Name: 使用微泡从人外周血单核细胞样品中分离、活化和扩增基于浮选的 T 细胞 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-23T14:20:00.000+00:00
Duration: 6 min 37 s
Description: 学习使用微泡浮选技术从人外周血单核细胞中分离、活化和扩增T细胞的方法。该技术通过限制过度刺激来减少T细胞耗竭，提高细胞持久性和治疗效果，为细胞免疫疗法提供了一种高效可行的新方案。

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1. 使用微泡通过阳性选择分离T细胞
注意：本方案详细介绍了使用 SAMBs 进行小规模 CD3+ 阳性筛选的方法。
<ol>
	<li>将3 × 108个 commercially obtained PBMCs 与2.5 mL分离缓冲液及生物素标记的抗CD3（OKT3）抗体混合，抗体终浓度为每百万个细胞25 ng（25 ng/M）。用移液器轻柔吹打混匀，室温孵育10分钟。</li>
	<li>根据生产商提供的SAMB浓度，按0.5（SAMB数量）:1（细胞数量）的比例加入链霉亲和素微泡（SAMBs）。</li>
	<li>使用商用的翻转混合仪（end-over-end, EOE）在室温下以20 rpm转速混合10–15分钟。随后在室温下以400 × g 离心5分钟。</li>
	<li>离心后，被正向选择的细胞将与SAMBs一起位于悬液上层，未被选择的剩余细胞则形成沉淀位于管底。使用9英寸玻璃移液管，将管尖插入气泡-细胞层下方至管底，用电子移液器吸取细胞沉淀及下层液体，并转移至新管中。</li>
</ol>
2. 共刺激（激活）经阳性选择的T细胞
<ol>
	<li>用1 mL完全T细胞培养基（或其他所需培养基）重悬原始管中剩余的气泡-细胞层。</li>
	<li>使用自动细胞计数仪结合明场显微镜对下层液中的细胞进行计数，并从初始细胞数中减去该数值，以确定被捕获在气泡-细胞层中的细胞数量。</li>
	<li>在此步骤之前，将生物素标记的抗CD28抗体与商用SAMBs混合，孵育至少2小时，以制备偶联了抗CD28抗体的SAMBs。请联系SAMBs生产商以确定偶联所需的抗CD28抗体用量。按照1.5（抗CD28 SAMBs）:1（细胞）的比例，将偶联抗CD28的SAMBs加入第2.1步所得的气泡-细胞悬液中。</li>
	<li>使用EOE旋转混匀15分钟，然后根据第2.2步获得的细胞数量，用完全T细胞培养基或其他所需培养基调整总体积至每毫升含200万细胞。</li>
</ol>
3. 在细胞培养基中扩增共刺激细胞
<ol>
	<li>将步骤2.4中活化的细胞以每孔1 mL、浓度为2 M/mL接种至24孔板中。在37 °C、含5% CO2的湿化培养箱中孵育。</li>
	<li>24小时后，根据第0天接种的初始细胞数量计算，加入终浓度为50 U/mL的IL-2和25 ng/mL的可溶性抗CD3抗体（OKT3），以进一步促进细胞扩增。将细胞板放回湿化CO2培养箱中，于37 °C过夜孵育。</li>
</ol>
4. 可选：用慢病毒转导活化的T细胞
注意：此处使用的方法改编自 Prommersberger 等人.10。
<ol>
	<li>将慢病毒在室温下解冻，并用移液器轻轻混匀。</li>
	<li>轻轻吸出上清液，每孔取出 600 µL，注意不要触碰已沉降至孔底的子代细胞，也不要扰动仍停留在溶液表面的气泡层。</li>
	<li>每孔加入 5 µg/mL 的六亚甲基溴化铵以增强病毒转导效率。按感染复数（MOI）为 3（即每个细胞感染 3 个慢病毒颗粒）加入慢病毒颗粒。</li>
	<li>将培养板在 32 °C 条件下，以 800 × g 离心 45 分钟，加速度设为慢速，减速时不用刹车。随后将细胞置于 37 °C、湿润的 CO2 培养箱中孵育 4 小时。</li>
	<li>孵育 4 小时后，每孔加入 600 µL 商品化的新鲜完全 T 细胞培养基和 50 U/mL 的 IL-2，然后将细胞培养板放回 37 °C、湿润的 CO2 培养箱中继续进行 T 细胞扩增。</li>
</ol>
5. T细胞的扩增（可选择是否预先转导）
<ol>
	<li>每2天从中间培养基中移除一半的培养液，更换为新鲜的完全T细胞培养基，并加入白细胞介素-2（IL-2），使其终浓度为50 U/mL。</li>
	<li>每周计数T细胞两次，以评估细胞密度。当细胞密度超过2 × 106–2.5 × 106 个细胞/mL时，将细胞转移至更大的容器中，并稀释至5 × 105 个细胞/mL。</li>
</ol>
6. T细胞的收获与流式细胞术
<ol>
	<li>用移液器轻轻吹打混匀每个孔中的内容物。吸出孔内全部液体，包括微小气泡，并转移至一个1.5 mL离心管中。</li>
	<li>用400 µL无钙无镁的DPBS（−/−）洗涤每个孔，并将洗涤液转移至1.5 mL离心管中。在室温下以400 × g 离心5分钟。</li>
	<li>吸去上清液，将细胞沉淀重悬于50 µL分离缓冲液中。</li>
	<li>加入活化与耗竭抗体/染色混合液，在室温避光孵育10分钟。染色混合液配制如下：活化染色液：AF700-CD3、PE/Dazzle-CD4、PE/Cy7-CD8、BV510-CD25、PE-CD69；耗竭染色液：AF700-CD3、PE/Dazzle-CD4、PE/Cy7-CD8、PE-PD-1。</li>
	<li>加入1 mL分离缓冲液，轻轻混匀。在室温下以400 × g离心5分钟，以去除多余的抗体。彻底吸去上清液。</li>
	<li>将细胞沉淀重悬于1 mL分离缓冲液中，并转移至适当的容器（例如FACS管、96孔板等）进行流式细胞术分析。推荐的流式细胞术分析设门策略详见图1。</li>
</ol>

