Name: 改良异位腹心移植及新型大鼠主动脉瓣反流模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T12:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 32 s
Description: 学习改良大鼠异位腹心移植技术，通过导丝损伤主动脉瓣建立新型主动脉瓣反流模型。该方法适合初学者操作，成功率高，可用于研究心肌纤维化机制及评估抗纤维化药物。

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所有动物实验操作均按照 &#34;动物福利与管理法概要&#34; 和 &#34;实验动物护理、饲养及减轻疼痛的相关标准&#34; 由日本政府环境省及 &#34;动物实验规范操作指南&#34; 日本科学理事会16,17,18动物实验方案经东京大学机构动物护理与使用委员会审查并批准（M-P19-065）。
1. 大鼠异位腹部心脏移植
注意：异位腹部心脏移植手术在7至9周龄的雄性Jcl:Wistar大鼠中进行。手术使用放大倍数为6.7倍至45倍的显微镜操作。手术器械经高压灭菌处理以实现消毒。
<ol>
	<li>供体心脏获取
	<ol>
		<li>麻醉供体大鼠 通过 腹腔注射美托咪啶（0.15 mg/kg）、咪达唑仑（2.0 mg/kg）和布托啡诺（2.5 mg/kg）。</li>
		<li>将大鼠仰卧位固定于手术板上的加热垫上，并使用弹性绷带固定四肢。先用电动剃毛器尽可能去除毛发，再使用脱毛膏进一步脱毛。随后，用碘伏和70%酒精棉球对术区进行三次擦拭消毒。</li>
		<li>用剪刀做一个约1厘米的小切口，随后向腹部注射肝素（100 U）。</li>
		<li>用剪刀从尿道外口上方沿纵向延伸至剑突下，扩大腹部切口。</li>
		<li>用无菌棉签暴露腹主动脉，并用剪刀横断以卸下供体心脏。</li>
		<li>沿前胸壁剪开膈肌，用剪刀做V形切口打开胸壁。将前胸壁抬高至头部旁，用针固定。</li>
		<li>使用冰屑对心脏进行局部降温。</li>
		<li>用5-0丝线结扎下腔静脉。</li>
		<li>用剪刀取出胸腺，随后识别起源于心脏的升主动脉和肺动脉。升主动脉位于右侧，肺动脉位于左侧。</li>
		<li>使用Potts剪刀横断起源于主动脉弓的头臂动脉，以进行额外的放血。</li>
		<li>将23 G针头插入下腔静脉，注入2-3 mL冷改良Krebs-Henseleit停跳液。注液后，心脏逐渐停止搏动。同时，应尽可能将心脏内的血液排空。</li>
		<li>用5-0丝线结扎下腔静脉，并用Potts剪刀在结扎线远端将其切断。</li>
		<li>用剪刀分离右肺与食管之间的结缔组织后，用5-0丝线结扎右肺肺门，并在结扎远端用剪刀将其切断。</li>
		<li>用5-0丝线结扎右上腔静脉，并在结扎远端用波茨剪剪断。</li>
		<li>将Potts剪刀的一侧刀片插入横窦并进行分离&#160;升主动脉和肺动脉 整块 尽可能远端</li>
		<li>用5-0丝线结扎左侧上腔静脉，然后用Potts剪刀在结扎线远端及奇静脉近端将其切断。</li>
		<li>用剪刀分离左肺与食管之间的结缔组织后，用5-0丝线结扎左肺肺门，并在结扎远端用剪刀切断。</li>
		<li>用5-0丝线结扎心脏基底部，并在结扎线远端用剪刀剪断。该丝线用于在供体心脏吻合过程中牵拉固定供体心脏。此时，将供体心脏从心包腔中取出。</li>
		<li>将供体心脏置于盛有冰屑和冷生理盐水的托盘上后，使用显微镊子分离升主动脉与肺动脉（PA）之间的结缔组织。</li>
		<li>用镊子夹闭升主动脉开口，从升主动脉向冠状动脉灌注2–3 mL冷改良Krebs-Henseleit停跳液，直至冠状动脉的红色减退。</li>
		<li>将供体心脏保存在低温改良的Krebs-Henseleit停跳液中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>受体准备 
	注意：在获取供体心脏之前，需完成受体的准备工作。
	<ol>
		<li>麻醉受体大鼠 通过 腹腔注射美托咪啶（0.15 mg/kg）、咪达唑仑（2.0 mg/kg）和布托啡诺（2.5 mg/kg）。使用16 G静脉导管进行气管插管后，维持麻醉状态 通过 七氟烷吸入（5.0%用于诱导，2.5%用于维持，同时给予氧气）2 0.3 L/min 的流速）。</li>
		<li>将大鼠仰卧位放置在手术板上的加热垫上，并使用弹性绷带固定四肢。使用电动剃毛器和脱毛膏尽可能去除毛发。此外，用碘伏和70%酒精棉球对手术区域进行三次擦拭消毒。</li>
		<li>使用剪刀，从尿道外口上方至剑突下区域，沿中线做一长约6-7 cm的腹部切口。</li>
		<li>用无菌棉签将小肠向受体的右上侧回缩，并用浸有温热生理盐水的纱布包裹。</li>
		<li>用剪刀分离小肠与结肠之间的结缔组织。</li>
		<li>用剪刀解剖结肠的无血管区域，并用两条条状纱布将其固定，向左牵拉结肠。</li>
		<li>用无菌棉签暴露腹主动脉和下腔静脉。使用9-0尼龙线结扎两根血管上相对较大的分支，然后切断。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>异位心脏移植
	<ol>
		<li>在开始供体心脏移植前，向受体腹部注射肝素（100 U）。</li>
		<li>夹闭腹主动脉和下腔静脉 整块 使用侧咬式钳夹持。</li>
		<li>用90°弯曲的23 G针穿刺腹主动脉，然后用Potts剪刀纵向扩大切口，使其直径至少达到供体升主动脉的大小。随后用含肝素的生理盐水（10 U/mL）冲洗管腔，以清除血凝块。</li>
		<li>将灭菌的小型培养皿置于受体腹主动脉和下腔静脉的右侧。将供体心脏放置在盛有冰屑和冷生理盐水的培养皿中，冰盐水应每5分钟补充一次。</li>
