本获得400万条读段 体内 文库和3.1百万条reads中 体外 文库在Read-1的5'端含有转座子末端表9），对于本实验而言是令人满意的。24,224个独特插入在全基因组中的分布情况 B. gladioli 原始文库中的基因组显示在 图4使用DESeq2进行的分析显示，271个突变体的丰度在两组之间存在显著差异 体内 和 体外 条件。
<img alt="凝胶电泳结果；DNA条带分离；100-1000 bp DNA标记；分子分析" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62843/62843fig03.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图3"> 
图3：突变体与DNA文库的琼脂糖凝胶。 (A) 琼脂糖凝胶电泳图，x 泳道为未剪切的突变体 DNA，另含 1 kbp DNA ladder 作为分子量标准。B) 含剪切DNA文库的凝胶。第一泳道中DNA分子量标准的条带大小在左侧标示。前三个泳道a、b和c含有剪切后的DNA片段 体内 文库. 泳道 d、e、f 和 g 含有剪切的 DNA 片段 体外 文库 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62843/62843fig03large.jpg" target="_blank">请点击此处以查看此图的放大版本。</a>
<img alt="基因组测序覆盖度图表；序列分析，染色体间的比较数据。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62843/62843fig04.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图 4"> 
图 4：原始文库中在Burkholderia gladioli Lv-StA 基因组四个复制子上的唯一插入位点位置。 横轴上的每一条竖线代表一个插入位点，纵轴上竖线的高度表示与该位点相关的测序读段数量。请注意，两条染色体和两个质粒均按全长展示，因此横轴的尺度各不相同。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62843/62843fig04large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">King’s B 培养基/琼脂</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>蛋白胨（大豆）</td>
			<td>20 g/L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>K2HPO4</td>
			<td>1.5 g/L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4.7H2O</td>
			<td>1.5 g/L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>琼脂</td>
			<td>15 g/L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">溶于蒸馏水中</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">LB 培养基/琼脂</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>胰蛋白胨</td>
			<td>10 g/L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>酵母提取物</td>
			<td>5 g/L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>10 g/L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">溶于蒸馏水中</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1：培养基成分。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>编号</td>
			<td>引物</td>
			<td colspan="2">序列</td>
			<td>PCR 退火温度 (°C)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>tpnRL17–1RC</td>
			<td colspan="2">5’-CGTTACATCCCTGGCTTGTT-3’</td>
			<td rowspan="2">58.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2</td>
			<td>tpnRL13–2RC</td>
			<td colspan="2">5’-TCGTGAAGAAGGTGTTGCTG-3’</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表2：用于验证接合转化成功的引物。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>组分</td>
			<td>体积 (μL)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HPLC纯化水</td>
			<td>4.92</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x Buffer S（高特异性）</td>
			<td>1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2 (25 mM)</td>
			<td>0.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dNTPs (2 mM)</td>
			<td>1.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>引物1 (10 pmol/µL)</td>
			<td>0.8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>引物2 (10 pmol/µL)</td>
			<td>0.8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Taq (5 U/µL)</td>
			<td>0.08</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>总反应体系体积</td>
			<td>9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>模板</td>
			<td>1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表3：用于验证接合反应成功的PCR预混液。 缩写：HPLC = 高效液相色谱；dNTPs = 脱氧核苷三磷酸。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>步骤</td>
			<td>温度 °C</td>
			<td>时间</td>
			<td>循环</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>初始变性</td>
			<td>95</td>
			<td>3 min</td>
			<td>1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>变性</td>
			<td>95</td>
			<td>40 s</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>退火</td>
			<td>58.2</td>
			<td>40 s</td>
			<td>30 到 35</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>延伸</td>
			<td>72</td>
			<td>1-2 分钟</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>最终延伸</td>
			<td>72</td>
			<td>4 min</td>
			<td>1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>保持</td>
			<td>4</td>
			<td colspan="2">∞</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表4：用于确认接合成功与否的PCR反应条件。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>引物</td>
			<td colspan="2">序列</td>
			<td>Tm °C</td>
			<td>用途</td>
