Name: 球囊直接损伤诱导的兔主动脉瓣狭窄模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-31T14:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: 学习球囊直接损伤法建立兔主动脉瓣狭窄模型的完整操作流程。该技术通过导管介入在体诱导瓣膜病变，为研究主动脉瓣狭窄的发病机制及评估治疗方案提供可靠的动物实验平台。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

本工作由韩国国家研究基金会（NRF）资助，该基金会由韩国政府（MSIT）提供资金（项目编号：2020R1A4A3079570）、韩国教育部（项目编号：2021R1I1A1A01051425）以及产业通商资源部资助的产业战略技术开发项目（项目编号：20014873）支持。 &amp;#38; 能源部，韩国

所有动物实验程序均经韩国天主教大学医学院机构动物护理与使用委员会（IACUC）批准，并依照《实验动物福利法》、《实验动物护理与使用指南》以及该委员会发布的动物实验准则进行（批准编号：CUMC-2021-0176-05）。本研究采用3月龄雄性新西兰白兔（NZW），体重为3.5–4.0 kg，在单独笼具中按标准条件饲养。兔子饲喂正常饮食或添加0.5%胆固醇并补充50,000 U维生素D2的饮食（见材料表）。诱导主动脉瓣狭窄兔模型的实验设计及分析方法详见图1。
1. 手术准备
<ol>
	<li>确保在手术开始时，所有医疗器械和外科器械（参见材料表）均已灭菌。</li>
	<li>按照以下步骤准备扩张球囊导管套装。
	<ol>
		<li>将装有生理盐水与市售造影剂混合液（1:1）的注气/排气装置连接至球囊导管的鲁尔锁接头部分（参见材料表）。</li>
		<li>用充盈液填充球囊，并排出球囊导管中的任何空气。 
		&#8203;注意：本研究中使用的充盈液为30%碘克沙醇与0.9%生理盐水的混合液（参见材料表）。</li>
		<li>通过用充盈液冲洗球囊腔，确认球囊正常充盈。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 主动脉瓣损伤的手术操作
<ol>
	<li>注射氯胺酮混合物（替来他明）肌肉注射 &amp;#38; 唑拉西泮（15 mg/kg）和赛拉嗪（5 mg/kg）（参见 材料表) 以麻醉动物。 
	注意：在给予麻醉之前，兔子预先皮下注射格隆溴铵（0.05 mg/kg），作为麻醉前用药的抗胆碱能药物。麻醉深度的充分性通过多项标准综合判断，包括对足趾夹捏无反应以及呼吸频率稳定。</li>
	<li>将24 G静脉留置针插入耳缘静脉，并连接含肝素盐水（100 U/kg肝素）的输液装置。</li>
	<li>将兔子连接至多参数兽用监护仪（参见 材料表) 以持续监测生命体征，例如血氧饱和度信号（SpO2）、温度和血压。 
	注意：对于 SpO2 监测时，连接 SpO2 将传感器连接至兔的舌部。进行体温监测时，将探头插入兔的直肠。进行血压监测时，将袖带套在兔的前肢。</li>
	<li>将兔子置于配备C型臂X线透视机的手术台上，呈仰卧位（参见 材料表），使用动物毛发剪刀去除颈部腹侧区域的毛发（图 2A).</li>
	<li>用碘伏对切口区域进行消毒，并用手术巾覆盖兔子。</li>
	<li>将兔心置于C形臂成像设备图像的中心位置。 
	注意：所有研究人员在进行C形臂引导手术时，必须穿戴带有热释光剂量计（TLDs）的防护装备，以减少辐射暴露。
	<ol>
		<li>打开C型臂，选择 透视模式 用于心脏成像。</li>
		<li>调整兔子的位置，确保心脏位于成像视野的中心。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在颈部皮肤上做一个约3 cm的纵向切口，使用手术剪剪开筋膜和脂肪组织。</li>
	<li>通过仔细分离肌肉暴露左侧颈总动脉（LCCA），直至暴露约3-3.5 cm的LCCA图2B).</li>
	<li>用3-0丝线结扎左颈总动脉（LCCA）（参见 材料表在暴露的左颈总动脉（LCCA）近端和远端放置动脉夹以阻断血流。</li>
	<li>插入22 G静脉导管至左侧颈总动脉（LCCA），并引入导丝（0.016 in，参见 材料表通过静脉导管将导管尖端准确置于C形臂成像视野内，进入左心室（LV）。 
	注意：插入静脉导管时，应小心逐步松开通向主动脉瓣路径上的结扎缝线，以允许导管顺利前进。</li>
	<li>撤出静脉导管，保留导丝，并置入4-F鞘管（参见 材料清单) 沿导丝插入左侧颈总动脉（LCCA），以引入球囊导管（图 2C). 
	注意：在用鞘管替换静脉导管后，应清除鞘管装置内任何残留的空气。</li>
	<li>在C臂透视引导下，沿导丝将8 mm球囊导管小心插入主动脉瓣图2D).</li>
	<li>将球囊导管尖端置于主动脉瓣下方约1-2 cm处，使用压力加压器以6 atm压力注入充盈液使球囊膨胀。</li>
	<li>将球囊导管推进至左心室心尖部，再回撤至左心室流出道。重复此操作五次，随后使球囊放气。图2E，F).</li>
	<li>重复步骤 2.8–2.9 三次，以确保瓣膜损伤充分。</li>
	<li>撤出球囊导管和导丝。缓慢拔除左侧颈总动脉（LCCA）内的鞘管，并立即用缝线结扎LCCA，直至主动脉瓣水平。</li>
	<li>用生理盐水清洁切口区域以清除血凝块，并检查穿刺部位是否有动脉出血。</li>
	<li>用3-0非吸收性缝线缝合肌肉和皮肤，并用碘伏对伤口各侧进行消毒。</li>
</ol>
3. 术后护理
<ol>
	<li>移除监测贴片和夹子，将兔子置于重症监护培养箱中。 
	注意：术后兔子在重症监护培养箱中密切观察1天，随后转移至普通饲养笼具。</li>
	<li>术后镇痛使用5 mg/kg曲马多和3 mg/kg酮洛芬，抗生素（4 mg/kg庆大霉素）通过皮下注射给药，每日两次，持续3天（参见材料表）。 
	注意：术后镇痛管理应遵循兽医及IACUC指南（例如阿片类药物、非甾体抗炎药、局部麻醉药或联合用药）。</li>
	<li>喂食含0.5%胆固醇并添加50,000 U维生素D2（HC + VitD2）的饮食，持续8周。</li>
</ol>
4. 超声心动图
<ol>
	<li>球囊损伤术后8周，采用步骤2.1中所述相同方法对兔进行麻醉。</li>
	<li>使用二维经胸超声心动图观察主动脉瓣，并在短轴和长轴切面记录M型图像。
	<ol>
		<li>将兔仰卧位放置于超声检查台上。</li>
		<li>使用电动剃毛器和脱毛膏去除胸部区域的毛发。</li>
		<li>在胸部涂抹超声探头耦合剂（参见材料表）。</li>
		<li>调整探头位置，获取主动脉瓣的胸骨旁长轴切面和胸骨旁短轴切面图像。</li>
		<li>使用M型超声在长轴和短轴切面记录主动脉瓣图像，并保存图像以供后续分析。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 组织学分析
<ol>
	<li>超声心动图检查后，通过静脉注射氯化钾（KCl, 3 g/20 mL, 1 mL）处死家兔。</li>
	<li>打开胸腔，连同升主动脉7一起取出心脏，并将其置于含磷酸盐缓冲液（PBS）的冰上。</li>
	<li>立即将心脏浸入4%多聚甲醛（PFA）溶液中固定，随后包埋于石蜡中（参见材料表）。</li>
	<li>使用切片机将石蜡包埋的心脏组织切成4 µm厚的切片，并分别采用马松三色染色（MT）、茜素红染色和冯·科萨染色（参见材料表）对胶原沉积和瓣膜钙化情况进行评估8,9。</li>
</ol>

