Name: 口腔插管和通气肺缺血再灌注手术小鼠模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 7 s
Description: 学习通气肺缺血再灌注手术技术，用于研究小鼠肺移植、肺栓塞及创伤后肺损伤的病理生理机制。该模型可维持完整循环系统，支持长期观察，为探索肺内无菌炎症调控提供可靠平台。

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本工作由加利福尼亚大学旧金山分校和旧金山综合医院麻醉与围术期护理系的部门支持，以及美国国立卫生研究院R01基金（授予AP）资助：1R01HL146753。

以下所述的所有操作步骤均已获得加州大学旧金山分校机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。可使用任何小鼠品系，但某些品系相较于其他品系具有更强的肺缺血-再灌注（IR）炎症反应12。约12至15周龄（30–40 g）或更年长的小鼠相较于年轻小鼠更能耐受肺IR手术并具有更高的存活率。雄性和雌性小鼠均可用于此类手术。
1. 小鼠插管操作方案
<ol>
	<li>麻醉与插管准备
	<ol>
		<li>用乙醇棉片擦拭小鼠腹部。通过腹腔注射三溴乙醇（250–400 mg/kg）对小鼠进行麻醉。通过检查足底回缩反射是否消失来评估麻醉深度。现在或稍后（步骤 2.1.4）涂抹眼用润滑软膏。 
		注意：在此操作中，三溴乙醇（以及依托咪酯作为替代选项）可提供稳定的麻醉平面，且不会影响本手术所需的血流动力学状态。该麻醉剂仅使用一次，以避免腹腔粘连的风险。异氟烷也可使用，但本实验中未采用。操作者可根据需要选择合适的麻醉方案。</li>
		<li>将麻醉后的小鼠仰卧位放置于插管架或塑料支撑物上，通过上切牙悬挂于两个固定锚点之间的环形4-0缝线（丝线或其他材质）上。</li>
		<li>为在插管过程中保持小鼠固定，用胶带轻轻固定胸部下部（或双上肢）于平台之上。</li>
		<li>将光纤柔性光源轻柔地置于小鼠气管处，位置略低于声门。调节光照强度，使得观察小鼠口咽部时仅见暗视野，唯见红光自声门下方透出，此即气管插管目标位置的指示。注意：声门的开闭运动应肉眼可见，必要时可在放大条件下观察。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>插管操作
	<ol>
		<li>用惯用手持镊子，轻柔夹住并拉出口腔内的舌头。</li>
		<li>用非惯用手持镊子打开下颌，随后将镊子推入喉部，轻抬会厌。此时松开镊子上的舌头。</li>
		<li>寻找声门。声门应随每次呼吸开闭。手持已预装导丝的套管针，将导丝尖端经声门插入。</li>
		<li>小心固定导丝，握持部位应位于套管针外但接近声门上方，避免移动导丝，随后撤出套管针，仅保留导丝原位，其远端位于气管内。</li>
		<li>此时再次观察声门，确认导丝远端仍穿过透光的声门进入气管，而非误入无光照的食管。</li>
		<li>用左手持弯头镊子夹住口外的导丝，并将其稳定于硬质表面，随后沿导丝小心推进带翼胶带的20G导管。</li>
		<li>当导丝远端从20G导管或气管插管尾端露出时，用弯头镊子夹住该端，平稳地将20G导管推进气管内。</li>
		<li>用弯头镊子小心从20G导管远端取出导丝，注意避免移位导管位置。</li>
		<li>在固定导管前，短暂连接导管至呼吸机以确认其正确位于气管而非食管。通过观察是否出现呼吸机驱动的双侧胸壁运动以及胃部无膨胀现象，确认导管位于气管内。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>插管后处理
	<ol>
		<li>将导管与呼吸机断开。使用4-0薇乔缝线穿过小鼠下唇固定导管附带的胶带翼，以在后续所有操作/处理过程中牢固固定气管插管（ETT）。 
		注意：也可使用丝线胶带或其他胶带固定ETT，但在将动物从插管板转移至手术台面时，需注意避免ETT移位。</li>
		<li>小心将小鼠从插管板上取下。短暂连接导管至呼吸机，设置潮气量为0.2–0.225 mL，呼吸频率为120–150次/分钟，以确认口-气管导管位置正确，随后断开连接，使小鼠通过口-气管导管自主呼吸。</li>
		<li>自此之后，不得让动物无人看护，直至其恢复足够意识，能够在操作结束时维持胸卧位。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 肺缺血再灌注（IR）手术方案
<ol>
	<li>镇痛与手术部位准备
	<ol>
		<li>用乙醇棉片擦拭小鼠腹部，并腹腔注射布托啡诺（0.05–0.1 mg/kg）。</li>
		<li>剃除左侧胸区至左侧肩胛骨区域的毛发。使用酒精棉片清除多余的剃除毛发。 
		注意：如果担心使用丝线胶带固定气管插管（ETT）时发生移位，步骤 2.1.1 和 2.1.2 也可在插管前进行。</li>
		<li>将小鼠置于加热垫上，呈左侧卧位或3/4侧卧位，连接气管插管与呼吸机，潮气量为0.2–0.225 mL（约8 mg/kg），呼吸频率为120–150次/分钟。此操作过程中无需使用辅助氧气。</li>
		<li>使用无菌棉签涂抹眼润滑剂。将小鼠置于左侧3/4仰卧位，并用实验室胶带固定四肢和尾巴。</li>
		<li>用聚维酮碘消毒剃毛的皮肤区域及周围毛发，并等待溶液晾干。随后用无菌手术巾或透明塑料薄膜覆盖手术区域，并在手术巾或塑料薄膜上剪出一个矩形开口，暴露手术部位。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>手术操作步骤
	<ol>
		<li>通过脚趾夹捏测试确认麻醉深度（此前已描述过三溴乙醇和丁丙诺啡的给药方案）。</li>
		<li>使用一把锋利的剪刀和一把较大的镊子（窄型镊子或类似工具），在左侧胸侧区肩胛下角下方做一条长约2 cm的横向皮肤切口。然后使用剪刀和一把更精细的镊子（超细格拉夫镊子或类似工具）切开肌层，并逐层分离至肋骨。</li>
		<li>确定第二肋间隙，用超细镊子夹住第二肋骨。将肋骨向上提起，使用无菌的#11或#12（弯型）手术刀片（无需刀柄），通过分离并横切第二肋间组织进入胸膜腔。nd-3rd 胸腔的肋间肌。考虑暂停通气以减少对左肺尖的损伤。</li>
		<li>插入三把已灭菌的拉钩。将最小/最窄的拉钩置于头侧，沿肋骨走向放置，中等大小的拉钩置于左侧，沿第2肋间隙方向放置nd 肋骨，以及最大的牵开器沿第3肋骨表面向右放置rd 肋</li>
		<li>使用弹性牵开绳缓慢且逐步地牵拉，打开胸腔。用无菌棉签将左肺尖推开，暴露并辨认左肺动脉（PA）。</li>
		<li>用右手持显微镊或超细镊，左手持肺动脉或血管扩张镊，轻柔地暴露并建立可同时看到左侧肺动脉和支气管的术野。</li>
		<li>使用PA镊子夹住左侧肺动脉，轻柔但稳固地向上及向头侧牵拉，以显露下方透明的支气管。此时在解剖显微镜下将放大倍数调至最大（2倍）（详见设备清单）。 
		注意：&#160;使用前对所有设备进行灭菌。此外，为维持无菌状态，仅允许手术器械的尖端进入无菌手术区域。</li>