			<td>来源</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>转座子特异性生物素标记引物</td>
			<td colspan="2">5’-Biotin-ACAGGAACACTTAACGGCTGACATG 
			-3’</td>
			<td>63.5</td>
			<td>6.7.1. PCR I</td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>修饰的通用PCR引物</td>
			<td colspan="2">5’- AATGATACGGCGACCACCGAGATC 
			TACACTCTTTCCCTACACGACGCTC 
			TTCCGATCTGAATTCATCGATGAT 
			GGTTGAGATGTGT – 3’</td>
			<td>62</td>
			<td>6.10.1. PCR II</td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Index引物</td>
			<td colspan="3">参见制造商说明书</td>
			<td>6.7.1. PCR I &amp; 6.10.1. PCR II</td>
			<td>NEBNext Multiplex Oligos for Illumina (Index primers set 1)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>接头</td>
			<td colspan="3">参见制造商说明书</td>
			<td>6.5. 接头连接</td>
			<td>NEBNext Ultra II DNA library prep kit for Illumina</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表5：DNA文库构建过程中PCR I和PCR II所用的引物与接头。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>PCR 混合液</td>
			<td>(µL)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>接头连接的 DNA 片段</td>
			<td>15</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NEBNext Ultra II Q5 master mix</td>
			<td>25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Index 引物 (10 pmol/ µL)</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>转座子特异性生物素标记引物 (10 pmol/ µL)</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>总体积</td>
			<td>50</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表6：DNA文库制备——第一轮PCR主混合液。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>步骤</td>
			<td>温度</td>
			<td>时间</td>
			<td>循环次数</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>初始变性</td>
			<td>98 °C</td>
			<td>30 s</td>
			<td>1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>变性</td>
			<td>98 °C</td>
			<td>10 s</td>
			<td rowspan="3">6 至 12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>退火</td>
			<td>65 °C</td>
			<td>30 s</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>延伸</td>
			<td>72 °C</td>
			<td>30 s</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>最终延伸</td>
			<td>72 °C</td>
			<td>2 min</td>
			<td>1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>保存</td>
			<td>16 °C</td>
			<td colspan="2">∞</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表7：DNA文库构建——PCR I和II反应条件。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>PCR 反应体系</td>
			<td>(µL)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>经磁珠筛选的 DNA</td>
			<td>15</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NEBNext Ultra II Q5 预混液</td>
			<td>25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Index 引物</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>修饰的通用 PCR 引物</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>总体积</td>
			<td>50</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表8：DNA文库制备——PCR II主混合液。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="2">文库</td>
			<td>Invivo-1</td>
			<td>Invivo-2</td>
			<td>Invivo-3</td>
			<td>Invitro-1</td>
			<td>Invitro-2</td>
			<td>Invitro-3</td>
			<td>原始文库</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">读段数量（PE）</td>
			<td>56,57,710</td>
			<td>39,19,051</td>
			<td>30,65,849</td>
			<td>35,73,494</td>
			<td>28,83,440</td>
			<td>36,61,956</td>
			<td>46,09,410</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">在Read-1的5’端含有Tn边界的读段数量</td>
			<td>54,15,880</td>
			<td>37,31,169</td>
			<td>29,36,247</td>
			<td>33,00,499</td>
			<td>27,35,705</td>
			<td>33,50,402</td>
			<td>41,53,270</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">Bowtie2总体比对率（%）（仅Read-1）</td>
			<td>95.53%</td>
			<td>83.71%</td>
			<td>89.87%</td>
			<td>80.79%</td>
			<td>78.00%</td>
			<td>73.06%</td>
			<td>74.92%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">唯一插入位点数量</td>
			<td>8,539</td>
			<td>4,134</td>
			<td>7,183</td>
			<td>18,930</td>
			<td>18,421</td>
			<td>20,438</td>
			<td>24,224</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">被插入基因数量</td>
			<td>1575</td>
			<td>993</td>
			<td>1450</td>
			<td>2793</td>
			<td>2597</td>
			<td>3037</td>
			<td>3736</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表9：各文库测序产出及转座子插入频率汇总。 缩写：PE = 双端测序。

