Name: 经食管心房爆破起搏在大鼠心房颤动诱导中的应用 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 12 s
Description: 学习经食管心房爆破起搏技术诱导大鼠心房颤动的方法。该方案适用于健康或重构心脏模型，可用于研究房颤病理生理机制及评估新型治疗策略。

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本工作由罗马尼亚教育与研究部、国家科学研究中心（CNCS）-大学科研基金理事会（UEFISCDI）资助，项目编号 PN-III-P1-1.1-TE-2019-0370，属于 PNCDI III 项目。

涉及动物受试者的实验程序已获得医学、药学、科学与技术大学伦理委员会的批准 &#34;George Emil Palade&#34; 由罗马尼亚国家卫生兽医和食品安全局批准，并符合国际实验动物科学理事会指南（指令2010/63/EU）。
1. 经食管心房猝发起搏方案
<ol>
	<li>将成年雄性Wistar大鼠（体重200-400 g）随机分为两组：STIM组和SHAM组。</li>
	<li>对动物进行麻醉。
	<ol>
		<li>诱导麻醉使用2.5%异氟烷，流速4 L/min，氧气浓度99.5% O2。</li>
		<li>维持麻醉采用腹腔注射氯胺酮/美托咪啶混合物（75.0/0.5 mg/kg）。</li>
		<li>通过检测角膜反射（使用5%葡萄糖溶液）和伤害性缩足反射（脚趾夹捏）来评估麻醉深度。使用直肠温度计监测呼吸频率（麻醉期间呼吸频率下降50%可接受；正常范围为每分钟70-120次）和体温（正常体温范围为96.5 - 99.5 °F 或 35.9 - 37.5 °C）。 
		注意：仅在确认麻醉有效后方可继续操作。在整个实验过程中需定期监测麻醉深度，并在必要时重复腹腔注射氯胺酮/美托咪啶。</li>
		<li>在双眼涂抹眼用软膏，以防止角膜损伤。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将动物仰卧位放置于加热垫上，维持体温在约37 °C。</li>
	<li>将三个体表心电图电极以II导联配置连接至大鼠四肢（图1A）。
	<ol>
		<li>将负极置于右前肢。</li>
		<li>将正极置于左后肢。</li>
		<li>将接地电极置于左前肢。</li>
		<li>使用细弹性手环绳固定电极位置。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>开启体表心电图记录，并在整个实验过程中持续记录心电图（图1B），可使用商用或本地开发的数据采集程序10。</li>
	<li>电刺激采用连接至基于微控制器的心脏起搏器的5-6 F四极导管10。</li>
	<li>动物麻醉后，将导管经口腔插入食管。测量上门齿至心脏的距离（通过触诊评估），以估算导管应插入食管的深度。 
	警告：操作时切勿强行推进导管，以防食管穿孔。</li>
	<li>通过以下方式确认刺激导管在心房水平的正确位置。
	<ol>
		<li>以400次/分钟的频率进行电刺激（刺激持续时间6 ms）。</li>
		<li>检查心电图是否显示心房被稳定捕获（即每次电刺激后均跟随一个窄QRS波群）（图2）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>确定舒张期阈值——即获得心房捕获所需的最低电压（通常在10 V至20 V之间）。 
	注意：以下操作仅针对STIM组动物进行。</li>
	<li>确定导管位置正确后，将刺激器设置为4,000次/分钟的频率（刺激持续时间6 ms），电压设定为高于舒张期阈值3 V（图3）。</li>
	<li>对每只动物施加15个连续的刺激周期，每个周期持续20秒，周期间间隔5分钟11。根据研究目的，可对每只大鼠重复该方案共10天，每周5天，每天在同一时间进行。</li>
	<li>通过以下方式评估刺激效果。
	<ol>
		<li>识别窦房结恢复时间（SNRT），其表现为快速起搏结束后出现一个长于窦性心律周期长度的时间间隔（图4A），代表超速抑制终止后窦性心律恢复所需的时间。 
		注意：超速抑制是指通过以高于自身节律的频率电刺激心脏，从而抑制窦房结活动的现象。</li>
		<li>识别房颤（AF）发作事件，定义为出现三个或以上连续的不规则室上性心搏（即伴有窄QRS波群的不规则心室反应），P波消失或被小而不规则的&#34;f&#34;波取代（图4B）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>若在下一个刺激周期应开始时（即两个周期间5分钟自由间隔结束时）房颤仍未自行终止，则不进行下一次刺激。
	<ol>
		<li>再等待5分钟。若房颤在总计10分钟后仍持续，则终止当天的实验方案。 
		注意：如需评估电诱导房颤的严重程度，可延长心电图监测时间。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>若刺激结束后出现严重心动过缓或停搏（例如因迷走神经电刺激所致），应立即终止实验。若电活动未能迅速恢复正常，应实施外部心脏按压并腹腔注射硫酸阿托品（0.05 mg/kg）。</li>
	<li>实验结束后，腹腔注射阿替美唑（1 mg/kg）逆转麻醉。将大鼠单独饲养于清洁笼具中，提供辅助加热，并定期观察直至完全恢复。实验方案结束后无需其他特殊动物护理。</li>
	<li>分析体表心电图记录，并确定以下参数。
	<ol>
		<li>房颤的可诱导性，以百分比表示（即[诱发房颤的刺激周期数 / 总刺激周期数] × 100）。</li>
		<li>每次房颤发作的持续时间。</li>
		<li>是否存在“持续性”（即&#62;10分钟）房颤发作。 
		注意：以下操作仅针对SHAM组动物进行。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>对于SHAM组大鼠，执行上述步骤1.1至1.7，但不施加任何电刺激。</li>
	<li>将导管保持在原位80分钟（即STIM组大鼠完成整个实验所需时间），期间不进行电刺激，但持续记录体表心电图。</li>
	<li>实验结束后，腹腔注射阿替美唑（1 mg/kg）逆转麻醉。实验方案结束后无需其他特殊动物护理。</li>
	<li>分析体表心电图记录，并确定步骤1.16中所述的各项参数。</li>
</ol>

