Name: 测量小鼠和大鼠的骨骼肌产热 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-07-27T14:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 56 s
Description: 学习使用远程温度传感器测量小鼠和大鼠骨骼肌温度的方法。该技术可在最小干扰动物的情况下评估药物刺激对肌肉产热的影响，支持多只动物同时测试，提高实验效率。

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本工作由 R15 DK097644 和 R15 DK108668 项目资助。感谢 Chaitanya K Gavini 博士和 Megan Rich 博士的前期贡献，感谢 Stanley Dannemiller 博士确保我们&#160;遵守机构动物使用指南。特别感谢 Tim Bartness 博士提供了构建本方法及其相关研究所需的基础性科研工作。图 1A、&#160;C、&#160;D&#160;以及图 2A 使用 Biorender.com 制作。

这些方法可应用于大鼠和小鼠模型，并已获得机构批准（Kent State University，IACUC 批准号 #359 和 #340 CN 12-04）。&#160;在实施本方案之前，动物应按照相关规范进行饲养 实验动物护理和使用的指南.
1. 准备应答器读取器
注意：使用前必须设置应答器读取器；以下步骤仅包含本研究所需的设置更改。本部分方案与 DAS-8027-IUS 便携式读取器直接相关；其他型号的读取器应遵循说明书中的指导以实现编程目的。
<ol>
	<li>设置 音频提示音 到 关闭.
	<ol>
		<li>按下按钮以开启设备 扫描 按钮，等待OLED显示屏上出现灯光。按下并按住 返回/菜单 按钮以进入 菜单 屏幕</li>
		<li>使用 下一步/回车 按钮，滚动浏览选项直至 操作设置。在此处，点击向上或向下箭头进行切换 是 并打开操作子菜单。</li>
		<li>使用 下一步/确定 按钮，滚动至 音频提示音。由于默认设置为 开启，切换上下箭头并更改设置为 关闭.</li>
		<li>按压 下一步/回车 单击按钮以保存此设置更改。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>设置 振动读取 到 开启.
	<ol>
		<li>遵循步骤 1.1&#160;步骤1.2之后，或在步骤1.4之后直接完成下一步。</li>
		<li>使用 下一步/回车 按钮，滚动至 振动读取。由于默认设置为 关闭，切换上下箭头并将设置更改为 开启 感受， 通过 振动，在读数完成后，无论是否能够查看屏幕。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 编程应答器
注意：每个植入式应答器在使用前应先编程输入动物编号（动物 ID 或应答器 ID）。该命名方式可作为实验动物的次要识别信息（例如，前四位数字表示小鼠品系缩写、应答器植入位置，后接三到四位数字表示动物个体编号）。编程操作可在手术前数天完成，但需确保应答器在手术前保持无菌状态。
<ol>
	<li>在应答器上输入 ID 编码。
	<ol>
		<li>将增压线圈连接至读取器探头——这是 DAS 8027-IUS 型号的专用配件，有助于编程过程。</li>
		<li>戴上手套后，将应答器（连同植入器）放入增压线圈中。</li>
		<li>按下 SCAN 按钮以开启设备，并等待 OLED 显示屏亮起。然后按住 BACK/MENU 按钮，进入 菜单 界面。</li>
		<li>使用 NEXT/ENTER 按钮浏览选项，直至高亮显示 WRITE TRANSPONDER ID，然后通过上下箭头将其切换为 YES。</li>
		<li>使用 NEXT/ENTER 按钮切换至 ENTER ID CODE 选项。</li>
		<li>使用上下箭头键滚动选择数字和字母。每选择一个字符后，按下 NEXT/ENTER 按钮以移至下一个字符位置。</li>
		<li>ID 编码输入完成后，按下 SCAN 按钮以写入应答器。</li>
		<li>从增压线圈中取出应答器，并根据需要重复操作。通过戴着手套的双手握住封闭的应答器使其升温，并使用温度扫描仪进行测量，以检查应答器是否能正确读取温度变化。 
		&#8203;注意：AUTO MULTI WRITE 和 SEQUENTIAL COUNT 设置可设为 ON，以便在一次会话中实现多个或顺序应答器的编程。每个应答器在编程过程中均应进行测试。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 准备“家笼小球”
<ol>
	<li>将 5 cm × 5 cm 无味/对照毛巾放入茶球中。</li>
	<li>手术后，将这些家庭笼位球放入新的家庭笼中，以开始使动物适应在测试期间呈现情境刺激的方法。每 2 周更换一次这些家庭笼位球。</li>
</ol>
4. 手术与术后护理
<ol>
	<li>称重并记录受试动物术前体重。使用诱导室对动物进行麻醉（例如，2-5% 异氟烷）。</li>