<ol><li>Albinger, N., Hartmann, J., Ullrich, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+status+and+perspective+of+CAR-T+and+CAR-NK+cell+therapy+trials+in+Germany%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Therapy%22%5BJournal%5D)">Current status and perspective of CAR-T and CAR-NK cell therapy trials in Germany.</a> Gene Therapy. 28 (9), 513-527 (2021).</li>
<li>Tyagarajan, S., Spencer, T., Smith, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+CAR-T+cell+manufacturing+processes+during+pivotal+clinical+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy.+Methods+%26+Clinical+Development%22%5BJournal%5D)">Optimizing CAR-T cell manufacturing processes during pivotal clinical trials.</a> Molecular Therapy. Methods & Clinical Development. 16, 136-144 (2019).</li>
<li>Stock, S., Schmitt, M., Sellner, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+manufacturing+protocols+of+chimeric+antigen+receptor+T+cells+for+improved+anticancer+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Optimizing manufacturing protocols of chimeric antigen receptor T cells for improved anticancer immunotherapy.</a> International Journal of Molecular Sciences. 20 (24), 6223(2019).</li>
<li>Rohaan, M. W., Wilgenhof, S., Haanen, J. B. A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adoptive+cellular+therapies%3A+The+current+landscape%5BTitle%5D)+AND+%22Virchows+Archiv%22%5BJournal%5D)">Adoptive cellular therapies: The current landscape.</a> Virchows Archiv. 474 (4), 449-461 (2019).</li>
<li>Abou-El-Enein, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scalable+manufacturing+of+CAR+T+cells+for+cancer+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Blood+Cancer+Discovery%22%5BJournal%5D)">Scalable manufacturing of CAR T cells for cancer immunotherapy.</a> Blood Cancer Discovery. 2 (5), 408-422 (2021).</li>
<li>Poltorak, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expamers%3A+A+new+technology+to+control+T+cell+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Expamers: A new technology to control T cell activation.</a> Scientific Reports. 10, 17832(2020).</li>
<li>Kagoya, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+stimulation+expands+superior+antitumor+T+cells+for+adoptive+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Transient stimulation expands superior antitumor T cells for adoptive therapy.</a> JCI Insight. 2 (2), 89580(2017).</li>
<li>Snow, T., Roussey, J., Wegner, C., McNaughton, B. Application No. 63/326,446. US Patent. , 63/326,446 (2022).</li>
<li>McNaughton, B., et al. Application No. 16/004,874. US Patent. , 16/004,874 (2018).</li>
<li>Prommersberger, S., Hudecek, M., Nerreter, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibody-based+CAR+T+cells+produced+by+lentiviral+transduction%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Antibody-based CAR T cells produced by lentiviral transduction.</a> Current Protocols in Immunology. 128 (1), 93(2020).</li>
<li>Wijewarnasuriya, D., Bebernitz, C., Lopez, A. V., Rafiq, S., Brentjens, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excessive+costimulation+leads+to+dysfunction+of+adoptively+transferred+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Immunology+Research%22%5BJournal%5D)">Excessive costimulation leads to dysfunction of adoptively transferred T cells.</a> Cancer Immunology Research. 8 (6), 732-742 (2020).</li>
<li>Li, Y., Kurlander, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+anti-CD3+and+anti-CD28-coated+beads+with+soluble+anti-CD3+for+expanding+human+T+cells%3A+Differing+impact+on+CD8+T+cell+phenotype+and+responsiveness+to+restimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Comparison of anti-CD3 and anti-CD28-coated beads with soluble anti-CD3 for expanding human T cells: Differing impact on CD8 T cell phenotype and responsiveness to restimulation.</a> Journal of Translational Medicine. 8, 104(2010).</li>
</ol>