<ol><li>Aliev, G., Burnstock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Watanabe+rabbits+with+heritable+hypercholesterolaemia%3A+A+model+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Histology+and+Histopathology%22%5BJournal%5D)">Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis.</a> Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).</li>
<li>Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+aortic+valve+sclerosis+in+a+rabbit+model+of+atherosclerosis%3A+An+immunohistochemical+and+histological+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+Valve+Disease%22%5BJournal%5D)">Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study.</a> Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).</li>
<li>Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+aortic+valve+sclerosis+or+stenosis+in+rabbits%3A+role+of+cholesterol+and+calcium%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+Valve+Disease%22%5BJournal%5D)">Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium.</a> Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).</li>
<li>Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+calcific+aortic+valve+disease%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Inflammation%22%5BJournal%5D)">Animal models of calcific aortic valve disease.</a> International Journal of Inflammation. 2011, 364310(2011).</li>
<li>Honda, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+model+of+aortic+valve+stenosis+induced+by+direct+wire+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).</li>
<li>Niepmann, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graded+murine+wire-induced+aortic+valve+stenosis+model+mimics+human+functional+and+morphological+disease+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Research+in+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype.</a> Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).</li>
<li>Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+excision+of+murine+aorta%3B+A+versatile+technique+in+the+study+of+cardiovascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52172(2014).</li>
<li>Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((COX2+inhibition+reduces+aortic+valve+calcification+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).</li>
<li>Jung, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+dynamics+of+macrophage+heterogeneity+and+a+potential+function+of+Trem2%28hi%29+macrophages+in+infarcted+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts.</a> Nature Communications. 13 (1), 4580(2022).</li>
<li>Freeman, R. V., Otto, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectrum+of+calcific+aortic+valve+disease%3A+Pathogenesis%2C+disease+progression%2C+and+treatment+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies.</a> Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).</li>
<li>Lindman, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcific+aortic+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Disease+Primers%22%5BJournal%5D)">Calcific aortic stenosis.</a> Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006(2016).</li>
<li>Cuniberti, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+mild+aortic+valve+stenosis+in+a+rabbit+model+of+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension.</a> Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).</li>
<li>Marechaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+tissue+factor+in+experimental+aortic+valve+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis.</a> Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).</li>
<li>Hara, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progression+of+calcific+aortic+valve+sclerosis+in+WHHLMI+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits.</a> Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).</li>
</ol>