<ol><li>Kornej, J., Börschel, C. S., Benjamin, E. J., Schnabel, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+atrial+fibrillation+in+the+21st+century%3A+Novel+methods+and+new+insights%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of atrial fibrillation in the 21st century: Novel methods and new insights.</a> Circulation Research. 127 (1), 4-20 (2020).</li>
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<li>Șerban, R. C., Scridon, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Data+linking+diabetes+mellitus+and+atrial+fibrillation-how+strong+is+the+evidence%3F+From+epidemiology+and+pathophysiology+to+therapeutic+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Data linking diabetes mellitus and atrial fibrillation-how strong is the evidence? From epidemiology and pathophysiology to therapeutic implications.</a> Canadian Journal of Cardiology. 34 (11), 1492-1502 (2018).</li>
<li>Nishida, K., Michael, G., Dobrev, D., Nattel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+atrial+fibrillation%3A+clinical+insights+and+scientific+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Europace%22%5BJournal%5D)">Animal models for atrial fibrillation: clinical insights and scientific opportunities.</a> Europace. 12 (2), 160-172 (2010).</li>
<li>Qiu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DL-3-n-Butylphthalide+reduces+atrial+fibrillation+susceptibility+by+inhibiting+atrial+structural+remodeling+in+rats+with+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Naunyn-Schmiedeberg%27s+Archives+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">DL-3-n-Butylphthalide reduces atrial fibrillation susceptibility by inhibiting atrial structural remodeling in rats with heart failure.</a> Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 391 (3), 323-334 (2018).</li>
</ol>

作者无利益冲突。

本文介绍了一种用于在大鼠中快速高效诱导心房颤动（AF）的长期经食管心房猝发起搏实验方案，适用于急性及长期AF研究。本文所述的10天刺激方案已成功用于建立“继发性自发性AF模型”（即通过电刺激诱导一段时间AF后，AF可自发产生）10。然而，具体研究目的不同，该方案的持续时间可相应调整。
其他参数，例如刺激导管的尺寸，也可根据动物的大小进行调整。但应注意避免使用过大的导管，因其可能对气管造成压迫，影响正常呼吸。对于200-400 g的大鼠，5-6 F的导管对气管产生的压力可忽略不计，且无需进行气管内插管即可实施该实验方案。
该实验方案的关键步骤是将刺激导管正确放置于食管内心房水平（步骤1.7）。此操作必须在仔细评估麻醉深度后方可进行，因为麻醉不足会增加后续实验步骤中发生心肺骤停的风险。通过体表心电图监测心脏电活动通常足以确认导管在食管内的正确位置（即：以高于固有心率的频率进行刺激时，可观察到对窦房结的超速抑制现象，且每个刺激后均跟随一个窄QRS波群）。然而，也可通过记录食管心电图进一...