	<li>使用电动剪毛器完全剃除后肢毛发。根据机构指南给予镇痛处理（例如，皮下注射5 mg/kg酮洛芬）。 
	注意：如果此操作与其他外科手术方法联合进行，可能需要额外的镇痛处理。</li>
	<li>用70%酒精（或市售无菌酒精棉片）和聚维酮碘溶液（或市售无菌独立包装的碘伏棉签）交替清洁该区域至少三次，最后以聚维酮碘结束。</li>
	<li>将动物放回诱导室，使其麻醉至手术水平。随后，将小鼠置于面罩中以持续暴露于麻醉气体。在动物眼睛上涂抹新霉素眼膏，以防止麻醉期间角膜干燥。 
	注意：在小鼠未表现出任何疼痛反应迹象（即角膜反射、尾部夹捏反应、脚趾夹捏反射）之前，不得开始操作。</li>
	<li>仅使用手术剪，在右后肢皮肤上做一个浅切口。</li>
	<li>沿腓肠肌平行方向，将已预编程且未加保护帽的无菌应答器的锋利边缘插入切口。确保绿色推杆朝上并可见。继续将应答器植入器推入切口，直至应答器植入器的开口端完全不可见为止。 
	注意：在步骤 4.6 中，切勿意外按压应答器植入器上的绿色柱塞。应答器过早释放将导致植入位置不正确。</li>
	<li>转动涂抹器 180&#176;，使绿色推杆朝下，朝向小鼠的肢体，此时推杆不再可见。将应答器植入器推至最终位置。当到达理想植入位置，即靠近或部分插入腓肠肌时，按压绿色推杆，利用植入器的压力使操作者的手自然回撤，远离小鼠。</li>
	<li>使用镊子夹住切开的皮肤，用无菌自动夹或无菌缝线固定伤口。如有需要，可在使用无菌自动夹前先用可吸收缝线缝合筋膜层。使用芯片阅读器检测小鼠肌肉温度。</li>
	<li>将小鼠从麻醉状态中移出，并置于一个干净的饲养笼内，笼子放置在设定温度的循环水加热垫上 低 用于恢复。确保饲养笼内包含一个装有无味毛巾的茶球，以开始适应。 
	注意：小鼠应在手术后15分钟内苏醒。恢复期间可将食物放在笼底以便取用。</li>
	<li>术后护理
	<ol>
		<li>每天使用芯片阅读器记录小鼠体重和体温，至少持续至术后2天，或直至小鼠体重恢复或稳定。</li>
		<li>术后至少2天内每天为小鼠注射一次非阿片类镇痛药（例如，酮洛芬5 mg/kg，皮下注射），必要时可追加给药。 
		注意：小鼠和大鼠应在手术后5-8天内完全恢复，之后可进行适应性训练和实验操作。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 测试准备——家笼
<ol>
	<li>搭建支架 
	注意：以下步骤基于尺寸为 194 mm x 181 mm x 398 mm 的带过滤盖小鼠笼。若需适配更大的笼子（例如大鼠饲养笼），则需调整宽度。
	<ol>
		<li>使用棘轮式 PVC 割管器将 PVC 管切割成八段，并按照 图 1C 所示进行组装。由此可形成一个开放式的台面结构，能够承载约四个笼子。根据需要制作相应数量的支架。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>实验房间设置
	<ol>
		<li>在测试房间内为每个支架指定固定位置。为避免干扰变量，设置用于接收不同情境刺激（例如气味）的支架之间应至少相隔 2 米。 
		注意：每只小鼠在测试房间内以及在物理支架上的测试位置应尽可能固定分配，以避免小鼠将不同位置与产热刺激建立关联。</li>
		<li>使用磁条将手术单或手术服固定在支架上，形成研究人员与受试动物之间的视觉屏障。设置该屏障以尽量减少因实验人员走向笼子或在测试房间内走动时引起的小鼠活动所致的温度变化。</li>
		<li>（可选）在支架下方的表面放置镜子，以便于测试期间观察笼底。 
		注意：支架可通过笼具清洗系统进行消毒。布质材料或手术单应在适应性训练和正式测试前进行清洗。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>茶球制备
	<ol>
		<li>使用对照物和捕食者气味（PO）毛巾（约 5 cm x 5 cm）制备茶球。为避免交叉污染，应先制备带有对照气味的茶球。 
		注意：捕食者气味毛巾在使用前应进行病原体检测。这些毛巾应单独存放，且所有接触过该材料的物品均应立即进行消毒处理（例如通过笼具清洗系统），以防止气味暴露于其他动物。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. 温度测试 - 家居笼
注意：动物需要适应整个测试流程，但不包括实验中的情境性或药理性刺激。该适应过程应在测试前至少完成4次。
<ol>
	<li>将动物转移至准备好的实验&#160;室，放置于垫高台面上预先指定的位置。该位置在所有适应性训练和测试过程中应保持一致。</li>
	<li>从实验小鼠的饲养笼中移除“笼内球”，并用布料或手术单重新覆盖笼子。让小鼠在测试环境中适应1–2小时。</li>
	<li>适应完成后，使用扫描仪测量并记录每只实验动物的基础体温。测量过程中避免触碰或移动覆盖的布料。 
	注意：此处可施加药理学试剂。根据需要可在给药后增加等待时间再进行测试。建议在施加药理学刺激后、正式测试前再次记录二次基线体温，以监测对药理学刺激的反应。若不检测气味反应，可在给药后直接开始小鼠体温测量。施加任何刺激时均应采用随机化方法。</li>
	<li>打开笼子，将茶球（对照或PO）放置于饲养笼底部，然后重新盖上笼盖和布料覆盖物。</li>