		<li>在将肺动脉（PA）从支气管撤回时，小心地将闭合的超细镊子穿过左侧肺动脉与支气管之间的间隙。然后，使用该镊子夹住并牵引一根7-0或8-0 Prolene缝线，使其通过左侧肺动脉（上方）与支气管（下方）之间的间隙。</li>
		<li>用套结结扎左侧肺动脉（PA）以形成阻塞。在显微镜下可清晰观察到血流中断，标志着缺血期的开始。</li>
		<li>使用24G-28G针头，将结的自由端从左侧前胸壁的另一穿刺点引出，并用一小段胶带固定缝线末端，以便后续更容易识别。</li>
		<li>使用啮齿类动物呼吸机上的呼气末正压（PEEP）阀/管路重新充气肺部，尽可能排出胸腔内的空气。然后用两条间断的4-0尼龙缝线关闭肋骨。</li>
		<li>用4-0尼龙线连续缝合肌肉层和皮下层。然后在切口处滴加两到三滴局部布比卡因（0.5%）。使用4-0尼龙线连续缝合皮肤层。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>术后护理
	<ol>
		<li>当自主呼吸恢复后，将气管插管与呼吸机断开，并拔除小鼠的气管插管。</li>
		<li>将小鼠置于加热垫上，以在麻醉后早期恢复期间维持其体温。</li>
		<li>在小鼠从全身麻醉中恢复期间需密切监测。在缺血期结束时（30 分钟或 1 小时），轻轻牵拉外置的活结。</li>
		<li>当小鼠表现出恢复迹象（如自主翻身和/或活动）后，将其从加热垫转移至笼中。</li>
		<li>再灌注1小时或3小时后，处死动物，通过心脏穿刺采集血液，并取肺组织用于进一步分析。对于1小时再灌注组，采集血浆用于ELISA检测，采集组织用于RNA和蛋白质分析；对于3小时再灌注组， additionally collect tissue for histology。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Processes+of+sterile+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Processes of sterile inflammation.</a> Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).</li>
<li>Fiser, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+transplant+reperfusion+injury+involves+pulmonary+macrophages+and+circulating+leukocytes+in+a+biphasic+response%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).</li>
<li>Lama, V. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+lung+transplant+research%3A+A+consensus+statement+from+the+National+Heart%2C+Lung%2C+and+Blood+Institute+workshop%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop.</a> JCI Insight. 2 (9), 93121(2017).</li>
<li>Miao, R., Liu, J., Wang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+mouse+pulmonary+embolism+models%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Discovery+Today%3A+Disease+Models%22%5BJournal%5D)">Overview of mouse pulmonary embolism models.</a> Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).</li>
<li>Mira, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+injury+model+of+polytrauma+and+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Mouse injury model of polytrauma and shock.</a> Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).</li>
<li>Krupnick, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+mouse+lung+transplantation+as+experimental+methodology+to+study+transplant+and+tumor+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology.</a> Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).</li>
<li>Gielis, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+lung+ischemia+and+reperfusion+injury%3A+Tricks+of+the+trade%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade.</a> The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).</li>
<li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ex+vivo+lung+perfusion+as+a+platform+for+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research.</a> World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).</li>
<li>Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+ischemia+and+reperfusion+without+airway+occlusion+on+vascular+barrier+function+in+the+in+vivo+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung.</a> Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).</li>
