Name: 离体 小鼠通过门静脉进行肝灌注 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-03-09T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 30 s
Description: 学习离体小鼠门静脉肝脏灌注技术，用于实时代谢研究。该方法可精确控制营养物质和激素，适用于糖尿病、NAFLD和NASH等疾病模型，为评估肝脏中心能量代谢提供可重复的实验方案。

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本工作获得了美国国立卫生研究院（R01-DK105346、P41-GM122698、5U2C-DK119889）的资助。部分工作在国家高磁场实验室先进磁共振成像与波谱（AMRIS）设施的麦肯纳脑研究所完成，该设施得到了美国国家科学基金会合作协定号DMR-1644779和佛罗里达州的支持。

涉及小鼠的实验均按照佛罗里达大学机构动物护理和使用委员会的规定进行（方案编号 #201909320）。所使用的小鼠品系为 C57BL/6J；所有小鼠均为雄性。该方法通常也适用于采用其他标准小鼠品系的研究。该手术最好由两人协作完成。
1. 初始设置
<ol>
	<li>用含有 Krebs-Henseleit 电解质6（25 mM NaHCO3、112 mM NaCl、4.7 mM KCl、1.2 mM MgSO4、1.2 mM KH2PO4、0.5 mM 乙二胺四乙酸钠、1.25 mM CaCl2）、6 mM 乳酸钠、0.6 mM 丙酮酸钠、0.2 mM [U-13C] 丙酸钠、10% (v/v) D2O 以及 0.63 mM 混合脂肪酸（包含棕榈酸（占总量的 22.1%）、棕榈油酸（5.2%）、硬脂酸（2.7%）、油酸（27%）、亚油酸（37.7%）、γ-亚麻酸（2.4%）和二十二碳六烯酸（2.8%））并添加 2% (w/v) 牛血清白蛋白的灌注液对肝脏进行灌注。使用 HCl（必要时可用 NaOH）将灌注液的终末 pH 值调节至 7.3。</li>
</ol>
2. 术前准备
<ol>
	<li>准备两个带有23G、19.05 mm长针头的1 mL注射器。其中一个注射器中加入0.01 mL浓度为1000单位/mL的肝素和0.19 mL生理盐水（0.9% (w/v) NaCl水溶液；表1）。</li>
	<li>第二个注射器中加入0.2 mL 2%利多卡因和0.6 mL 0.9%生理盐水（表1）。另取一个带有27G、38.1 mm长针头的1 mL注射器，装入灌注液，并维持在37 °C。</li>
</ol>
3. 灌注液柱的设置
<ol>
	<li>将装有 500 mL 灌注液的玻璃瓶放入水浴锅中（图 1B）。开启水浴锅，并将温度设置为约 42 °C。较高的水浴温度有助于在灌注柱内维持 37 °C。</li>
	<li>当水温升至 42 °C 后，启动两个泵，使灌注液从瓶中循环流经薄膜氧合器和带水套的 100 cm 玻璃柱（图 1A-E）。</li>
	<li>开启氧合气体（95% 氧气和 5% 二氧化碳），对氧合器加压7（图 1C）。调节灌注液柱高度，使连接导管时的流速达到 8 mL/min（流速测定方法见步骤 9）5,8,9。 
	&#8203;注：流速指肝脏排出灌注液的速率。</li>
</ol>
4. 小鼠的麻醉
<ol>
	<li>根据IACUC方案及其他适当的安全指南要求穿戴个人防护装备。 
	注意：以下步骤已针对9至13周龄的小鼠进行了优化。</li>
	<li>将小鼠放入异氟烷吸入麻醉室中。将输送气体调至100%氧气，流速为1 L/min，异氟烷浓度设为2%10。等待呼吸减慢并趋于平稳。 
	注意：为使小鼠达到稳定的手术麻醉状态（表现为呼吸缓慢而规律，且无足趾夹捏反射），可将氧气流速调整至约1.5 L/min至约3 L/min，异氟烷浓度调整为&#160;1–3%。载气输送速率和异氟烷浓度取决于动物的年龄、体重以及噪音、光照等因素。</li>
	<li>用70%酒精对腹部进行消毒。通过腹脂层深部皮下注射给予肝素（图2）。将小鼠放回麻醉室中10分钟。 
	&#8203;注意：由于该操作为终末性操作，无需剃毛。</li>
</ol>
5. 剖腹术
<ol>
	<li>将小鼠从麻醉室转移至手术平台，并置于仰卧位（图3）。</li>
	<li>将小鼠的鼻部放入鼻罩中，并用胶带固定四肢。注意避免对颈部施加任何可能导致窒息的张力。</li>
	<li>在双侧髂前上棘区域皮下注射利多卡因11（图3）。通过脚趾夹捏试验确认所有痛觉反射消失。</li>
	<li>行剖腹手术以暴露腹腔内器官（图4）。做一宽度为3 cm的切口（约等于小鼠整个腹部的宽度）。 
	&#8203;注意：切口宽度会因小鼠的年龄和饮食而有所变化。</li>
	<li>使用止血钳夹住剑突并施加牵拉力，以扩大切口（图4）。</li>
</ol>
6. 门静脉插管
<ol>
	<li>使用棉签清除覆盖门静脉的小肠和大肠。在门静脉弓靠近肝脏的一侧下方放置一根丝线（图4A）。</li>