	<li>启动秒表。按照茶球放置的相同顺序测量各测试对象的体温，并在预定的时间点记录体温值及测量时的时钟时间。</li>
	<li>实验结束后，移除处理用球。将接受PO处理的小鼠转移至新的饲养笼，并放入原始的“笼内球”；将“笼内球”归还至接受对照气味处理的小鼠笼中。随后将小鼠转移回饲养区域。 
	&#8203;注意：上述操作流程可适用于大鼠模型，但需使用尺寸合适的笼具。可能需要调整图1C中建议的测量方式，以便更方便地接触饲养笼底部。</li>
</ol>
<img alt="图 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64264/64264fig01.jpg" /> 
图 1：遥测芯片与小鼠笼内温度检测。（A）单侧植入遥测芯片以检测小鼠腓肠肌温度的示意图。芯片编程并植入后，可使用读取器（DAS-8027-IUS，图示）测量温度。（B）左侧：一个敞口的不锈钢网状茶球和一块 5 cm × 5 cm 的毛巾照片；右侧：封闭的茶球，用于在笼内测试中固定适应性毛巾和气味毛巾。（C）用于笼内测试的 PVC 管支架示意图。（D）笼内测试流程图。（E）笼内测试区域的设施实景图。左侧：四个小鼠笼置于支架上方，相邻墙面装有磁条，桌面上放置磁铁和手术布；右侧：覆盖后的鼠笼置于支架上。（A）、（C）和（D）使用 Biorender.com 制作。&#160;<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64264/64264fig01large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
7. 温度测试——跑步机行走
<ol>
	<li>为每只动物分配一台跑步机，作为其适应和测试程序的指定位置。</li>
	<li>准备跑步机以进行测试，确保电击装置功能正常。 
	注意：在跑步机行走过程中，无论是适应期还是测试期，跑步机应设置为能够促进动物持续行走但不奔跑的最低速度。对于1012M-2模块化封闭代谢跑步机，小鼠的速度为5.2 m/min，大鼠为7 m/min。此速度可能需要根据受试动物的肥胖程度进行调整。&#160;电击强度和频率应设置为5.0。</li>
	<li>适应程序
	<ol>
		<li>将小鼠转移至测试房间，让其在原有饲养笼中适应环境1-2小时。</li>
		<li>适应结束后，引导小鼠进入指定跑步机的开口处，并关闭跑步机。启动传送带、电击装置和秒表。</li>
		<li>让小鼠在跑步机上行走15分钟，使用电击刺激作为运动驱动力。若动物长时间停留在激活的电击装置上，应立即终止测试。</li>
		<li>测试结束后，取出小鼠并将其放回原有饲养笼中。</li>
		<li>使用液体洗涤剂和水清洁跑步机。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>测试程序
	<ol>
		<li>将小鼠转移至测试房间，让其在原有饲养笼中适应环境1-2小时。</li>
		<li>在将小鼠移至跑步机前，测量并记录基础体温。 
		注意：对于涉及药理学试剂的实验，应在此处给予或注射药物，并遵循图2A所示的示意图。根据需要可在注射后增加等待时间，然后再将小鼠放置于跑步机上。在给予任何刺激时应采用随机化方法。</li>
		<li>将5 cm × 5 cm大小的对照毛巾或PO毛巾方块放置于跑步机内部，靠近跑步机前端位置。将毛巾粘附于跑步机顶部或底部，以便于放置和移除。</li>
		<li>引导小鼠进入指定跑步机，开启跑步机传送带和电击装置。</li>
		<li>启动秒表。按照小鼠在跑步机上设置的顺序依次对测试对象进行测量。根据预设的时间点记录测量时的体温和时钟时间。 
		注意：在小鼠于封闭式跑步机内行走时，可从跑步机外部可靠地测量其体温。对于大鼠，由于跑步机尺寸以及探针阅读器&#160;距离的限制，实验人员可能需要保持跑步机后部开放，以便将阅读器插入跑步机内部，使其更接近受试动物。</li>
		<li>测试完成后，关闭电击装置和跑步机；将小鼠放回原有饲养笼，并转移至饲养区域。</li>
		<li>使用液体洗涤剂和水清洁跑步机，特别注意清除残留的PO物质。</li>
		<li>实验结束后，对动物实施安乐死（例如使用CO2吸入法），并目视确认探针的位置。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="图2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64264/64264fig02.jpg" /> 
图2：基于活动量控制的温度测试。（A）使用跑台步行法进行药物干预下活动量控制的温度测试工作流程。（B）跑台设备实景图。左侧为整套设备布置图，右侧为单个跑台及电击装置的近景图。（A）由 Biorender.com 制作。&#160;<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64264/64264fig02large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>