<li>Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intubation-mediated+intratracheal+%28IMIT%29+instillation%3A+a+noninvasive%2C+lung-specific+delivery+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52261(2014).</li>
<li>Rayamajhi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-surgical+intratracheal+instillation+of+mice+with+analysis+of+lungs+and+lung+draining+lymph+nodes+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry.</a> Journal of Visualized Experiments. (51), e2702(2011).</li>
<li>Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain-specific+differences+in+sensitivity+to+ischemia-reperfusion+lung+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).</li>
<li>Prakash, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+ischemia+reperfusion+%28IR%29+is+a+sterile+inflammatory+process+influenced+by+commensal+microbiota+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice.</a> Shock. 44 (3), 272-279 (2015).</li>
<li>Prakash, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alveolar+macrophages+and+toll-like+receptor+4+mediate+ventilated+lung+ischemia+reperfusion+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice.</a> Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).</li>
<li>Dodd-o, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+natriuretic+peptide+receptor-A+signaling+in+unilateral+lung+ischemia-reperfusion+injury+in+the+intact+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).</li>
<li>Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ferroptosis+mediates+inflammation+in+lung+ischemia-reperfusion+%28IR%29+sterile+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Respiratory+and+Critical+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice.</a> American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).</li>
<li>Tian, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NLRP3+inflammasome+mediates+dormant+neutrophil+recruitment+following+sterile+lung+injury+and+protects+against+subsequent+bacterial+pneumonia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice.</a> Frontiers in Immunology. 8, 1337(2017).</li>
<li>Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+gut+microbiome-derived+propionate+levels+are+associated+with+reduced+sterile+lung+inflammation+and+bacterial+immunity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice.</a> Frontiers in Microbiology. 10, 159(2019).</li>
<li>Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+immune+tone+via+gut-lung+axis%3A+Gut-derived+LPS+and+short-chain+fatty+acids%27+immunometabolic+regulation+of+lung+IL-1%CE%B2%2C+FFAR2%2C+and+FFAR3+expression%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).</li>
<li>Dodd-o, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactive+effects+of+mechanical+ventilation+and+kidney+health+on+lung+function+in+an+in+vivo+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model.</a> American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).</li>
</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