这是一种用于鉴定候选昆虫定植因子的改良方法 伯克霍尔德菌属 有益共生菌。通过转座子突变构建的随机突变文库感染甲虫宿主，比较定植后的文库复杂性与对照组培养的文库复杂性 体外.

转座子插入测序作为解析Burkholderia gladioli在绒毛丽金龟（Lagria villosa）体内共生定植因子的工具

通过调控基因活性来推断其功能，是理解大多数生物过程遗传基础的重要工具。

本方案适用于对共生细菌（此处特指伯克霍尔德菌属 *Burkholderia*）进行遗传操作，并鉴定其在昆虫宿主中定植所必需的基因。转座子插入测序是一种强大的工具，可在单次实验中同时鉴定大量条件性必需基因。首先，在无菌操作台中，将大肠杆菌（*E. coli*）供体的新鲜培养物接种于 10 毫升 LB 培养基中，培养基中需添加卡那霉素和二氨基庚二酸（DAP）。将伯克霍尔德菌（Burkholderia gladioli）菌株A的受体细胞接种于5 mL KB培养基中。在30°C、250 RPM条件下振荡培养过夜。过夜培养后，取各培养物4 mL，于9,600 ×g离心6分钟，收集菌体，弃去上清液。在无菌操作台中，用含有DAP的KB培养基洗涤菌体沉淀。最后，将菌体分别重悬于4毫升含DAP的KB培养基中。在新的15毫升离心管中，将250微升洗涤后的E.coli供体菌液与1毫升洗涤后的Burkholderia gladioli菌株A受体菌液混合。取10微升该接合细胞混合物，点样于含有DAP的KB琼脂平板上。将平板置于室温下的无菌操作台中静置一小时，期间勿扰动。随后将平板置于30摄氏度培养箱中，对接合点进行12至18小时的培养。孵育后，在无菌操作台中向平板中加入 2 至 4 毫升 1× PBS，使用细胞刮刀将生长的细菌接合斑块从琼脂上刮下。然后用移液器将接合后的细胞混合液转移至 2 毫升微量离心管中。在 9,600 ×g 条件下离心 2 分钟，沉淀细胞。弃去上清液，用1毫升1×PBS通过反复吹打洗涤沉淀物两次。将最终沉淀物重悬于1,200微升1×PBS中。充分混匀后，取100微升细胞混合液涂布于添加卡那霉素的大型KB琼脂平板上，30摄氏度过夜培养。计数三块平板上接合子菌落的总数，并据此推算所有平板中获得的突变体总数。为提高获得代表性文库的可能性，应确保菌落总数远高于基因组中基因总数的数倍。为验证接合实验是否成功，可按照文中所述方法，选取10至20个菌落样本，针对插入盒进行PCR检测。在无菌操作台中，向琼脂平板上加入一到两毫升的1× PBS，刮取菌落。将从平板上刮下的细胞混合物收集至50毫升离心管中。涡旋振荡文库以充分混匀，然后将混合后的突变文库每1毫升分装至多个冻存管中。向试管中加入1毫升70%甘油，并在-80摄氏度下保存。选取一个L.villosa卵块并统计卵的数量，若卵块包含超过100个卵，则继续操作。为对整个卵块进行消毒，加入200微升70%乙醇，轻轻洗涤卵5分钟，然后移除乙醇，并用高压灭菌水将卵洗涤两次。加入 200 微升 12% 的次氯酸钠溶液，轻轻清洗卵 30 秒。立即去除次氯酸钠溶液，并用 200 微升高压灭菌水将卵再清洗三次。使用 PBS 中浓度为每微升 2 × 10⁶ 个细胞的洗涤后突变文库，对灭菌后的卵块进行感染。感染的甲虫幼虫孵化两天后，每管收集100只二龄幼虫至1.5毫升离心管中，并于-80摄氏度保存。为构建体外对照文库，将250微升浓度为每微升2×10⁶个细胞的突变文库接种至10毫升含卡那霉素的KB培养基中。从体内和体外培养的突变文库中提取DNA后，使用超声波破碎仪对DNA进行片段化处理。为检查 DNA 是否剪切至目标片段大小范围，取五微升未剪切和已剪切的 DNA，与上样缓冲液按 1:1 比例混合后，加载到 1.6% 琼脂糖凝胶上，在 250 伏电压下电泳 40 分钟。为制备适用于接头连接的片段末端，首先向 50 微升剪切后的 DNA 中加入三微升酶混合液和七微升反应缓冲液，通过移液充分混匀。