心房颤动（AF）是临床实践中最常见的一种持续性心律失常，其发病率和患病率在全球范围内持续显著上升1。根据近期研究，这种心律失常影响着全球最多达4%的人口2。然而，由于阵发性AF可能无症状，因而可能未被发现，其真实患病率很可能远高于文献中所报道的数据。
心房颤动（AF）的病理生理机制已被广泛研究。然而，这种复杂心律失常的潜在机制尚未完全阐明，这也导致了治疗选择有限且疗效存疑。动物研究为理解AF的病理生理机制及治疗管理提供了重要见解。折返是参与AF发病机制的主要机制之一3，其发生需要一定质量的心肌组织。因此，在AF研究中通常优先选用大型动物，而由于啮齿类动物心房体积较小，长期以来被认为对AF“具有抵抗性”。然而，大型动物的使用主要受限于操作上的困难。与此同时，尽管已有研究表明大鼠可发生自发性AF4，但在这些模型中，心律失常的发生通常需要长达50周的长期随访5。目前也已开发出可在小型啮齿类动物中快速诱发AF的模型。这些模型大多采用急性电刺激，常在其他促发条件（如同时进行副交感神经刺激或窒息）存在的情况下，人为诱导AF的发生6,7。尽管这类模型效率较高，但无法用于评估与AF相关的关键特征，例如心房在电生理、结构、自主神经或分子水平上的进行性重构，也无法评估传统或非传统抗心律失常药物对心房基质或对室性致心律失常风险的影响8,9。
本研究描述了一种用于在大鼠中快速高效诱导心房颤动（AF）的长期经食管心房猝发起搏实验方案。该方案适用于急性与长期研究，可成功应用于健康或已发生结构重构的心脏大鼠模型，并可在存在多种危险因素的情况下使用，从而支持对心房颤动病理生理机制的研究、新型治疗靶点的发现，以及新型预防性和/或治疗策略的评估。

<table><tbody><tr><td>抗镇静剂（盐酸阿替美唑）5mg / mL，注射用溶液</td><td>Orion Corporation</td><td>06043/4004</td><td>大鼠使用剂量为 1 mg / kg</td></tr><tr><td> Dormitor（盐酸美托咪啶）1 mg / mL，注射用溶液</td><td>Orion Corporation</td><td>06043/4003</td><td>大鼠使用剂量为 0.5 mg / kg</td></tr><tr><td>E-Z Anesthesia 单动物麻醉系统</td><td>E-Z Systems Inc</td><td>EZ-SA800</td><td>允许一次对一只动物进行操作</td></tr><tr><td>异氟烷 99.9%，100 mL</td><td>Rompharm Company</td><td>N01AB06</td><td></td></tr><tr><td>氯胺酮 10%，25 mL</td><td></td><td></td><td>大鼠使用剂量为 75 mg / kg</td></tr><tr><td>基于微控制器的小动物心脏起搏器</td><td></td><td></td><td>由本实验室研制（见稿件中参考文献编号10）</td></tr><tr><td>体表心电图记录系统</td><td></td><td></td><td>由本实验室研制（见稿件中参考文献编号10）</td></tr></tbody></table>

经食管心房猝发起搏诱导大鼠心房颤动

Transesophageal Atrial Burst Pacing for Atrial Fibrillation Induction in Rats

动物实验为我们理解心房颤动（AF）的病理生理机制及治疗管理提供了重要见解。折返是参与AF发病机制的主要机制之一，其发生需要一定质量的心肌组织。由于心房体积较小，啮齿类动物长期以来被认为对AF“具有抵抗性”。尽管已有研究表明大鼠可发生自发性AF，但这些模型需要长达50周的长期随访才能观察到心律失常。本文介绍了一种经食管心房快速起搏的实验方案，可快速、高效地在大鼠中诱导AF。该方案可成功应用于心脏健康或已发生重构的大鼠，且适用于存在多种危险因素的情况，从而支持对AF病理生理机制的研究、新型治疗靶点的鉴定，以及新型预防性和/或治疗策略的评估。

在一项概念验证研究中，将22只成年雄性Wistar大鼠（200-400 g）随机分为两组：STIM组（n = 15）和SHAM组（n = 7）。所有动物均单独饲养于聚碳酸酯笼中，环境温度控制在21-22 °C的房间内，整个研究期间可自由获取水和干粮。对所有动物应用上述经食管刺激方案，持续10天，每周5天。所有动物均接受相同的实验流程，但SHAM组大鼠未接受主动电刺激。
正如预期，假手术组动物在整个实验过程中均未诱发心房颤动（AF）发作。因此，该组中无法评估其他参数（即AF发作的持续时间以及是否存在“持续性”AF发作）。
在刺激的第一天，15只STIM动物中有12只（80%）出现了心房颤动（AF）发作（相对风险为3.33，与假手术组相比，p &lt; 0.001，采用Fisher精确检验）。在STIM大鼠中，第一天共进行了164次刺激循环，其中42次刺激后出现AF发作（中位诱导率为20%[四分位距为6.67–72.22]，假手术组为0%）（图5）。
<p cla...