本文详细描述了执行Dodd-o等人开发的通气肺缺血再灌注模型的各项步骤。9该模型有助于单独识别参与肺缺血-再灌注损伤中炎症发生与消退的分子通路14,15,16,17，肺部缺血再灌注损伤合并共存感染18，以及肺部缺血再灌注损伤与肠-肺轴及肠道微生物组作用的关系13,18,19尽管在技术上更具挑战性，但当前模型能够在不受到循环性肺膨胀中断和缺氧因素干扰的情况下评估肺缺血再灌注损伤。此外，与传统方法不同，该模型还缩短了机械通气暴露的时间。 离体 灌注模型，其本身可导致肺损伤<sup class...

缺血再灌注（IR）损伤可能在器官或组织血流中断一段时间后恢复供血时发生。在肺部，缺血再灌注可单独发生，也可与其他损伤性过程共同发生，例如感染、缺氧、肺不张、容积伤（机械通气时潮气量过高）、气压伤（机械通气时峰压或持续压力过高）或钝性（非穿透性）肺挫伤。1,2,3关于LIRI的机制以及并发过程（如感染）对LIRI结局的影响，目前仍存在若干知识空白，且LIRI的治疗选择也十分有限。 体内 需要建立单纯的肺缺血再灌注损伤（LIRI）模型，以独立研究肺IR损伤的病理生理机制，并探讨其在肺损伤作为组成部分的多因素致伤过程中的作用。
小鼠肺缺血再灌注模型可用于研究包括肺移植在内的多种过程的肺部特异性病理生理机制3肺栓塞4以及复苏后出血性创伤所致的肺损伤5目前使用的小鼠模型包括手术肺移植6，肺门阻断7, 离体 肺灌注8，以及通气肺IR9. 本文提供了一种用于无菌性肺损伤的鼠类通气肺缺血-再灌注（IR）模型的详细实验方案。该方法具有多种优势（图2），包括其诱导的缺氧和肺不张程度极轻，且属于可存活手术模型，可用于长期研究。
选择该LIRI模型而非其他模型（如门控夹闭和ex vivo灌注模型）的原因如下：该模型可最大程度减少肺不张、机械通气和缺氧所引起的炎症反应；保留了周期性通气；维持了完整的in vivo循环免疫系统，使其能够对缺血-再灌注（IR）损伤产生反应；最后，作为一种可存活的手术模型，它允许对继发性损伤生成机制（双打击模型）及损伤修复过程进行长期分析。总体而言，我们认为这种通气状态下的肺缺血-再灌注模型提供了可在实验条件下研究的&#34;最纯粹&#34;形式的IR损伤。
已有其他文献描述了通过小鼠经口气管插管进行气管内注射或滴注的方法10,11，但未将其作为存活手术的起始步骤，而本模型正是以此为基础。放置经口气管导管可使手术侧肺塌陷，从而实现肺部手术操作。此外，在手术结束时可通过该导管重新膨胀肺组织，这对于气胸的处理以及确保小鼠术后恢复自主呼吸至关重要。最后，移除已固定的经口气管导管操作简便，与侵入性气管切开术不同，该方法适用于存活手术。因此，该技术可用于开展长期研究，以深入理解肺缺血-再灌注损伤（LIRI）及其相关疾病的发生发展与恢复过程，并可用于构建慢性肺损伤模型。