设置带有加热盖的热循环仪，温度设为 ≥75 摄氏度，将样品在 20 摄氏度孵育 30 分钟，随后在 65 摄氏度孵育 30 分钟，最后在 4 摄氏度保存。进行接头连接时，向末端修复步骤的产物中加入30微升连接反应主混合液、1微升连接增强剂和2.5微升稀释后的接头。用移液器充分混匀，并在热循环仪中于20摄氏度孵育15分钟，加热盖保持关闭状态。15分钟后，加入3微升酶。用移液器充分混匀，然后在热循环仪中于37摄氏度孵育样品15分钟，热盖温度需加热至大于或等于47摄氏度。为选择连接接头后目标片段长度为250个碱基对的DNA，首先将磁珠溶液涡旋振荡，室温放置30分钟后再使用。向96.5微升连接好的DNA混合物中加入0.3倍体积的磁珠，通过移液充分混匀。将珠子混合物孵育五分钟。将离心管置于磁力架上，使珠子沉降，去除不需要大小的DNA片段。静置五分钟，待珠子完全沉降后，将澄清的上清液转移至新的微量离心管中。向上清液中加入0.15倍体积的新鲜磁珠，充分吹打混匀。将磁珠混合物孵育5分钟，然后将离心管置于磁力架上，使与目标DNA结合的磁珠沉降。静置5分钟后，弃去上清液，保留磁珠。将磁珠置于磁力架上后，加入200微升新配制的80%乙醇，静置30秒，然后在不扰动磁珠的情况下弃去乙醇。从磁力架上取下离心管，加入17微升0.1X TE或低TE缓冲液，用移液器吹打混匀10次，室温孵育2分钟。将离心管放回磁力架，取15微升经片段大小筛选的DNA用于PCR-1。涡旋混匀链霉亲和素磁珠，并在室温下放置至少30分钟。取32微升磁珠，用500微升1×结合与洗涤缓冲液洗涤。加入32微升2×结合与洗涤缓冲液，重悬磁珠。向其中加入 32 µL 经纯化的 PCR-1 产物，充分混匀后室温孵育 30 分钟。将磁珠-DNA 混合物置于磁力架上静置 2 分钟。用移液器吸出上清液，因为含有插入末端的生物素标记DNA会结合到磁珠上的链霉亲和素。用500微升1X结合与洗涤缓冲液洗涤磁珠，然后用200微升低TE缓冲液洗涤磁珠。将结合DNA的磁珠重悬于17微升低TE缓冲液中。体内和体外培养的突变文库DNA经超声波破碎仪提取并片段化后，大多数片段长度在100至400个碱基对之间。伯克霍尔德菌光滑致病变种A株基因组中四个复制子上的转座子介导插入位置可在图示中观察到。可在表格中查看三个体内和体外重复文库的测序输出汇总，以及唯一插入序列和被插入基因的数量。需要牢记的关键点是，在宿主定植过程中应计算群体瓶颈大小，以在感染期间获得文库的适当代表性。同时，需调整体外和宿主体内细菌世代数，使其具有可比性。构建转座子突变文库后，可在选择性培养基上进行筛选，根据表型差异回收突变株，从而鉴定出在特定条件下发挥重要作用的基因。

transposon-insertion-sequencing-as-tool-to-elucidate-bacterial

Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

跨波森插入测序作为工具，以阐明细菌殖民因素在拉克霍尔德里亚角膜甲虫

来源：Kazi, M. I., 等.，利用高通量测序技术构建革兰氏阴性菌转座子插入文库。 J. Vis. Exp.

分离含有基因组转座子插入的革兰氏阴性菌

使用转座子诱变法构建 Enterobacter sp. YSU 营养缺陷型菌株

Coxiella burnetii 转座子突变体的构建及多表型高内涵筛选

在此，利用转座子介导的非编码DNA元件随机插入，确定了其在染色体上的最佳位置。...

利用一种新型转座子介导的方法确定 Escherichia coli 中 DNA 元件的最佳染色体位置

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利用细菌接合在肠杆菌科菌株（如Escherichia coli或Shigella flexneri）中构建高密度转座子插入文库

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