		<li>用两根9-0尼龙固定缝线在12点和6点位置将供体的升主动脉与受体的腹主动脉结扎固定。</li>
		<li>将手术台顺时针旋转90°。</li>
		<li>使用9-0尼龙缝线从尾侧向头侧方向连续缝合受体腹主动脉左侧与供体升主动脉，于12点位置以9-0尼龙缝线作固定结（共7至8针）。</li>
		<li>将手术板逆时针旋转180°。将供体心脏移至受体腹主动脉和下腔静脉的左侧。可利用结扎供体心脏基底部时所用的5-0丝线（步骤1.1.18）将供体心脏向左侧牵拉，操作简便。</li>
		<li>使用9-0尼龙缝线连续缝合受体腹主动脉右侧与供体升主动脉，从头侧向尾侧方向进行，并在6点钟位置以9-0尼龙缝线打结固定（共7至8针）。</li>
		<li>使用23 G的90°弯针在供体升主动脉与受体腹主动脉吻合口远端穿刺下腔静脉，随后用Potts剪纵向扩大穿刺孔，使其直径大于供体肺动脉的直径。接着用含肝素的生理盐水冲洗管腔，以清除血栓。</li>
		<li>在6点钟位置，使用9-0尼龙缝线将供体的肺动脉与受体的下腔静脉固定缝合。</li>
		<li>将受体下腔静脉左侧与供体肺动脉用9-0尼龙线连续缝合，从尾侧向头侧方向进针（共缝7至8针）。</li>
		<li>在12点位置，用9-0尼龙固定缝线将供体肺动脉与受体下腔静脉缝合固定。此外，将此固定缝线与供体肺动脉和受体下腔静脉吻合口左侧的9-0尼龙缝线打结固定。</li>
		<li>使用9-0尼龙单股缝线，从头侧至尾侧方向连续缝合受体下腔静脉右侧与供体肺动脉，并与6点钟位置的固定缝线打结（共10-12针）。</li>
		<li>在吻合口处应用止血剂，并在周围放置纱布。</li>
		<li>松开侧咬式止血钳后，用无菌棉签轻轻按压吻合口以促进止血。随后，将温热的生理盐水敷于供体心脏以提供保温。供体心脏在数十秒内开始出现纤维性颤动，并在数分钟后恢复为窦性心律。</li>
		<li>使用无菌棉签将小肠放回受体腹腔。操作时应注意避免压迫供体心脏或扭转小肠。</li>
		<li>使用连续的4-0丝线缝合腹壁。向腹腔内注射阿替美唑（0.75 mg/kg）后，用连续的4-0丝线缝合皮肤。</li>
		<li>停止吸入麻醉，在切口下方注射1 mL 1%利多卡因。此外，皮下注射2 mL温热的生理盐水以补偿失血。</li>
		<li>使用发光二极管灯对受体大鼠进行保温。停止吸入麻醉后约30–40分钟，受体大鼠恢复意识，可拔除气管插管。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 采用大鼠异位腹腔心脏移植的新型急性排斥反应模型
注意：采用7-9周龄雄性Jcl:Wistar大鼠建立了一种新型雄激素非依赖性（AR）异位腹腔心脏移植模型。手术操作使用放大倍数为6.7倍至45倍的显微镜进行。手术器械经高压灭菌处理以实现消毒。
<ol>
	<li>供体心脏的获取 
	注意：创建新的主动脉瓣反流（AR）模型需要使用一种中心带孔的改良培养皿、镊子和一根较硬的导丝（图1）。
	<ol>
		<li>如上所述，采用与大鼠常规心脏移植相似的操作步骤获取供体心脏，但升主动脉和肺动脉（PA）横断步骤除外（1.1.1–1.1.14，1.1.16–1.1.17）</li>
		<li>在横断升主动脉和肺动脉之前，使用Potts剪刀去除两根血管前方的脂肪组织。随后用镊子分离两根血管之间的结缔组织。</li>
		<li>将Potts剪刀的一侧刀片插入横窦内。将Potts剪刀向操作者方向牵拉，并将刀片插入升主动脉与肺动脉之间。随后仅横断肺动脉（图2A），然后使用Potts剪刀在头臂动脉远端横断主动脉（图2B）。</li>
		<li>使用5-0丝线结扎心脏基底部，并在结扎线远端用剪刀剪断。继续分离升主动脉与肺动脉之间的结缔组织，并采用与常规移植相似的方法（步骤1.1.18–1.1.20），将冷改良Krebs-Henseleit停跳液灌注至冠状动脉中。</li>
		<li>用镊子固定供体心脏（图2C）。随后将中心带孔的改良培养皿覆盖在供体心脏上，并用血管夹固定升主动脉。</li>
		<li>将一根较硬的导丝插入头臂动脉（图2D）。即使遇到阻力也继续推进导丝，若感觉到阻力消失，则刺穿主动脉瓣。若需建立重度AR模型，可进行多次穿刺。</li>
		<li>在头臂动脉近端横断主动脉，以去除被血管夹夹闭的部分（图2E）。随后采用与常规移植相似的方法（步骤1.1.21），将供体心脏保存于冷改良Krebs-Henseleit停跳液中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>受体准备 
	注意：在获取供体心脏前，应完成受体的准备工作。
	<ol>
		<li>如上所述，受体准备操作与常规心脏移植相似（步骤1.2.1–1.2.7）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>异位心脏移植
	<ol>
		<li>如上所述，供体心脏的移植操作与常规移植相似（步骤1.3.1–1.3.20）。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O. Jr, Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li>
<li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 26 (4), 223-228 (2013).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure%2C+perioperative+management+and+postoperative+scoring%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).</li>