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;设备&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>光纤导光管</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-41720-65</td><td>光纤导光管</td></tr><tr><td>光纤光源</td><td>AmScope</td><td>SKU: CL-HL250-B</td><td>光纤灯的光源</td></tr><tr><td>Germinator 500</td><td>Cell Point Scientific, Inc.</td><td>No.5-1450</td><td>珠式灭菌器</td></tr><tr><td>加热垫</td><td>AIMS</td><td>14-370-223</td><td>替代选项</td></tr><tr><td>锂离子宠物修剪套装（毛发剪）</td><td>WAHL 家用产品</td><td>SKU 09854-600B</td><td>用于去除手术部位的小鼠毛发</td></tr><tr><td>显微镜</td><td>Nikon</td><td>SMZ-10</td><td>公司网站提供其他更新的选项</td></tr><tr><td>MiniVent 呼吸机</td><td>Havard Apparatus</td><td>Model 845</td><td>小鼠呼吸机</td></tr><tr><td>超声波清洗机</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-08895-05</td><td>清洗手术中使用过的工具</td></tr><tr><td>保温垫</td><td>Kent Scientific</td><td>RT-0501</td><td>用于在小鼠术后恢复期间保持其体温</td></tr><tr><td>电子天平</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-11003-41</td><td>电子天平</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;手术器械&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 丝线缝合线</td><td>Ethicon</td><td>683G</td><td>用于关闭肌肉层</td></tr><tr><td>7-0 Prolene 缝合线</td><td>Ethicon Industry</td><td>EP8734H</td><td>用于制作左肺动脉的滑结</td></tr><tr><td>Bard-Parker (11) 手术刀（带肋碳素钢手术刀片，无菌，一次性使用）</td><td>Aspen Surgical</td><td>372611</td><td>用于进入胸腔（选项1）</td></tr><tr><td>Bard-Parker (12) 手术刀</td><td>Aspen Surgical</td><td>372612</td><td>用于进入胸腔（选项2）</td></tr><tr><td>超细 Graefe 镊子</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>用于夹持肌肉/肋骨的镊子</td></tr><tr><td>磁性固定牵开系统</td><td>FST</td><td>1. 底板（编号 18200-03）&lt;br/&gt; 2. 固定器（编号 18200-01）&lt;br/&gt; 3. 牵开器（编号 18200-05 至 18200-12）&lt;br/&gt; 4. 弹性体（编号 18200-07） 5. 牵开器（编号 18200-08）</td><td>小型动物牵开系统</td></tr><tr><td>Monoject 标准皮下注射针头</td><td>COVIDIEN</td><td>05-561-20</td><td>用于腹腔给药</td></tr><tr><td>窄型图案镊子</td><td>FST</td><td>11002-12</td><td>用于皮肤层的镊子</td></tr><tr><td>持针器</td><td>FST</td><td>12565-14</td><td>用于夹持缝合针</td></tr><tr><td>针头</td><td>BD</td><td>305110</td><td>26 号针头，用于引出滑结（24 或 26 号针头均可）</td></tr><tr><td>肺动脉/血管扩张镊子</td><td>FST</td><td>00125-11</td><td>用于夹持肺动脉；无损伤夹持器</td></tr><tr><td>剪刀</td><td>FST</td><td>14060-09</td><td>用于手术中切口及切开肌肉层</td></tr><tr><td>超细 Dumont 微型镊子</td><td>FST</td><td>11295-10（Dumont #5 镊子，生物尖端，尖端尺寸：0.05×0.02 mm，11 cm）</td><td>用于穿过左肺动脉与支气管之间的间隙</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;试剂&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.25% 布比卡因</td><td>Hospira, Inc.</td><td>0409-1159-02</td><td>手术切口闭合期间使用的局部镇痛剂</td></tr><tr><td>Avertin（2,2,2-三溴乙醇）</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T48402-25G</td><td>麻醉剂，用于小鼠缺血再灌注（IR）手术的麻醉，IR 手术中使用的浓度为 250–400 mg/kg</td></tr><tr><td>丁丙诺啡</td><td>Covetrus North America</td><td>59122</td><td>镇痛剂：手术中使用浓度为 0.05–0.1 mg/kg</td></tr><tr><td>眼用润滑剂</td><td>BAUSCH+LOMB</td><td>Soothe 润滑眼膏</td><td>缓解眼部干燥</td></tr><tr><td>10% 聚维酮碘溶液</td><td>MEDLINE INDUSTRIES INC</td><td>SKU MDS093944H（2 FL OZ，外用抗菌剂）</td><td>手术开始时作为有效的急救抗菌液使用</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;材料&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>酒精棉片</td><td>BD 品牌</td><td>&amp;nbsp;BD 326895</td><td>用于注射和手术区域的消毒</td></tr><tr><td>塑料薄膜</td><td>KIRKLAND</td><td>Stretch-Tite premium</td><td>覆盖无菌手术区域的替代材料（更具成本效益）</td></tr><tr><td>啮齿类动物手术巾</td><td>Stoelting</td><td>50981</td><td>用于手术区域的无菌铺巾或覆盖物</td></tr><tr><td>无菌棉签</td><td>Pwi-Wnaps</td><td>703033</td><td>用于涂抹眼用润滑剂</td></tr><tr><td>止血海绵</td><td>Dukal Corporaton</td><td>Reorder # 5360</td><td>用于控制皮肤/肌肉出血</td></tr></tbody></table>