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</ol>

作者声明不存在利益冲突。

该温度检测方案为研究领域提供了一种直接测量骨骼肌产热的方法。这一点至关重要，因为当前研究正深入探索肌肉产热背后的机制33。本方法提供了两种经济有效的方案，用于在不同情境条件和药理条件下测量骨骼肌产热。该方案强调了在这些实验过程中习惯化（habituation）和适应性调节（acclimation）的重要性。习惯化是指在不引入任何药理或情境刺激的情况下，反复让受试对象接触检测流程；这是笼内环境和跑步机温度检测中均不可或缺的关键环节。这一过程使动物有足够时间熟悉实验环境，同时降低实验情境本身的显著性。若省略此步骤，可能导致动物对实验刺激产生偏差性关联，以及对对照刺激出现过度的产热反应8。动物必须通过学习掌握实验流程，以减少因实验所需的移动和操作而引发的应激反应。所采集的示例数据证明了重复进行习惯化的必要性（图3）。类似地，在每次测试当天进行适应性调节也十分必要。适应性调节是一种每日进行的整合手段，使动物有时间从转移至测试室所造成的应激中恢复。若跳过适应性调节步骤，可能导致基础体温测量结果...

在代谢研究领域，骨骼肌产热的检测是探索体重稳态机制的一个颇具前景的新方向。已有文献支持如下观点：作为人体最大器官系统之一的骨骼肌，其产热反应能够促进能量消耗并引发其他代谢效应，从而有效调节肥胖等疾病状态下的机体失衡1,2,3。若将肌肉视为一种产热器官，则相关研究必须采用切实可行的方法学手段来检测该器官内的产热变化。理解骨骼肌产热效应及其研究方法在非寒战性肌肉产热研究中的应用价值，不仅限于代谢领域。进化生物学4、比较生理学5以及生态生理学6,7等学科也高度关注肌肉产热在恒温机制中的作用及其对环境适应的调节机制。本方案提供了回答上述科学问题所必需的关键实验方法。
该方法可用于评估情境和药物刺激对肌肉温度的调节作用，包括使用捕食者气味（PO）提供独特技术，以改变情境来模拟捕食威胁。先前的研究已证明，PO能够迅速诱导肌肉产热出现显著升高8。此外，药物刺激也可改变肌肉温度。这一点在PO诱导的肌肉产热背景下已有验证：通过使用纳多洛尔阻断外周β-肾上腺素能受体，可抑制PO诱导肌肉产热的能力，但不会显著影响跑步机行走期间的收缩性产热8。在大鼠中，中枢给予黑皮质素受体激动剂也已被用于解析调节产热的脑内机制9,10。
本文提供了一项初步研究，探讨神经激素催产素（Oxt）改变小鼠肌肉产热能力的可能性。与遭遇捕食者威胁类似，同种同性个体之间的社交互动会升高体温，这一现象被称为社交性高热11。鉴于催产素（Oxt）在社交行为中的重要作用12，有研究推测Oxt可能是介导小鼠社交性高热的因素之一。事实上，使用催产素受体拮抗剂可降低小鼠的社交性高热反应11，而缺乏Oxt的小鼠在体温调节的行为和生理方面（包括产热）均表现出缺陷13。由于Harshaw等人（2021年）未发现社交性高热与依赖β3肾上腺素能受体的棕色脂肪组织（BAT）产热之间存在相关证据11，因此有观点认为，社交性高热可能由Oxt诱导的肌肉产热所驱动。
为测量骨骼肌产热，本方案采用在小鼠或大鼠目标肌肉附近植入预编程的IPTT-300温度应答器的方法8,10,14,15。这些应答器是玻璃封装的微型芯片，可通过配套的读取器进行检测。目前极少有研究以这种方式应用该技术，但已有研究指出此类方法所提供的特异性具有重要意义16,17。先前的研究已证实该方法的可靠性，并展示了温度应答器相较于其他测温方法18或结合外科技术（如插管术19）使用的多种应用方式。然而，此类研究依赖于不同的植入策略，用于测量整体体温20,21,22或特定组织（如棕色脂肪组织BAT23,24,25）的温度。
与从这些部位测量温度或使用耳温计或直肠温度计相比26，本文所述方法可特异性地针对目标肌肉进行测量。通过将温度感应芯片直接植入目标肌肉附近，能够更有效地特异性研究肌肉产热。该方法为肌肉温度监测提供了新途径，补充了表面红外热成像27,28或通过热电偶进行皮肤温度测量via的方法29。此外，该方法所提供的数据开辟了多种研究路径，避免了对大型、昂贵且高技术设备及软件（如红外热成像系统30,31,32）的依赖。