<li>Hasegawa, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li>
<li>Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+method+for+heterotopic+mouse+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A modified method for heterotopic mouse heart transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).</li>
<li>Weigle, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+immunological+model+for+heterotopic+heart+and+cardiac+muscle+cell+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">An immunological model for heterotopic heart and cardiac muscle cell transplantation in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (159), e60956(2020).</li>
<li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (6), e238(2007).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li>
<li>Plenter, R. J., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+heterotopic+heart+transplant+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine heterotopic heart transplant technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (89), e51511(2014).</li>
<li>Munakata, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aortic+conduit+valve+model+with+controlled+moderate+aortic+regurgitation+in+rats%3A+A+technical+modification+to+improve+short-+and+long-term+outcome+and+to+increase+the+functional+results%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Journal%22%5BJournal%5D)">Aortic conduit valve model with controlled moderate aortic regurgitation in rats: A technical modification to improve short- and long-term outcome and to increase the functional results.</a> Circulation Journal. 77 (9), 2295-2302 (2013).</li>
<li>Eskesen, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sildenafil+treatment+attenuates+ventricular+remodeling+in+an+experimental+model+of+aortic+regurgitation%5BTitle%5D)+AND+%22Springerplus%22%5BJournal%5D)">Sildenafil treatment attenuates ventricular remodeling in an experimental model of aortic regurgitation.</a> Springerplus. 4, 592(2015).</li>
<li>Plante, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effectiveness+of+beta-blockade+in+experimental+chronic+aortic+regurgitation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Effectiveness of beta-blockade in experimental chronic aortic regurgitation.</a> Circulation. 110 (11), 1477-1483 (2004).</li>