一种经口插管小鼠模型及通气肺缺血-再灌注手术

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

缺血再灌注（IR）损伤通常由短暂中断血流的过程引起。在肺部，孤立的缺血再灌注允许在持续肺泡通气的条件下对这一特定过程进行实验研究，从而避免了缺氧和肺不张等叠加性损伤过程的干扰。在临床背景下，肺缺血再灌注损伤（也称为肺IRI或LIRI）可由多种过程引发，包括但不限于肺栓塞、复苏后的出血性创伤以及肺移植。目前针对LIRI的有效治疗手段十分有限。本文介绍一种可逆的肺IR外科模型，首先进行经口气管插管，随后实现单侧左肺缺血与再灌注，同时保持肺泡通气或气体交换功能。小鼠接受左侧开胸术，暴露并直视下分离左肺动脉，使用可松解的滑结对其进行压迫。在缺血期间关闭手术切口，并唤醒动物后拔除气管插管。小鼠在自主呼吸状态下，通过松解肺动脉周围的滑结来实现再灌注。这一具有临床相关性的存活模型可用于评估肺IR损伤本身、损伤消退阶段、对肺功能的后续影响，以及结合实验性肺炎的二次打击模型。尽管该模型技术难度较高，但在数周至数月的训练后即可掌握，最终可达到80%–90%的存活率或成功率。

单侧通气无菌肺缺血再灌注（IR）损伤引发的炎症：在缺血1小时后，通过ELISA和qRT-PCR检测发现血清及肺组织中的细胞因子水平升高，于再灌注后1小时达到峰值，并在再灌注后12–24小时内迅速恢复至基线水平13。在再灌注后3小时采集的样本中，我们观察到左肺组织内出现显著的中性粒细胞浸润，且炎症强度与所使用的小鼠品系有关（图1）。值得注意的是，在无共存或继发感染过程的情况下，该炎症会逐渐消退，肺组织在组织病理学上恢复至正常的肺结构，中性粒细胞通过胞葬作用或从受损肺组织中迁移清除，通常在再灌注后12–24小时内完成13。此外，我们在非手术侧右肺也观察到轻度但可检测到的炎症，主要表现为中性粒细胞浸润，我们推测这可能是由于过度灌注损伤所致14。
该肺缺血再灌注模型的组织样本采集方法与其他肺缺血再灌注模型相同：可采集血液用于血浆制备 通过 心脏穿刺或下腔静脉插管；肺组织可...