所有作者在提交时均为 Akadeum Life Sciences 的员工，该公司生产并销售微泡分离产品。

本方案描述了从外周血单个核细胞（PBMC）样本中分离T细胞，并利用微泡在培养基中激活悬浮T细胞的方法。该方法依赖于经过功能化的微泡，其固有的浮力可为细胞提供共刺激信号，在细胞悬浮于培养基中时实现激活，从而减少扩增中的细胞受到持续刺激的时间；过度刺激可能导致T细胞耗竭标志物表达升高，降低其治疗效果11。被激活的T细胞会附着在功能化微泡上并随其上浮，产生的未直接受刺激的子代细胞则沉降至细胞培养板底部进行扩增，使其在远离浮力驱动的刺激因子的环境中经历一段生长时期。已有文献详细指出，将分离的T细胞长时间暴露于刺激因子（如基于磁珠的方法）12，可能对细胞扩增能力及治疗效能产生不利影响6,7,11。
由于本报告的实验方案依赖于对 CD3+ 细胞的阳性筛选，在该方案的分离阶段，必须小心且彻底地移...

目前全球正在进行超过500项嵌合抗原受体（CAR）-T细胞疗法的临床试验，已有四种CAR-T细胞治疗产品上市1。然而，为了提高这些具有潜在治愈性疗法的有效性、可扩展性和长期成功率，CAR-T细胞研究与生产方面仍存在诸多需求亟待解决2,3,4,5。过继性CAR-T细胞临床研究与生产始于从外周血样本中分离T细胞，随后对分离的细胞进行刺激、转导和扩增。在选择用于CAR-T细胞研究与生产的细胞分离和刺激技术时，必须仔细考虑T细胞回收率、纯度以及激活/耗竭信号等参数3,4,6。尤为重要的是，需要通过减少现有生产工艺所导致的生物学障碍（例如T细胞耗竭），来改善CAR-T细胞疗法的治疗持久性，从而增强其治疗效果6,7。
作为一种替代传统细胞分离方法（如荧光激活细胞分选（FACS）和磁激活细胞分选（MACS））的技术，本文展示了利用微泡进行T细胞分离的浮力激活细胞分选（BACS）。微泡分离技术利用具有浮力的中空微球（微泡）与目标细胞结合，并将其上浮至液体样本表面8,9。通过将抗体（例如抗CD3抗体）修饰在微泡表面，可从外周血样本中正向筛选出目标T细胞群体。随后，本研究进一步展示了使用另一类抗体修饰的微泡（例如抗CD28抗体）在悬浮状态下共刺激并激活已富集的T细胞。微泡技术提供了一种简单且高度可调的分离与激活工作流程，所获得的T细胞可直接用于悬浮细胞培养以及后续应用，如基因修饰和扩增。关键的是，利用微泡进行浮力驱动的细胞激活能够适度控制细胞刺激，从而避免T细胞过度耗竭7。
本研究中，流式细胞术是用于分析功能化微泡的分离、活化及转导效果的主要工具，同时可提供转导后细胞生长与扩增阶段中特定亚群的详细信息。除流式细胞术外，还采用明场和荧光显微镜观察以确认细胞活性、形态及转导效果。根据这些结果，微泡技术及其操作方案相较于目前常用的常规分离与活化方法，提供了一种更可调控且更温和的替代方案；特别是，经微泡活化的细胞表现出显著低于行业标准工具和试剂盒处理组的T细胞耗竭标志物表达水平。