该方法已成功用于单侧或双侧股四头肌和腓肠肌的温度测量。该方法还被有效结合于立体定位手术中14,15。在应答器植入肢体约 7–10 cm&#160;范围内，可使用便携式应答器读取器（DAS-8027/DAS-7007R）进行扫描、测量并显示温度。此距离对以往的研究至关重要且具有重要价值8,9,10，因为它最大限度地减少了实验过程中因动物操作等因素带来的潜在应激源及影响温度的变量。通过使用计时器，可在一段时间内记录和收集数据，而无需直接接触动物。
为了进一步减少测试过程中对小鼠的干扰，本方法描述了如何使用PVC管材组装和使用垫高装置，以便实验人员在测试期间能够接触动物居住笼的底部。将垫高装置与数字读取器配合使用，可在放置刺激物后无需任何动物接触即可完成对植入式应答器所在肢体的温度测量。该方法成本低廉，可与药理学和情境刺激相结合，对研究人员而言具有很高的可及性。此外，该方法可同时用于大量实验动物（约16只小鼠或约12只大鼠），有助于节省时间，显著提高研究项目的整体通量。
本方法中介绍了一种&#160;使用不锈钢网茶漏球向小鼠呈递气味的精心设计机制，下文简称 &#34;茶球&#34;尽管这些茶球非常适合容纳任何气味材料，但在这些研究中，使用的是雪貂（小鼠和大鼠的天然捕食者）在笼内作为垫料使用过2至3周的毛巾，将其放入每个处理组的茶球中。每条毛巾被裁剪成5 cm × 5 cm的正方形。同样地，与之完全相同但无气味的对照毛巾也进行相同的分装处理。若不使用屏障（即茶球）直接呈现这些气味，小鼠会在笼内撕碎纤维，导致活动量增加；这种行为在大鼠中并不显著。茶球为毛巾提供了通风的外壳，使动物能够充分接触气味，同时在整个实验过程中保护毛巾不被破坏。这些茶球可根据动物使用规范进行消毒，制备后可直接在手术后引入，使动物在接触对照刺激的同时适应该结构。随后，小鼠可在含有额外环境丰富化材料的条件下生活，从而降低急性刺激呈现时的显著性。
对茶包存在的适应仅仅是本方法中关键适应过程的一个方面。所描述的适应方案还包括反复暴露于测试程序中，以使测试环境标准化（即人员、运输和移动至测试地点、刺激暴露）。这种延长的适应过程可最大限度地减少动物的细微反应，并将测量重点集中在目标因变量上（如药理学或情境性刺激）。此前对该方案的评估已确定，在大鼠的笼内进行温度测试前，至少需要完成四次适应试验8。如果测试间隔时间较长（超过2-3周），动物必须重新进行适应。对于重复适应，至少进行一到两次试验即已足够。然而，若温度测试之间相隔更长时间，则可能需要重复更多次试验。
为了持续使小鼠和大鼠适应测试程序，每次实验试验均应包含在刺激呈现前的适应期。该适应时间对于动物转移至测试环境后体温和活动水平的重新平衡至关重要。啮齿类动物在转移过程中常出现明显的体温升高。适应期应至少为1小时，在给药或施加情境刺激之前，实验人员在测试当天不得与动物接触。每次测试当天均需执行此步骤。
在上述的笼内温度测试中，小鼠可在其居住笼内自由活动以响应测试刺激。这可能导致活动水平出现波动，从而影响温度读数的准确性，进而影响对自变量（如药物或情境刺激）产热效应的分析。鉴于活动水平可能引起温度变化，下文提供了一项在跑台行走过程中测量温度的实验方案。已有文献报道该方法在大鼠中成功应用，目前也正用于小鼠8,10,14,15。跑台行走可使受试动物保持恒定的活动速度。在本研究中，跑台仅用于控制动物的活动水平，因此设定为跑台可提供的最低速度，以促使小鼠行走，大鼠则采用类似较低的速度设置。
以下方案概述了小鼠单侧腓肠肌温度测量及捕食者气味呈现的操作流程。该设计可与药理学试剂联合使用，并可推广至大鼠及其他小鼠骨骼肌群（如股四头肌）。对于大鼠，可将遥测探针植入双侧腓肠肌及棕色脂肪组织。由于尺寸和距离限制，每只小鼠仅能使用一个遥测探针。通过进行少量修改（例如去除情境刺激），可用于评估对药理学试剂的产热反应。