一种小鼠手术模型，可在维持通气并避免缺氧的情况下建立左肺缺血再灌注（IR）损伤。

缺血再灌注（IR）损伤常由血流短暂中断的过程引起。在肺部，孤立的IR……

通气肺缺血-再灌注手术可用于研究多种病理过程中的肺特异性病理生理学机制，包括肺移植、肺栓塞以及出血性创伤复苏后的肺损伤。该模型可最大程度减少肺不张、机械通气和缺氧所引起的炎症反应干扰，同时保留完整的体内循环免疫系统，适用于长期观察研究。该模型有助于深入了解肺部无菌性炎症的控制与调节机制。显微外科技术首先需要数小时的练习。在开始操作前，仔细的组织和规划至关重要。此外，可以在已处死的小鼠上进行初步练习，以避免心脏活动及其引起的运动带来的干扰。左肺动脉内的血液淤滞使其更易于观察和操作。开始时，将光纤柔性光源轻轻放置在麻醉小鼠的气管上，位置略低于声带下方。调整照明强度，使观察小鼠口咽部时仅可见暗视野，声带下方发出的红光除外。进行插管时，用惯用手持镊子，轻轻夹住并拉出口腔内的舌头。用非惯用手持镊子打开下颌，并将镊子推入喉部以抬起会厌软骨。此时，将镊子从舌头移开。观察声带，它们应随着每次呼吸而开合。手持已预装导丝的套管针，将导丝尖端经声门插入。接下来，小心固定位于套管针外部但接近声门上方的导丝部分，避免移动导丝，随后撤出套管针，仅保留导丝原位，使其远端位于气管内。此时，再次观察声门，确认导丝远端仍穿过透光的声门并进入气管，而非进入无透光的食管。接下来，用左手持弯曲的镊子夹住导丝并将其固定在硬质表面上，使导丝位于口腔外，然后小心地将带有翼状胶带的20号导管沿导丝推进。当导丝的远端从导管或气管插管的后端露出时，用弯曲的镊子夹住该端，并平稳地将导管推进气管内。随后，用弯曲的镊子小心地从导管远端取出导丝，同时确保导管位置不发生移位。接下来，在固定导管前，短暂将其连接至呼吸机，以确认导管已正确插入气管而非食管。通过观察机械通气下双侧胸壁的同步起伏运动以及胃部无膨胀现象，确认导管位于气管内。插管后，将导管连接至呼吸机，设置潮气量为 0.2 至 0.225 毫升，呼吸频率为每分钟 120 至 150 次，以进一步确认经口插管的正确位置。然后断开连接，使小鼠通过经口插管自主呼吸。剃除小鼠左侧胸壁区域至左肩胛骨处的毛发。使用酒精棉片清除多余的剃除毛发，并对术区进行消毒。然后将小鼠置于加热垫上，呈左侧卧位或向左侧转3/4体位。将气管插管连接至呼吸机。在皮肤切口后，于肌层下方插入三把已灭菌的拉钩。接下来，确定第二肋间隙，用超细镊子夹住第二肋。然后将肋骨向上提起，使用无菌的12号弯头手术刀片，分离并切断第二至第三肋间隙的肋间肌，进入胸膜腔。可考虑暂停通气，以减少对左肺尖的损伤。沿肋骨走向，在头侧使用最小、最窄的拉钩，沿第三肋左侧使用中号拉钩，沿第二肋表面右侧使用最大号拉钩。使用弹性牵开器绳缓慢、逐步地牵开胸腔。用无菌棉签或外科纱布垫将左肺尖推开，暴露并辨认左肺动脉（PA）。用右手持显微镊子或超细镊子，左手持肺动脉（PA）或血管扩张镊子，轻柔地暴露并建立一个可同时观察到左侧肺动脉和支气管的术野。使用肺动脉镊子夹住左侧肺动脉，轻柔但稳固地向上及头侧牵拉，以显露其下方透明的支气管。将解剖显微镜的放大倍数调至4倍。在将肺动脉从支气管处轻轻牵开的同时，小心地将闭合的超细镊子穿过左侧肺动脉与支气管之间的间隙。然后使用这些镊子夹住并拉动7-0或8-0 Prolene缝线，穿过左肺动脉上方与支气管下方之间的间隙。接着，用滑结环绕左肺动脉（PA）打结，以在肺动脉内形成阻塞。此时可清晰观察到血流中断，标志着缺血期的开始。使用24至28号针头，将结的游离端从左侧前胸壁的另一穿刺点引出体外，并用一小段胶带固定缝线末端，以便后续更容易识别。接下来，使用啮齿类动物呼吸机上的正压呼气阀或管路，重新充气以尽量排出胸腔内的空气。然后，用两针间断的4-0尼龙缝线关闭肋骨，接着缝合肌肉层和皮肤层，并施用局部麻醉。将小鼠从呼吸机上断开，小心地放置于保温垫上进行术后护理，以在恢复期间维持体温。在移动小鼠过程中，确保外置的滑结得到控制并清晰可见。在缺血期结束时，轻轻牵拉外置的滑结。此处展示了C3H和C57 black six品系野生型小鼠肺组织切片的组织学结果。经过一小时缺血和三小时再灌注后，在两种小鼠品系的左肺组织中均观察到明显的中性粒细胞浸润。然而，C3H品系的炎症程度显著高于C57BL/6小鼠。在左肺动脉与左支气管之间穿引单股缝线时若操作失误，可能导致无法挽回的手术后果，如左肺动脉大出血或左支气管不可逆损伤。这是该操作中技术难度最高的步骤，在初次学习该流程时需要反复练习。在小鼠经历肺缺血-再灌注手术后，于再灌注后约一小时或更短时间内恢复，可在术后3小时或24至48小时后通过气管内滴注活细菌，以模拟继发于缺血-再灌注所致无菌性肺损伤后的感染。在缺血-再灌注后，也可采用类似方法气管内给予其他可调节无菌性炎症的试剂。该技术有助于发现并证实中性粒细胞在应对肺部无菌性损伤和感染时的逐步迁移与活化过程。

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科研

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Immunology and Infection

免疫学与感染

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