	<li>根据解剖结构，在远离肝脏的一侧，将第二根丝线置于肠系膜下静脉的近端或远端（图4A）12,13。两根缝线均使用2-0规格。</li>
	<li>缝线就位后，用22G导管对门静脉进行插管14（图4B）。插入导管时，保持斜面朝上，进针角度不超过15°。</li>
	<li>将第一根缝线在导管锥形末端之后打结。门静脉插管完成后，用丝线将导管固定在距离门静脉分支远端2-3 mm处（图4B）。 
	注意：助手应适当转动肩部和手腕，避免导管移位或门静脉撕裂。每根缝线需打两个结。</li>
	<li>接着，用第二根缝线固定导管的下部。在手术助手协助下，打结以将导管牢固固定于门静脉远端及其周围组织。</li>
</ol>
7. 门静脉插管后肝脏切除
<ol>
	<li>导管固定后，使用带有27G、长度为38.1 mm针头的1 mL注射器插入导管，以冲洗血液和气泡。 
	注意：由于压力作用，导管通常会有血液回流。</li>
	<li>使用内径1 mm、外径5 mm的硅胶管，并连接一个固定旋塞，将灌注柱（图1A）与导管连接，使缓冲液开始流入肝脏，标志着灌注的开始。此时启动计时器，记录灌注起始时间。</li>
	<li>用剪刀切开下腔静脉，以释放升高的血管压力。</li>
	<li>通过观察肝脏颜色由粉红/红色均匀变为淡黄色，确认灌注液流经肝脏。一旦确认灌注液流动，即从周围组织中切除胃、小肠、大肠和右肾。</li>
	<li>在手术助手协助下，当术者切断壁层腹膜和胸腔组织以切除肝脏时，操作肝脏在腹腔和胸腔内移动。</li>
	<li>最后，将肝脏向上提起，用剪刀剪断固定肝脏的剩余结缔组织。缓慢移动肝脏以获得良好的视野。在将肝脏封装至核磁共振（NMR）管之前，用灌注液冲洗掉粘附在肝脏上的任何毛发。 
	注意：本操作中仅移除肝脏，动物体内保留所有其他器官。胆管是否切除可根据实验方案决定；但在本实验中，胆管保留在原位。</li>
</ol>
8. 将肝脏悬挂在柱上
<ol>
	<li>当外科医生将肝脏和管路交给助手后，助手应将管路从导管和柱体上断开。</li>
	<li>用灌注液充满导管，直至导管顶端形成弯月面。将导管连接至柱体，使肝脏悬挂并开始灌注。 
	注意：导管上的灌注液液滴可提供足够的体积，维持肝脏在连接前的功能。连接肝脏的导管通过压配合固定在柱体底部。</li>
	<li>将一根20 mm的核磁共振（NMR）管旋接至100 cm长的玻璃柱上，以封装肝脏（图5）。为避免肝脏和门静脉发生扭转，应缓慢旋紧NMR管。若发生扭转导致血流中断，可旋松后再重新旋紧NMR管，即可解除阻塞，恢复血流。</li>
	<li>根据研究的具体要求，对肝脏进行30–60分钟的灌注。 
	&#8203;注意：灌注时间取决于具体的实验设计。本实验中，代谢转换在30分钟内完成测定。肝脏灌注通常需要最多10分钟达到稳态。稳态时间从下腔静脉被切断并建立肝血流时开始计算。</li>
</ol>
9. 流量测量
<ol>
	<li>将称量舟放在上皿天平上并归零。将从滚压泵引出的、从核磁共振仪（NMR）中抽取流出灌注液的管路放入称量舟内，并启动计时器。</li>
	<li>称量1分钟内积聚液体的质量，由此得到肝脏的流量。将管路重新放回废液/收集容器中。</li>
</ol>
10. 氧气测量
注意：氧浓度计的测量按照制造商说明书进行设置15。
<ol>
	<li>将含有 20 µL 50% KCl 饱和溶液的电极放置在铂金圆顶上，并在电极的下部铂金环周围放置五滴 10 µL 的溶液。</li>
	<li>去除卷烟纸上的粘合剂。将一片聚四氟乙烯膜覆盖在卷烟纸上。</li>
	<li>将这两部分放在电极顶部。在电极顶部套上一个小O型圈。修剪纸张，使其平整地贴合在电极的下部铂金环上。 
	注意：允许少量边缘突出。关键是要完全覆盖电极的银质部分。</li>
	<li>将较大的O型圈放置在电极上。将电极连接到水浴室，并拧紧底座以固定电极位置。打开水浴并加热至 37 °C。</li>
	<li>打开氧含量测定仪软件。点击 校准 &#62; 空气饱和水。设置搅拌速度为 75，温度为 37 °C。</li>
	<li>取一个 50 mL 的样品瓶，加入一半体积的水，剧烈震荡 2 分钟。此为空气饱和水，作为 100% 标准使用。向氧含量测定仪腔室中加入约 2 mL 水，并盖上两件式塞子。</li>
	<li>点击屏幕上的 确定，等待信号达到稳定平台期。当信号稳定后，再次点击 确定。倒掉腔室中的液体，并用纸巾擦干。</li>
	<li>重复步骤 10.6–10.7，但使用 200 mM 亚硫酸钠溶液（0% 标准）。点击 保存校准。 
	注意：0% 标准溶液无需剧烈震荡。</li>
	<li>在灌流过程中，使用两个 5 mL 注射器。一个注射器用于循环灌流液（进氧），另一个用于收集来自 NMR 管的流出灌流液（出氧）。</li>
	<li>每次抽取进液和出液样品时，均抽取 3–4 mL。 
	注意：该柱体配有玻璃管，以便进入 NMR 管中抽取流经肝脏后的灌流液。</li>
	<li>首先按照步骤 10.6 以水作为循环灌流液进行测量，并在步骤 10.7 中将其弃去。对流出灌流液重复相同步骤。</li>
	<li>每 10 分钟进行一次氧含量测定。</li>
</ol>