本研究介绍了一种经食管心房猝发起搏以有效诱导大鼠心房颤动（AF）的实验方案。该方案适用于心脏健康或已发生结构重构的大鼠，可用于研究心房颤动的病理生理机制、识别新的治疗靶点以及评估新的治疗策略。

动物研究为我们理解心房颤动（AF）的病理生理学机制及治疗管理提供了重要见解。

本方案可成功应用于存在多种急性或长期随访研究危险因素的健康或已发生重构心脏的大鼠。该方案能够在不同的病理生理条件下研究心房颤动，以评估新的预防性和治疗性策略。麻醉成年Wistar大鼠后，将其仰卧位放置于加热垫上，以维持其体温在37摄氏度。然后，将三个体表心电图电极以II导联方式连接至大鼠肢体：负极置于右前肢，正极置于左后肢，接地电极置于左前肢。使用细弹性手环绳将电极固定到位。接下来，打开体表心电图记录系统，并在整个实验过程中使用商用或自行开发的数据采集程序进行持续的心电图记录。进行电刺激时，使用一根连接至基于微控制器的心脏起搏器的五或六法式四极导管。当通路完全麻醉后，将导管经口腔插入食管。为确认刺激导管位于心房水平的正确位置，以每分钟400次刺激的频率进行电刺激。然后，检查心电图描记是否显示心房被持续夺获。根据此结果，确定舒张期阈值，即获得心房夺获所需的最低电压。对于刺激组的大鼠，在确定导管位置正确后，将刺激器设置为每分钟4,000次刺激，电压为舒张期阈值以上3伏。然后，对每只大鼠施加15次连续的刺激循环，每次持续20秒，循环之间间隔5分钟。接下来，通过识别窦房结恢复时间来评估刺激的有效性，该时间出现在快速起搏结束时，表现为一个长于窦性心律期间记录的周期长度的时间间隔，代表在超速抑制结束后恢复窦性心律所需的时间。随后，识别心房颤动发作的发生，其定义为出现三个或更多连续的、不规则的室上性心搏，且P波消失或被小而扭曲的F波取代。对于假手术组的大鼠，在将导管经口腔插入后，保持导管位置18分钟，不施加任何电刺激，同时持续记录体表心电图。在刺激的第一天，接受电刺激的大鼠中有80%出现了心房颤动发作。在施加的164个刺激周期中，有42个周期后出现了心房颤动发作。在为期10天的刺激期间，平均每只动物成功诱导出15.6次心房颤动发作。在所有应用的刺激周期中，20% 之后出现了心房颤动，其中 41 次发作持续时间超过 600 秒。对于持续时间少于 600 秒的发作，平均持续时间为 40.12 秒。该技术相对易于重复，实验室人员若常规操作动物模型，则无需特殊培训即可掌握。通过此操作，可使用遥测设备进行持续心电图记录，以评估自发性心房颤动发作及心率变异性。

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经食管心房爆破起搏在大鼠心房颤动诱导中的应用

程序性电刺激可用于评估心脏的传导特性，并通过不同的起搏方案诱导和终止心律失常。利用经静脉导管，在小鼠中实施程序性电刺激方案后，可获取心内电图记录，以识别致心律失常的基质。...

小鼠程序性电刺激

我们已建立一种猪模型，用于在心包腔/心包液内实现药物的靶向递送。利用该方法，可研究给药制剂对诱发性心房颤动、相对不应期和/或缺血保护的相对作用效果。...

在猪体内心包靶向递送模型中测试药理学制剂的疗效

介绍了一种通过快速起搏联合左束支消融建立慢性非同步性心力衰竭（HF）模型的方法。采用二维斑点追踪成像和主动脉速度时间积分来验证该稳定的心力衰竭模型，该模型具有左心室非同步性，并可用于评估心脏再同步化治疗的益处。...

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小鼠心房的高分辨率光学标测电生理学评估

我们描述了一种用于研究心房肌病和心房颤动（AF）的迷你猪无菌性心包炎模型。本文介绍了外科手术和麻醉技术、血管通路建立策略，以及研究AF可诱导性的实验方案。...

无菌性心包炎在亚琛迷你猪中作为心房心肌病和心房颤动模型的研究

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优化经食管心房起搏评估小鼠心房颤动易感性

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用于拉伸诱导心房颤动研究的绵羊模型中的高分辨率心内膜与心外膜光学标测

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