<li>Plante, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+response+to+sustained+volume+overload+from+chronic+aortic+valve+regurgitation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiac+Failure%22%5BJournal%5D)">Left ventricular response to sustained volume overload from chronic aortic valve regurgitation in rats.</a> Journal of Cardiac Failure. 9 (2), 128-140 (2003).</li>
<li>An Outline of the Act on Welfare and Management of Animals. Ministry of the Environment, Government of Japan. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.care.nagoya-u.ac.jp/statute/public/02OutlineAct.pdf">https://www.care.nagoya-u.ac.jp/statute/public/02OutlineAct.pdf</a> (2007).</li>
<li>Standards Relating to the Care and Keeping and Reducing Pain of Laboratory Animals. Ministry of the Environment, Government of Japan. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.env.go.jp/nature/dobutsu/aigo/2_data/laws/nt_h25_84_en.pdf">https://www.env.go.jp/nature/dobutsu/aigo/2_data/laws/nt_h25_84_en.pdf</a> (2013).</li>
<li>Guidelines for Proper Conduct of Animal Experiment. Science Council of Japan. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.scj.go.jp/ja/info/kohyo/pdf/kohyo-20-k16-23.pdf">https://www.scj.go.jp/ja/info/kohyo/pdf/kohyo-20-k16-23.pdf</a> (2006).</li>
<li>Shimada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distention+of+the+immature+left+ventricle+triggers+development+of+endocardial+fibroelastosis%3A+An+animal+model+of+endocardial+fibroelastosis+introducing+morphopathological+features+of+evolving+fetal+hypoplastic+left+heart+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Distention of the immature left ventricle triggers development of endocardial fibroelastosis: An animal model of endocardial fibroelastosis introducing morphopathological features of evolving fetal hypoplastic left heart syndrome.</a> Biomed Research International. 2015, 462469(2015).</li>
<li>Shimada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+vascularized+heterotopic+neonatal+rat+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22European+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Development of a vascularized heterotopic neonatal rat heart transplantation model.</a> European Surgical Research. 57 (3-4), 240-251 (2016).</li>
</ol>

作者声明无利益冲突。

研究发现了若干关键步骤，可防止供体心脏在移植过程中发生僵硬。首先，获取供体心脏前必须横断其腹主动脉，以减轻供体心脏的负荷4,7。若供体手术未进行气管插管，则开胸后呼吸将停止，导致供体肺循环受阻，从而使供体心脏负荷过重，去夹后难以实现良好收缩。其次，用停跳液灌注供体冠状动脉至关重要8。因此，在获取供体心脏后，应使用镊子夹闭升主动脉开口，将停跳液灌注至冠状动脉，直至冠状动脉的红色明显减退。第三，必须使用冰屑和冷生理盐水对供体心脏进行局部降温。供体心脏接触肠管时容易升温并变僵硬。将供体心脏置于小托盘上，可在其周围放置冰屑。此外，在吻合过程中还可将供体心脏浸入冷生理盐水中。同时，可减少所需冰屑和冷生理盐水的用量，从而避免受体过度降温。此外，使用侧壁钳夹钳夹腹主动脉和下腔静脉操作便捷7。这类侧壁钳可同时夹闭两根血管的分支，并防止血液从这些分支反流，从而简化供体心脏的吻合过程。
具有...