<table><tbody><tr><td>2-巯基乙醇</td><td>Gibco</td><td>21985-023</td><td>CAS: 60-24-2</td></tr><tr><td>Biologix 多孔培养板 24 孔板</td><td>VWR&amp;nbsp;</td><td>76081-560</td><td></td></tr><tr><td>生物素标记抗人 CD28 (28.2) 抗体</td><td>Biolegend</td><td>302904</td><td></td></tr><tr><td>生物素标记抗人 CD3 (OKT3) 抗体</td><td>Biolegend</td><td>317320</td><td></td></tr><tr><td>不含钙、镁的 DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-136</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX 添加剂</td><td>Thermofisher</td><td>35050061</td><td></td></tr><tr><td>人重组 IL2&amp;nbsp;</td><td>BioVision (vwr)</td><td>10006-122</td><td></td></tr><tr><td>慢病毒颗粒 rLV.EF1.zsGreen1-9</td><td>Takara Bio</td><td>0038VCT</td><td></td></tr><tr><td>白细胞分离物（Leukopak）</td><td>BioIVT</td><td>HUMANLMX100-0001129</td><td></td></tr><tr><td>正常人外周血单个核细胞（PBMCs）</td><td>BioIVT</td><td>HUMANHLPB-0002562</td><td></td></tr><tr><td>组织培养用青霉素/链霉素 100X 溶液</td><td>VWR</td><td>97063-708</td><td>CAS: 8025-06-7</td></tr><tr><td>聚凝胺感染/转染试剂</td><td>Millipore Sigma</td><td>TR-1003-G</td><td>CAS:28728-55-4</td></tr><tr><td>混合人 AB 血清（血浆来源，热灭活）</td><td>Innovative Research</td><td>ISERABHI100mL</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 培养基，含 GlutaMAX 添加剂和 HEPES</td><td>Gibco</td><td>72400047</td><td></td></tr><tr><td>链霉亲和素微泡分选试剂盒（包含 Akadeum 分离缓冲液）</td><td>Akadeum</td><td>11110-000</td><td></td></tr></tbody></table>

基于微泡浮选法从人外周血单个核细胞样本中分离、活化和扩增t细胞

Flotation-Based T Cell Isolation, Activation, and Expansion from Human Peripheral Blood Mononuclear Cell Samples Using Microbubbles

从外周血单个核细胞中分离T细胞的过程&#160;细胞（PBMCs）以建立 离体 培养物对于科研、临床检测以及基于细胞的治疗至关重要。本研究中，我们介绍了一种简单且新颖的方案，用于从外周血单个核细胞（PBMCs）中分离、活化并扩增T细胞。 离体 介绍了一种利用功能化浮力激活细胞分选（BACS）技术分离和激活T细胞的研究方法。简而言之，该方案包括通过阳性选择富集CD3+ 来自白细胞分离包（leukopak）来源的外周血单个核细胞（PBMCs）的T细胞，在转导前于24孔板中与预先结合抗CD28的链霉亲和素微泡（SAMBs）共刺激48小时。功能化微泡提供了一种独特的浮力激活细胞的方式，可诱导促进增殖的表型，从而在最小耗竭的情况下实现细胞扩增。该技术通过使共刺激微泡保持浮力并返回培养基上层，减少了扩增中的T细胞与共刺激因子接触的时间，从而降低细胞耗竭程度。结果表明，分离并培养的T细胞获得了足以激活和增殖的刺激信号，但未达到过度激活的程度，因此避免了因PD-1过度表达所提示的细胞耗竭现象。

T细胞从购买的外周血单个核细胞（PBMCs）中分离，并按照方案所述进行铺板以激活。阴性对照样本（购买的PBMCs）未进行激活。设置这些对照样本旨在展示微泡激活过程对实验样本的影响，与未经处理且未受刺激的T细胞对照相比，确保所观察到的激活标志物是由于添加的激活因子引起，而非T细胞自身固有的特性。根据图2中的实验设计，将细胞以2 × 106 个细胞/mL的密度接种于T细胞培养基中，分别保持未处理/未刺激状态，或使用抗CD3（克隆OKT3）和抗CD28（克隆28.2）偶联的链霉亲和素修饰微泡（SAMBs）进行共刺激。在培养中刺激48小时后，用编码zsGreen的慢病毒颗粒对细胞进行转导。在转导后第4天和第6天，对细胞进行成像、收集，并使用AF700-CD3、PE/Dazzle-CD4、PE/Cy7-CD8、BV510-CD25、PE-PD-1（或根据是否使用耗竭或激活检测面板分别使用PE-CD69）以及7-AAD进行表面染色。zsGreen转基因可在FITC通道中检测到。流式细胞术的设门策略详见图1。与...