<ol><li>Ragavan, M., McLeod, M. A., Giacalone, A. G., Merritt, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperpolarized+Dihydroxyacetone+Is+a+Sensitive+Probe+of+Hepatic+Gluconeogenic+State%5BTitle%5D)+AND+%22Metabolites%22%5BJournal%5D)">Hyperpolarized Dihydroxyacetone Is a Sensitive Probe of Hepatic Gluconeogenic State.</a> Metabolites. 11 (7), 441(2021).</li>
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</ol>

作者声明不存在利益冲突。资助方在研究设计、数据收集、分析或解释、论文撰写以及决定发表结果等方面均未发挥作用。

该手术操作具有挑战性，需要经过大量练习才能获得可重复的结果。应根据需要调整异氟烷和载气，以尽可能在整个手术过程中维持动物的生命体征。环境、一天中的时间、年龄、体重以及其他多种因素均会影响麻醉效果。体重、饮食、小鼠品系和年龄也可能影响手术，因为脂肪堆积会干扰门静脉的可视化。固定四肢时需注意，避免对颈部施加任何可能导致窒息的牵拉力。此外，小鼠脂肪越多，缝线在导管周围的结扎就需要越紧，以抵消脂质导致导管与血管之间摩擦系数降低的影响。肝素的作用起始时间至关重要，因为异氟烷暴露过久会在器官中产生假象17。肝素和利多卡因注射需使用23G、19.05 mm长度的针头，以确保注射过程中不会对内脏器官造成损伤。缝线环必须套在导管的锥形端上，否则在收紧时会阻塞血管。一旦插入导管，通常会因压力导致血液从导管回流，这是导管位置正确的积极信号。可轻微上提导管以直观确认导管尖端已越过第一道缝线足够距离。操作时转动腕部和肩部，可确保助手打结时缝线不会从锥形尖端滑脱。将肝脏从硅胶灌注管转移至柱子时，会在导管顶部保留一滴灌注液。该液滴可防止气泡进入导管并流入肝脏。导管顶部灌注液的弯月面提供了足够的体积，使肝脏在连接完成前维...