大鼠异位腹部心脏移植术最早由 Abbott 等人于 1964 年报道1，并已被用于研究急性与慢性同种异体移植物排斥反应、心脏同种异体移植物血管病变、缺血-再灌注损伤以及心脏重塑2,3,4,5,6,7,8,9,10,11。在过去 50 年中，该手术技术已进行了若干改良。目前手术的基本步骤如下：将供体的升主动脉和肺动脉（PA）分别以端-侧吻合方式连接至受体的腹主动脉和下腔静脉。尽管供体的左心房和左心室不接受任何心腔内血流，但血液仍可流入供体的冠状动脉系统；因此，在解除钳夹后，供体心脏可重新开始搏动。
一些经验丰富的专家在完成数百甚至数千例手术后报告称，异位腹部心脏移植术在缺血时间较短的情况下具有较高的成功率2,3,4,5；然而，初学者从一开始就实现较短的缺血时间较为困难。充分的心肌保护是获得供体心脏良好收缩功能的重要因素。心肌保护不足可导致供体心脏僵硬。因此，我们对移植操作流程进行了改良，以加强对供体心脏的保护。本研究的目的之一是展示一种可重复的异位腹部心脏移植操作流程，该流程易于初学者掌握，且能够延长可接受的缺血时间。
此外，一些研究人员已报道了大鼠的主动脉瓣反流（AR）模型，该模型已被用于研究药物对左心室（LV）重构的影响12,13,14,15。传统操作步骤如下：（1）麻醉后作右侧颈部侧方切口，暴露右颈总动脉；（2）从此血管插入导管并推进至主动脉根部；（3）在持续超声心动图引导下穿刺天然主动脉瓣以诱导AR。
然而，在握持超声心动图探头的同时穿刺主动脉瓣，并通过超声心动图获得升主动脉、主动脉瓣及导管的良好视野，具有较大难度。此外，急性主动脉瓣反流（AR）后发生心力衰竭是另一项并发症。因此，本研究建立了一种新型的主动脉瓣反流模型，该模型易于构建，且不参与受体的血液循环，以解决上述难题。本研究的另一个目的是通过异位腹部心脏移植，在供体心脏获取后利用导丝损伤其主动脉瓣，从而建立主动脉瓣反流模型。

<table><tbody><tr><td>抗镇静剂（阿替美唑）</td><td>Nippon Zenyaku Kogyo Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>多米特（美托咪定）</td><td>Nippon Zenyaku Kogyo Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>多美康（咪达唑仑）</td><td>Maruishi Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>肝素</td><td>AY Pharmaceuticals Co.,Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jcl：Wistar 大鼠</td><td>CLEA Japan, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>显微镜</td><td>Orinpas Co., Ltd.</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>改良 Krebs-Henseleit 停跳液</td><td>Merck KGaA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>七氟烷</td><td>FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SURGICEL FIBRILLAR</td><td>Johnson &amp; Johnson K.K.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>维他诺菲（丁丙诺啡）</td><td>Meiji Animal Health Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