本研究的目的是证明基于浮力的分离方法在分离、激活和扩增原代人T细胞方面的可行性。

基于微泡浮选法从人外周血单个核细胞样本中分离、活化和扩增T细胞

从外周血单个核细胞（PBMCs）中分离T细胞以建立体外培养体系，对于科研、临床……

微气泡激活与扩增方案具有重要意义，因为它解决了细胞治疗研究与生产领域中长期存在的重大未满足需求，可提高T细胞疗法的持久性与疗效。Akadeum基于浮力的阳性筛选、激活及扩增技术，能够在激活与扩增工作流程中限制过度刺激，从而减少T细胞耗竭。首先，将3×10⁸个 commercially obtained PBMCs 与生物素标记的抗CD3抗体在2.5 mL分离缓冲液中孵育。用移液器轻轻混匀各组分，在室温下孵育10分钟。根据生产商说明书，按0.5至1的比例将去除非特异性结合的亲和素微泡加入细胞中，并在室温下使用商用滚轴混合仪以20 RPM转速混合10至15分钟。在室温下以 400g 离心五分钟。离心后，经阳性筛选的细胞将与去除了亲和素的微泡一起位于悬浮液的上层，而未被筛选的剩余细胞则位于管底的细胞沉淀中。使用一支九英寸玻璃移液管，将管尖插入气泡细胞层下方直至管底。使用电子移液器吸弃细胞沉淀和上清液，并将其转移至新管中。将原始管中残留的气泡细胞层用1 mL完全T细胞培养基重悬。将上清液在室温下以400×g离心5分钟，用于纯度和回收率的间接测定。将上清液和未选择的细胞离心后，吸除上清液，并将沉淀物重悬于1毫升培养基中，然后进行计数。使用自动细胞计数器，通过明场显微镜对上清液中的细胞进行计数，并根据文本稿件中的描述确定被捕获在微泡细胞层中的细胞数量。为制备偶联了抗CD28的去 avidin 微泡，将生物素化的抗CD28抗体加入商用微泡中，并通过翻转混匀仪混合至少两小时。将偶联了链霉亲和素的抗CD28微泡以1.5:1的比例加入已制备的细胞悬液中。使用翻转混匀法混合15分钟。然后根据所获得的细胞数量，用完全T细胞培养基或其他所需培养基将总体积调整至每毫升含200万细胞。将1毫升活化细胞接种于24孔板中，在37°C、含5%二氧化碳的湿润培养箱中孵育。24小时后，根据第0天接种的初始细胞数量计算，加入IL-2和可溶性抗CD3抗体以促进细胞进一步扩增。将细胞板重新放回湿润的二氧化碳培养箱中，于37°C过夜孵育。每两天从培养上清中移除一半的培养基，更换为新鲜的完全T细胞培养基，并添加白细胞介素-2（IL-2），使其终浓度为50单位/毫升。每周检测两次T细胞数量，以评估细胞密度。当细胞密度超过每毫升2 × 10⁶或2.5 × 10⁶个细胞时，将其转移至更大的容器中，并稀释至每毫升5 × 10⁵个细胞。通过上下吹打轻轻混匀每个孔中的内容物。移除孔内的全部内容物，包括微小气泡，并将其转移至1.5 mL离心管中。用 400 µL 无钙无镁的 DPBS 洗涤每个孔，并将溶液转移至 1.5 mL 离心管中。然后在室温下以 400 × g 离心 5 分钟。吸除上清液，将细胞沉淀重悬于 50 µL 分离缓冲液中。接下来，将50微升细胞悬液均分为两份，每份25微升，分别用于活化和耗竭检测。使用活化与耗竭抗体染色混合液对细胞进行染色，并在室温避光孵育10分钟。加入1毫升分离缓冲液，轻轻混匀后离心，以去除多余的抗体。吸弃上清液。将细胞沉淀重悬于1毫升分离缓冲液中，并转移至适合流式细胞术分析的容器中。与对照样品相比，接受微泡共刺激的细胞中活T细胞数量和转基因阳性T细胞数量均有所增加。在微泡样本中也观察到效应细胞群体增加。存活的活化T细胞表达升高的早期活化标志物CD69以及中晚期活化标志物CD25。接受微泡共刺激的细胞样本中，耗竭标志物PD1阳性细胞的总数和百分比也显著升高。正确混合和分注微泡至关重要，以确保准确的剂量，因为微泡在无搅拌条件下会迅速上浮至表面。我们完全预期该方法能够实现大量T细胞的快速生长，且其活性高于其他方法中常见的耗竭程度较高的T细胞。