<table><tbody><tr><td>1012M-2 小鼠模块化封闭式代谢跑步机，2 跑道，带电击功能</td><td>Columbus Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1012R-2 大鼠模块化封闭式代谢跑步机，2 跑道，带电击功能</td><td>Columbus Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1-1/4 英寸棘轮式 PVC 剪刀</td><td>BrassCraft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 mL 注射器</td><td>Fisher Scientific</td><td>BD 309659</td><td></td></tr><tr><td>碘伏棉签</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-898-945</td><td></td></tr><tr><td>增压线圈</td><td>BioMedic Data Systems</td><td></td><td>应答器配件</td></tr><tr><td>电动剪毛器</td><td>Andis</td><td></td><td>40 Ultraedge 剪毛刀头</td></tr><tr><td>柔性镜面片</td><td>Amazon</td><td></td><td>自粘式非玻璃镜面瓷砖</td></tr><tr><td>镊子</td><td>Fisher Scientific</td><td>89259-940</td><td></td></tr><tr><td>加热垫</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>诱导室（异氟烷）</td><td>Kent Scientific</td><td>VetFlo-0730</td><td>3.0 L 低成本传统蒸发器用诱导室</td></tr><tr><td>酮洛芬</td><td>Med-Vet Intl.</td><td>RXKETO-50</td><td></td></tr><tr><td>磁条</td><td>Amazon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>磁铁</td><td>Amazon</td><td></td><td>DIYMAG 40 磅磁性挂钩</td></tr><tr><td>针头</td><td>Med-Vet Intl.</td><td>26400</td><td></td></tr><tr><td>新霉素/多粘菌素/杆菌肽与氢化可的松眼膏，3.5 g</td><td>Med-Vet Intl.</td><td>RXNPB-HC</td><td></td></tr><tr><td>Oasis 可吸收缝合线</td><td>Med-Vet Intl.</td><td>MV-H821-V</td><td></td></tr><tr><td>捕食者（雪貂）气味毛巾</td><td>Marshall BioResources</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PVC 管</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Reflex 伤口夹去除器</td><td>CellPoint Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Reflex 伤口夹，7 mm（小鼠）</td><td>CellPoint Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Reflex 伤口夹，9 mm（大鼠）</td><td>CellPoint Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterile Autoclip，7 mm（小鼠）</td><td>CellPoint Scientific</td><td></td><td>伤口夹施加器（小鼠）</td></tr><tr><td>不锈钢滤网 调味料间隔 茶叶过滤器</td><td>Amazon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterile Autoclip，9 mm（大鼠）</td><td>CellPoint Scientific</td><td></td><td>伤口夹施加器（大鼠）</td></tr><tr><td>无菌生理盐水</td><td>Med-Vet Intl.</td><td>RX0.9NACL-10</td><td></td></tr><tr><td>手术剪</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-951-5</td><td></td></tr><tr><td>手术巾</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>毛巾（对照/适应性）</td><td>Amazon</td><td></td><td>100% 纯棉毛巾，白色</td></tr><tr><td>应答器</td><td>BioMedic Data Systems</td><td></td><td>型号：IPTT-300</td></tr><tr><td>应答器读取器</td><td>BioMedic Data Systems</td><td></td><td>型号：DAS-8027-IUS / DAS-7007R</td></tr><tr><td>Versaclean</td><td>Fisher Scientific</td><td>18-200-700</td><td>液体洗涤剂</td></tr><tr><td>Webcol 酒精消毒片</td><td>Covidien</td><td>22-246-073&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>PVC 管楔形部件</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