改良大鼠异位腹腔心脏移植术及新型主动脉瓣反流模型

Modified Heterotopic Abdominal Heart Transplantation and a Novel Aortic Regurgitation Model in Rats

在过去50年中，许多研究人员报道了在小鼠和大鼠中进行异位腹部心脏移植，手术技术存在一些差异。通过改进移植操作以加强心肌保护，可以在保持供体心脏功能的同时延长缺血时间。该技术的关键点如下：在获取供体心脏前切断其腹主动脉以减轻心脏负荷；使用冷心脏停跳液灌注供体冠状动脉；以及在吻合过程中对供体心脏进行局部降温。因此，由于该操作延长了可接受的缺血时间，初学者也能轻松实施并获得较高的成功率。
此外，本研究建立了一种新的主动脉瓣反流（AR）模型，所采用的技术不同于现有方法&#160;，现有模型是通过从右颈总动脉插入导管并在持续超声心动图引导下穿刺原生主动脉瓣而建立的。本研究利用这种新型AR模型进行了异位腹腔心脏移植。在该方案中，获取供体心脏后，将一根较硬的导丝插入供体的头臂动脉，并向主动脉根部推进。当导丝遇到阻力后继续向前推送以穿刺主动脉瓣，从而诱导产生AR。与传统AR模型所述方法相比，该方法更易损伤主动脉瓣。此外，该新型AR模型不参与受体的血液循环，因此预期可产生比传统方法更为严重的AR模型。

对于正常模型，在松开夹闭后成功建立了良好的左心室收缩功能。移植心脏的缺血时间及受体的麻醉时间分别约为60分钟和130分钟（表1）。
在新的AR模型中，去夹后也获得了良好的左心室收缩功能。移植心脏的缺血时间以及受体在AR模型中的麻醉时间，相较于正常模型分别延长了约5分钟和10分钟。表2）。AR 模型显示左心室（LV）尺寸显著大于正常模型，且左心室壁更薄表3），术后超声心动图在主动脉瓣反流模型中检测到反流束血流（图3）。大体检查显示左心室扩张和心内膜增厚（图4），Masson 三色染色样本显示心肌和心内膜存在纤维化改变（图5）。相比之下，正常模型中未发现这些纤维化改变。
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本研究展示了一种可重复的大鼠异位腹腔心脏移植技术，初学者可学习并实施该技术。此外，通过进行大鼠异位腹腔心脏移植并在供体心脏获取后使用导丝损伤其主动脉瓣，可建立一种新型的大鼠主动脉瓣反流模型。

在过去50年中，许多研究人员报道了小鼠和大鼠的异位腹部心脏移植，手术方法存在一些差异……

改良的腹部异位心脏移植及大鼠新型主动脉瓣反流模型。引言。尽管部分专家可在极短时间内完成腹部异位心脏移植，初学者却难以达到较高的成功率。我们展示了一种可重复的方法，便于初学者轻松掌握。此外，我们通过异位腹部心脏移植并使用导丝在获取供体心脏后损伤其主动脉瓣，来演示一种 AR 模型。实验方案如下：首先，我们介绍大鼠的异位腹部心脏移植术。供体心脏的获取。手术前，使用电动剃刀和脱毛膏尽可能去除毛发。此外，用碘伏和70%酒精对术区进行三次擦洗消毒。给予肝素后，做腹部正中切口，横断腹主动脉，以卸载供体心脏。以V形切口打开胸壁。使用冰屑进行局部降温。用5-0丝线将下腔静脉固定于纱布上。用剪刀取出胸腺。由于额外放血的需要，横断无名动脉。将冷心脏停跳液注入下腔静脉。用5-0丝线结扎下腔静脉并切断。用5-0丝线结扎右肺门并切断。用5-0丝线结扎右上腔静脉并切断。