flotation-based-t-cell-isolation-activation-expansion-from-human

Research

科研

JoVE Journal

Immunology and Infection

免疫学与感染

使用微泡从人外周血单核细胞样品中分离、活化和扩增基于浮选的 T 细胞

我们介绍一种从单一人血供体中分离获得调节性T细胞、记忆性T细胞和初始T细胞的方法。在遗传同质性的条件下，可将极化后的调节性T细胞与其他T细胞亚群在多种遗传学和功能学实验中进行比较，其中包括本文详细描述的抑制功能实验。...

从人初始T细胞和记忆T细胞诱导生成调节性T细胞

在本视频中，我们展示了使用针对非B细胞的生物素化抗体以及链霉亲和素偶联的磁性微珠，从人外周血中分离B细胞的方法。...

从人外周血中分离和纯化B细胞

本视频展示了利用功能化浮力激活细胞分选（BACS）技术从外周血单个核细胞（PBMCs）中分离T细胞的方法。该分离技术通过使用生物素标记的抗CD3抗体对细胞进行标记，并利用链霉亲和素结合的微泡分离抗体结合的细胞，从而实现CD3+...

基于浮力激活细胞分选的T细胞分离技术

本文介绍了一种用于产生和扩增特异性针对特定同种异体抗原的人T细胞克隆的方法。该方案可经调整后用于克隆针对多种肽-MHC复合物配体的特异性人T细胞。...

从外周血中生成人同种异体抗原特异性T细胞

在此，我们提供一种优化的方案，用于分离和克隆外周血中稀有的Vδ1 T细胞亚群+CD4+ T细胞，即我们近期研究揭示的一种胸腺外αβ T细胞前体。该技术可实现对这些细胞的定量分离、克隆及高效扩增 离体...

分离与 离体 Vδ1细胞的培养+CD4+γδ T细胞，一种胸腺外的αβ T细胞前体

本文介绍了一种简单的方法，用于分离和流式细胞术分析胶质瘤浸润的外周血单个核细胞，该方法可获得随时间变化的定量数据，反映进入早期脑肿瘤微环境的免疫细胞数量及其活化状态。...

胶质瘤浸润性外周血单个核细胞的分离与流式细胞术分析

人外周血常用于体液免疫应答的评估。本文描述了从人外周血中分离B细胞、在体外培养中将人B细胞分化为抗体（Ab）分泌细胞（ASCs），以及通过ELISpot实验定量总IgM和IgG抗体分泌细胞的方法。...

从血液中分离、分化和定量人抗体分泌型B细胞：ELISpot作为体液免疫的功能性检测方法

淋巴细胞是适应性免疫应答中的主要效应细胞。本文介绍一种淋巴细胞纯化方案，用于研究目标分子在淋巴细胞活化过程中的生理功能。 体外 和...

小鼠淋巴细胞的分离与活化

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从Sézary综合征患者外周血中分离单个核细胞及CD4+ T细胞用于转录组分析

本方案详细介绍了用于生物样本库建设及其他用途的、与高通量自动化兼容的人类外周血单个核细胞分离方法。...

从血沉棕黄层中分离人外周血单个核细胞 通过 高通量免疫磁珠分离

学习使用微泡浮选技术从人外周血单核细胞中分离、活化和扩增T细胞的方法。该技术通过限制过度刺激来减少T细胞耗竭，提高细胞持久性和治疗效果，为细胞免疫疗法提供了一种高效可行的新方案。

基于微泡浮选法从人外周血单个核细胞样本中分离、活化和扩增T细胞

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