测量小鼠和大鼠骨骼肌产热

Measuring Skeletal Muscle Thermogenesis in Mice and Rats

骨骼肌产热为深入理解代谢稳态及能量消耗机制提供了潜在途径。然而，目前尚缺乏足够证据将产热的神经、肌细胞及分子机制与骨骼肌温度的可测变化直接关联。本文介绍了一种利用温度感应芯片获取小鼠和大鼠骨骼肌温度直接测量值的方法。
将远程应答器通过手术植入小鼠和大鼠的肌肉内，并给予动物充分的恢复时间。随后必须反复使小鼠和大鼠适应测试环境和操作流程。在动物的饲养笼内，检测其对药物或环境刺激所引起的肌肉温度变化。此外，也可在规定的身体活动期间（例如以恒定速度在跑步机上行走）测量肌肉温度，以排除活动变化对这些刺激所诱导的肌肉温度改变的影响。
该方法已成功用于阐明大脑、交感神经系统和骨骼肌水平上肌肉产热调控的机制。本文通过使用捕食者气味（PO；雪貂气味）作为情境刺激，以及催产素（Oxt）注射作为药理学刺激，展示了该方法的成功应用：其中捕食者气味可诱导肌肉产热，而Oxt则抑制肌肉温度。因此，这些数据集展示了该方法在检测肌肉温度快速变化方面的有效性。

将发射器单侧植入10只4至6月龄的野生型（WT）小鼠的右腓肠肌中，这些小鼠来源于SF1-Cre品系（Tg(Nr5a1-cre)7Lowl/J，品系编号#0124262，背景为C57BL/6J和FVB；雌性N = 5；雄性N = 5）。术后恢复后，让小鼠适应一种不包含情境刺激（例如PO）的家笼温度检测程序。使用发射器读取仪在饲养房间内以及转移至测试地点后记录温度数据。小鼠在测试房间和测试位置给予1–2小时的适应时间。适应期结束后，对每只小鼠记录基线温度及随后1小时内的连续温度测量值。该程序共重复进行四次。
总体而言，未观察到性别差异。小鼠被移至测试房间后，肌肉温度显著升高，但在测试环境中停留60分钟后，温度在基线测量时已下降至基线水平。第4次试验的合并性别分析显示，“移动前”与“基线”温度测量值之间无显著差异（双尾配对t检验，p &#62; 0.10），表明1小时的适应测试环境是有效的。此外，基线与60分钟时的温度统计学比较显示温度显著下降（双尾配对t检验，p &#60; 0.01），证明小鼠在测量过程中逐渐适应了实验人员的活动。然而，雌性小鼠（而...

小鼠和大鼠通过手术植入远程温度传感器，随后适应测试环境和测试程序。在饲养笼内或规定体力活动（例如，以恒定速度在跑步机上行走）期间，测量其肌肉温度对药理学或环境刺激的响应变化。

骨骼肌产热为深入理解代谢稳态及能量消耗机制提供了潜在途径。

该方案具有重要意义，因为它提供了一种直接且经济有效的方法来测量骨骼肌温度。此外，该方法可用于多种实验场景，并可在药理学试剂刺激下进行。该技术的主要优势在于可同时检测的动物数量较多。本文所述的最小化动物干扰方法，避免了使用红外热成像等高科技手段的需要。在动物处于笼内或跑台上运动时，个体可能难以准确测量其体温。这一问题可通过在适应性训练期间练习测温技术加以缓解。首先，将随附的应答器置于戴手套的双手之间加热，并在操作应答器时确保保持无菌状态。使用温度扫描仪测量温度，并检查应答器是否能够读取温度变化。按照文稿中所述方法麻醉小鼠后，使用手术剪在小鼠右后肢皮肤上做一个浅切口。将已预编程且未加帽的无菌应答器的锋利边缘插入切口，方向与腓肠肌平行。确保绿色推杆朝上并可见。继续将应答器植入器推入切口，直至应答器植入器的开口完全不可见为止。将点样器旋转180度，使绿色推杆朝下对准小鼠的肢体，此时操作者不再能看到绿色推杆。将应答器点样器放置于腓肠肌附近或部分插入腓肠肌后，推动绿色推杆，利用点样器的压力引导操作者的手远离小鼠。使用镊子将切开的皮肤夹合在一起。使用无菌自动伤口夹放置伤口夹，必要时进行弯曲。在使用无菌自动伤口夹前，先用可吸收缝线缝合筋膜层。使用芯片阅读器检测小鼠肌肉的温度。将小鼠从麻醉状态移出后，将其放入一个干净的饲养笼中，笼子置于加热垫上，并确保饲养笼内包含一个装有无味毛巾的茶球，以开始适应过程。在测试室内为垫高装置指定固定位置，为避免混杂因素，应将接受不同情境刺激的垫高装置之间至少间隔两米。使用磁条将手术单固定在垫高装置周围，形成视觉屏障，以减少由于实验人员移动引起的小鼠活动所导致的温度波动。用对照和捕食者气味毛巾制备茶球。将动物转移至准备好的测试房间。将动物放置在垫台上预先指定的位置，并避免在适应和测试过程中改变垫台的位置。将小鼠饲养笼中的啃咬球移除。用布料或手术单覆盖笼子，并让小鼠在测试环境中适应一到两个小时。适应结束后，使用扫描仪测量并记录受试小鼠的基础体温。打开笼子，将茶球放在饲养笼底部。盖上笼盖并重新覆盖布料。启动秒表，按照茶球放置的相同顺序测量受试动物的体温。记录各预定时间点的温度和测量时的时钟时间。准备 treadmill 用于测试，确保 shocker 功能正常。确保动物在适应和测试过程中使用同一台 treadmill。将小鼠移至测试房间，使其在其饲养笼内适应环境一到两个小时。在将小鼠移至跑台之前，测量并记录其基础体温。为便于放置和取出，可将对照或捕食者气味毛巾粘附在跑台顶部或前端下方。将小鼠放入指定的跑步机中。启动跑步机传送带和电击装置，开始计时器，并按照小鼠在跑步机上设置的相同顺序对测试对象进行测量。根据预定的时间点，记录测量时的温度和时钟时间。测试完成后，关闭电击装置和跑步机，将小鼠放回其饲养笼中。使用液体洗涤剂和水清洁跑步机，并清除任何残留的捕