离体 灌注在肝脏代谢研究中至关重要，经门静脉灌注是此类研究的标准方法。为了单独研究肝脏代谢，必须将肝脏从体内切除，以避免其他器官代谢（即全身代谢）带来的干扰，并能够控制激素的可利用性（如胰岛素、胰高血糖素等）。该方法对于理解糖尿病、非酒精性脂肪肝病（NAFLD）和非酒精性脂肪性肝炎（NASH）等疾病对肝脏代谢的影响以及药物作用机制具有重要意义。本文旨在提供肝脏切除与灌注的操作指南。我们建立了一套简化的操作流程，以确保这些肝脏代谢研究具备足够的严谨性和可重复性。若手术操作不当，所获得的代谢数据将出现显著变异。本文详细描述了一种系统化的方法，用于在代谢研究背景下实施门静脉插管与肝脏切除。 原位 在核磁共振（NMR）波谱仪中，如文献所述1,2,3,4,5.
目前尚无文献描述一种 离体 使用核磁共振仪中的玻璃柱进行肝脏灌注。目前尚无视频或文字资料能清晰展示如何对小鼠肝脏实施该操作，特别是如何插管门静脉、切除肝脏、转移并将其悬挂于玻璃柱上。鉴于基因修饰小鼠已广泛用于肝脏代谢研究，这一操作步骤亟需完整详尽的描述。肝脏灌注手术本身并非新技术，但本文所呈现的方法为金标准，并配有视频展示本文所述技术的精湛操作，以帮助所有对该技术感兴趣的研究人员。本文所述方法最适合应用于实时代谢研究，以检测疾病模型中代谢物的功能与周转情况。
该方法使用一根100 cm长的夹套式玻璃柱，使肝脏悬挂在套管底部，并被核磁共振管内的灌注液包裹。玻璃夹套中的加热循环水用于控制灌注液的温度。一个薄层氧合器通过95%/5%的O2/CO2加压，以调节pH值。通过使用三个独立的泵来设定灌注液柱的高度，从而向肝脏提供恒定的压力。除施加恒定压力外，不额外控制流速（图1）。为确认肝脏功能状态是否正常，需同时测定氧气消耗和流速。在我们的实验条件下，这一系列预处理条件可实现高度可重复的核磁共振实验，用于评估肝脏的代谢功能。

<table><tbody><tr><td>1 mL 鲁尔锁一次性无菌一次性注射器</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>非特定品牌</td></tr><tr><td>100 cm 水套玻璃柱</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>定制</td></tr><tr><td>2-0 丝线缝合线</td><td>布雷因特里科学公司</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>22 号导管 1 英寸 无安全装置</td><td>泰尔茂</td><td>SRFF2225</td><td></td></tr><tr><td>23 G 0.75 英寸皮下针头</td><td>Exel International</td><td>26407</td><td></td></tr><tr><td>27 G 1.5 英寸皮下针头</td><td>Exel International</td><td>26426</td><td></td></tr><tr><td>4×4 英寸外科手术平台</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>定制</td></tr><tr><td>70% 酒精擦拭巾</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>非特定品牌</td></tr><tr><td>循环水浴锅</td><td>MS Lauda</td><td>N/A</td><td>该型号已停产</td></tr><tr><td>棉签</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>非特定品牌</td></tr><tr><td>精细手术剪；直型；尖-尖；30 mm 刀片长度；4 3/4 &quot;</td><td>Roboz</td><td>RS-6702</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 镊子</td><td>精细科学工具公司</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - 精细镊子</td><td>精细科学工具公司</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>止血钳</td><td>精细科学工具公司</td><td>13015-14</td><td></td></tr><tr><td>肝素钠注射液 1000 单位/mL</td><td>RX Generics</td><td>71288-0402-02</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Patterson Veterinary</td><td>14043-0704-06</td><td></td></tr><tr><td>盐酸利多卡因 2%</td><td>VEDCO Inc.</td><td>50989-0417-12</td><td></td></tr><tr><td>膜式薄层氧合器</td><td>Radnoti</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>梅岑鲍姆剪；弯型；钝头；27 mm 刀片长度；5 &quot;</td><td>Roboz</td><td>RS-6013</td><td></td></tr><tr><td>氧气测定系统</td><td>Hanstech Instruments Ltd.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>0.9% 生理盐水溶液</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>生理盐水在实验室配制</td></tr><tr><td>天平</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>非特定品牌</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;可调速模拟控制台泵系统</td><td>Cole Palmer</td><td>N/A</td><td>型号根据应用定制</td></tr><tr><td>称量舟</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>非特定品牌</td></tr></tbody></table>