使用Potts剪刀将升主动脉和肺动脉（PA）整块离断。用5-0丝线结扎左上腔静脉（SVC），并将其离断。用5-0丝线结扎左肺门，并将其离断。用5-0丝线结扎心脏根部并切断。使用显微镊子分离升主动脉与肺动脉之间的结缔组织。将冷心脏停跳液灌注至冠状动脉中。受体准备。将小肠向右上方牵拉。解剖小肠与结肠之间的结缔组织。用两块条状纱布将结肠向左牵拉。使用棉签暴露腹主动脉和下腔静脉。异位心脏移植。用侧夹钳夹住腹主动脉和下腔静脉整体。用弯曲的23号针头穿刺腹主动脉，并用波茨剪纵向扩大穿刺孔。将供体心脏置于盛有冰盐水混合物和冷生理盐水的小盘中。用两根9-0尼龙固定缝线在6点和12点位置将供体的升主动脉与受体的腹主动脉结扎固定。用连续的9-0尼龙缝线吻合受体腹主动脉的左侧与供体升主动脉。将供体心脏移至受体腹主动脉和下腔静脉（IVC）的左侧。使用连续的9-0尼龙缝线将受体腹主动脉的右侧与供体升主动脉吻合。用弯曲的23号针头穿刺下腔静脉（IVC），并用Potts剪刀纵向扩大穿刺孔。在六点钟位置，用9-0尼龙固定缝线将供体肺动脉（PA）结扎固定于受体下腔静脉（IVC）上。使用连续的9-0尼龙缝线将受体下腔静脉（IVC）的左侧与供体肺动脉（PA）吻合。在12点位置，用9-0尼龙缝线将供体肺动脉（PA）与受体下腔静脉（IVC）固定结扎。使用连续的9-0尼龙缝线将受体下腔静脉（IVC）的右侧与供体肺动脉（PA）吻合。在两个吻合口处应用止血剂。松开侧咬钳夹。供体心脏在数分钟内恢复为窦性心律。其次，我们通过大鼠异位腹部心脏移植来解释急性排斥反应（AR）模型。供体心脏的获取：采用与大鼠常规心脏移植相似的操作步骤获取供体心脏，但需离断升主动脉和肺动脉。使用Potts剪刀去除升主动脉和肺动脉前方的脂肪组织。用镊子分离升主动脉与肺动脉之间的结缔组织。将Potts剪刀的一个刀片插入横窦后，仅横断肺动脉。在头臂动脉远端横断主动脉。用镊子固定供体心脏。用血管夹固定升主动脉。将一根硬质导丝插入头臂动脉，并穿刺主动脉瓣。使用Potts剪刀从头臂动脉近端横断主动脉。受体准备。受体准备步骤与常规移植相似。异位心脏移植。供体心脏移植手术与常规移植类似。代表性结果。表一显示了正常模型的手术记录。此外，我们的移植手术缺血时间约为60分钟。所有病例在夹闭后均表现出良好的气道收缩，这归因于加强的心肌保护措施。表二展示了主动脉瓣反流（AR）模型的手术记录。AR模型的缺血时间仅比正常模型长约五分钟。表三展示了正常模型与AR模型的术后超声心动图数据。新建立的AR模型显示出明显更大的左心室（LV）直径和更薄的左心室壁，与正常模型相比。这是正常模型。这是AR模型。检测到左心室扩张。检测到严重的主动脉瓣反流射流。图四显示了主动脉瓣反流模型的肉眼观结果。大体检查显示左心室扩张和心内膜增厚。图五展示了主动脉反流模型的Masson三色染色显微照片。Masson三色染色样本显示心肌和心内膜存在纤维化改变。讨论。我们改进的移植手术的关键步骤如下：首先，在获取供体心脏前切断供体的腹主动脉，以减轻供体心脏的负荷；其次，用冷心脏停搏液灌注供体的冠状动脉。第三，在吻合过程中对供体心脏进行局部降温。此外，这种新型的主动脉瓣反流（AR）模型具有一些优势。与传统的AR模型相比，该模型能够更快速、更简便地穿刺主动脉瓣。由于该模型不参与受体的循环系统，即使供体心脏出现严重的急性排斥反应（AR），受体仍可存活。结论：我们认为，初学者可以轻松地完成本研究中的操作步骤，并获得较高的成功率。此外，这种新型的急性排斥反应模型可能有助于心肌和心内膜纤维化的发病机制研究，以及抗纤维化药物的评估。感谢观看。

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