measuring-skeletal-muscle-thermogenesis-in-mice-and-rats

Research

科研

JoVE Journal

Behavior

行为

测量小鼠和大鼠的骨骼肌产热

本文描述了一种对小鼠棕色脂肪组织（BAT）进行功能成像的方法，该方法采用标准化的微型PET/CT方案，无创地评估寒冷刺激下BAT对18F-氟代脱氧葡萄糖（FDG）的摄取。该方法具有良好的稳健性和灵敏度，可检测小鼠模型中BAT活性的差异。...

小鼠棕色脂肪功能成像的18F-FDG 微型PET/CT研究

本方案描述了使用体成分分析仪和代谢动物监测系统来表征小鼠体成分及代谢参数的方法。以高脂饮食诱导的肥胖模型为例，展示了这些技术的应用。...

高脂饮食小鼠的身体成分与代谢笼分析

本文介绍一种利用红外温度计精确测量被动性全身过敏反应（PSA）和食物过敏小鼠模型体温差异的新方法。该方法已在先前的PSA实验结果中被准确重复。...

利用红外体温计测量小鼠在被动全身过敏反应和食物过敏评估期间的体温

肌肉葡萄糖摄取的完整调控对维持机体葡萄糖稳态至关重要。本方案介绍了在分离并孵育的成熟骨骼肌中，评估胰岛素和收缩刺激的葡萄糖摄取方法，用于阐明各种生理干预对机体葡萄糖代谢的影响。...

小鼠分离并孵育的成熟骨骼肌中胰岛素和收缩刺激的葡萄糖摄取测定

利用微型PET/MR成像方法对小鼠产热性脂肪组织库进行功能成像与定量分析。...

使用[18F]FDG微正电子发射断层扫描/磁共振成像对小鼠棕色和米色脂肪组织进行可视化与定量分析

本文描述了一种用于测量肥胖小鼠产热性脂肪细胞基础代谢率和氧化能力的实验方案。...

测定肥胖小鼠的基础能量消耗及产热型脂肪细胞的能量消耗能力

本文介绍了一种用于量化棕色脂肪组织（BAT）活性对人类代谢生理学意义的实验方案。该方法通过结合碳水化合物负荷、间接热量测定法以及锁骨上区域温度变化的测量来实现。这种新颖的方法有助于开发针对人类棕色脂肪组织产热作用的药物靶点。...

结合间接热量测定法、红外热成像和血糖水平检测来测量人体棕色脂肪组织产热活性

本文介绍了一种用于测量人类和实验动物餐后棕色脂肪组织活性的实验方案。...

红外热成像技术用于检测棕色脂肪组织活性变化

本方案概述了在小鼠模型中利用气相色谱-质谱法（GC-MS）进行棕色脂肪组织优化的动静脉代谢组学研究的相关方法。这些方法有助于获取关于棕色脂肪组织介导的代谢物交换在整体机体水平上的宝贵信息。...

动静脉代谢组学用于测量棕色脂肪组织中的体内代谢物交换

本文介绍了一种用于测定人或小鼠骨骼肌新鲜通透化肌纤维中线粒体氧化磷酸化水平的综合性方法。该方法能够在保持线粒体网络结构和膜完整性的前提下，实时定量检测线粒体呼吸，并评估底物偏好性与代谢灵活性。...

通过高分辨率呼吸测定法测量人和小鼠骨骼肌纤维的线粒体呼吸

学习使用远程温度传感器测量小鼠和大鼠骨骼肌温度的方法。该技术可在最小干扰动物的情况下评估药物刺激对肌肉产热的影响，支持多只动物同时测试，提高实验效率。

测量小鼠和大鼠骨骼肌产热

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