ex vivo 小鼠门静脉肝脏灌注

Ex Vivo Hepatic Perfusion Through the Portal Vein in Mouse

糖尿病、前驱糖尿病、非酒精性脂肪性肝病（NAFLD）和非酒精性脂肪性肝炎（NASH）等代谢性疾病正变得越来越普遍。ex vivo 肝脏灌注技术可利用核磁共振（NMR）在严格控制的营养条件下对肝脏代谢进行综合分析。由于in silico模拟仍主要是评估激素作用和药物干预效果的理论手段，灌注肝脏模型仍然是研究肝脏代谢最有价值的实验平台之一。由于这些研究为肝脏生理学的基本认知提供指导，其实验结果必须准确且可重复。ex vivo肝脏灌注实验可重复性的最关键因素在于手术质量。因此，我们提出了一种系统化且高效的方法，用于在in situ NMR实验背景下开展小鼠肝脏ex vivo灌注。我们还描述了一种独特的应用方式，并讨论了此类研究中常见的问题。总体目标是提供一份简明的指南，介绍我们经过多年优化、认为是in situ NMR实验中实现肝脏切除与灌注可重复结果的“金标准”技术。由于磁体中心距离较长，且在NMR实验过程中无法对组织进行干预，使得我们的方法具有创新性。

肝脏功能主要通过耗氧量和灌注流速来评估。典型的灌注流速为4-8 mL/min，耗氧量为1 µmol/min·g。这些指标会因具体的实验条件和生物学差异而有所变化。
异氟烷的确切用量取决于所使用的麻醉系统类型以及小鼠的环境、年龄和体重。在手术过程中，异氟烷及其输送气体的流量保持不变，尽管根据手术区域的具体情况（如背景噪音）可能需要进行一些调整10。当肝素深层皮下注射时，其起效时间可能延迟达20–40分钟。肝素注射后等待10分钟可确保其起效16。利多卡因的起效时间为2分钟11。
插入导管时，保持斜面向上，与门静脉的夹角不超过15°。两条缝线均打两个结。第一条缝线必须在导管锥形末端之后打结。若门静脉插管成功，肝脏会因灌注而变苍白。当外科医生切除肝脏时，助手使用棉签清除切除的组织。为避免污染肝脏并防止损伤肝叶，切勿切穿胃部。在持握导管时，不要对门静脉或肝脏施加过大的张力，以免导致门静脉移位或撕...

本方案描述了一种通过门静脉灌注对完整小鼠肝脏进行切片以用于代谢研究的简便方法。

Ex Vivo 小鼠门静脉肝脏灌注

糖尿病、前期糖尿病、非酒精性脂肪性肝病（NAFLD）和非酒精性脂肪性肝炎（NASH）等代谢性疾病正变得越来越普遍……

本视频展示了一种经过优化的实验流程，旨在以足够的严谨性和可重复性开展肝脏代谢研究，可作为进行肝脏离体灌流研究中实施肝切除的指导方法。该技术最适合用于实时代谢分析，以检测疾病模型中代谢物转化过程中的肝脏功能。灌流技术能够精确控制供给肝脏的营养物质和激素。尽管该技术并非直接用于治疗，肝脏灌注对于理解糖尿病、非酒精性脂肪肝病（NAFLD）和非酒精性脂肪性肝炎（NASH）等疾病对肝脏代谢的病因学影响具有重要作用。随着新型药物的开发，评估肝脏中心能量代谢的方法变得至关重要。该方法可应用于多种疾病模型，包括癌症，以及疾病发展的不同阶段。首先，在小鼠麻醉诱导后将其鼻部放入鼻锥中，并用胶带固定其足爪。在双侧髂前上棘区域皮下注射利多卡因。进行足趾夹捏试验以确认所有痛觉反射均消失。进行剖腹手术，通过做一个三厘米宽的切口暴露腹腔内器官。使用止血钳夹住剑突并牵拉，以扩大切口。用棉签清除覆盖门静脉的小肠和大肠。在门静脉弓靠近肝脏的近端位置放置一根丝线缝合线。使用2-0缝线，在远离肝脏的肠系膜下静脉的近端或远端位置放置第二根丝线缝合线。缝合线放置到位后，用22号导管插入门静脉，注意使斜面朝上。以不超过15度的角度进入门静脉。在导管锥形末端远端打第一针缝线。门静脉插管后，用丝线将导管固定在距门静脉分支远端2至3毫米处。用第二根缝线固定导管的下部。打结以将导管固定于门静脉远端及其周围组织。导管固定后，将装有27号、38.1毫米长针头的1毫升注射器插入导管，以冲洗血液和气泡。使用内径1毫米、外径5毫米的硅胶管，并配以固定止流夹，将灌注柱与导管连接，使缓冲液流入肝脏，标志着灌注的开始。启动计时器后，用剪刀切开下腔静脉，以释放升高的血管压力。通过观察肝脏颜色从粉红色或红色均匀变为淡黄色，确认灌注液流经肝脏。 确认血流后，从周围组织中切除胃、小肠、大肠和右肾。在外科助手的协助下，当术者切断壁层腹膜和胸腔组织以切除肝脏时，将肝脏在腹腔和胸腔内进行移动。向上抬起肝脏，并用剪刀剪断固定肝脏的剩余结缔组织。缓慢操作肝脏以方便观察。流速和耗氧量的测量对于监测肝脏的健康状况和功能至关重要。进食肝脏与禁食肝脏之间的耗氧量常存在轻微差异，这可归因于禁食状态下肝脏因糖异生作用增强而产生的能量需求增加。最关键的步骤包括以 15 度角插入导管、观察导管尖端、打结时转动腕部和肩部，以及避免门静脉发生扭转。灌注完成后，可采用多种生物化学或分析方法对切除的组织进行研究。离体灌注结合实时 MRI 和波谱分析可实现对代谢通量的实时测量。显然，这还延伸到疾病状态下相对于对照状态的通量扰动。

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离体 小鼠通过门静脉进行肝灌注

本视频介绍了一种通过门静脉灌注胶原酶溶液以分离小鼠肝细胞前的肝脏灌流操作步骤。...

活体小鼠肝脏灌注：通过门静脉向啮齿类动物肝脏灌注溶液的方法

肝脏巨噬细胞，称为库普弗细胞，负责捕获循环中的纳米颗粒。本文介绍一种高纯度和高得率的库普弗细胞分离方法。此处采用改良的乳酸脱氢酶（LDH）检测法来测定碳纳米管在库普弗细胞中诱导的毒性。...

库普弗细胞分离用于纳米颗粒毒性检测

本实验方案的目的是从肝脏中获得高活力和高产量的肝细胞及肝窦内皮细胞。通过门静脉灌注IV型胶原酶溶液，随后进行差速离心，从而分离得到肝细胞和肝窦内皮细胞。...

小鼠肝脏灌注法分离肝细胞和肝窦内皮细胞

肝脏供体严重短缺，因此肝脏供体标准已逐步放宽。常温 离体...

一种小型动物模型 离体 常温肝脏灌注

本文描述了一种对小鼠下半身进行原位灌注的实验方案，包括膀胱、前列腺、性器官、骨骼、肌肉和足部皮肤。...

建立小鼠下腹部器官与后肢的原位闭路灌注技术

脂肪酸β-氧化是一种重要的代谢途径，在包括肝细胞在内的多种细胞类型中负责能量生成。本文介绍一种利用14C标记的棕榈酸测定 freshly isolated primary...

新鲜分离小鼠肝细胞悬液中脂肪酸β-氧化的测定

非酒精性脂肪性肝炎小鼠模型中肝脏细胞外基质的三维成像

富含脂质的肝细胞在肝脏再生过程中具有内在作用，但通常在密度梯度离心过程中丢失。本文介绍了一种优化的细胞分离方案，可保留脂肪变性肝细胞，从而在小鼠部分肝切除术后获得具有代表性的再生肝细胞群体。...

小鼠部分肝切除术后再生肝细胞的分离

常温的 离体 小鼠肝脏离体灌注

在此，我们介绍一种可靠的实验方法 原位...

利用灌流小鼠肝脏模型定量测定肝葡萄糖生成、尿素生成及脂解作用

在此，我们介绍一种可实现非侵入性 体内 小鼠眼前房移植肝类器官的成像。该实验流程涵盖从原代肝细胞生成类器官，到将其移植至小鼠眼前房的全过程 体内 通过共聚焦显微镜实现细胞分辨率成像。...

活体成像小鼠眼前房移植的肝类器官

学习离体小鼠门静脉肝脏灌注技术，用于实时代谢研究。该方法可精确控制营养物质和激素，适用于糖尿病、NAFLD和NASH等疾病模型，为评估肝脏中心能量代谢提供可重复的实验方案。

Ex Vivo 小鼠门静脉肝脏灌注

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