作者声明本研究无任何利益冲突。

动物主动脉瓣狭窄（AVS）模型常用于研究AVS的病理特征，包括AVS的起始与进展过程。本方案介绍了一种通过直接球囊损伤主动脉瓣所建立的新型兔AVS模型。本研究中，主动脉瓣损伤模型表现出明显的瓣叶增厚和钙化。与通过饮食补充诱导的轻度AVS模型相比，直接球囊损伤模型可选择性地损伤主动脉瓣，导致瓣叶增厚、活动受限，以及瓣叶增厚和钙化。这些结果与AVS的一般特征一致10,11。
通过饮食补充和基因操作诱导的常用AVS兔模型在实验研究中存在若干局限性12,13,14。在兔模型中形成显著狭窄通常需要比小鼠更长的喂养周期，可能导致明显的炎症和肝毒性。此外，这些模型中的饮食补充（如高胆固醇饮食和维生素D2）并不总能诱导出一致且显著的瓣膜狭窄。相比之下，本方案中描述的直接球囊损伤可对操作的主动脉瓣叶...

人们日益认识到，由于难以获得与主动脉瓣狭窄（AS）进展相关的病变人主动脉瓣的可靠来源，采用合适的动物模型有助于更好地理解主动脉瓣狭窄（AVS）背后的病理机制。在用于研究AVS的各种动物模型中，兔子是最常用的大型动物AVS模型之一，可通过补充胆固醇/维生素D2或基因操作来诱导建立AVS兔模型1,2,3,4。
尽管兔AVS模型已为AVS的发生和发展提供了重要的认识，但在我们的初步实验中仍发现，一致且可重复地诱导AVS仍然具有挑战性。
除了饮食诱导和遗传易感性动物模型外，还已通过小鼠的直接机械损伤建立了新的主动脉瓣狭窄（AVS）模型5,6。该机械损伤模型可成功诱导主动脉瓣狭窄，是在野生型小鼠中建立的一种简单且可重复的AVS模型。据我们所知，目前尚无研究探讨机械损伤对兔模型主动脉瓣的影响。因此，本研究提供了一种通过球囊直接损伤主动脉瓣在雄性新西兰白兔中诱导AVS的新方法，该方法能够准确模拟瓣膜性主动脉瓣狭窄的病理状态。本实验方案详细描述了术前准备、手术操作步骤以及术后护理，有助于建立可重复的兔AVS模型。

<table><tbody><tr><td>3-0 丝线缝合线</td><td>AILEE</td><td>SK312</td><td></td></tr><tr><td>4% 多聚甲醛（PFA）</td><td>内含子</td><td>IBS-BP031-2</td><td></td></tr><tr><td>茜素红溶液</td><td>Millpore</td><td>TMS-008-C</td><td></td></tr><tr><td>ASAHI SION BLUE&amp;nbsp;</td><td>ASAHI</td><td></td><td>导丝</td></tr><tr><td>背侧手术台覆盖物</td><td>尤汉·金佰利</td><td>80101-30</td><td></td></tr><tr><td>球囊充放气装置</td><td>德马克医疗</td><td>DID30s</td><td></td></tr><tr><td>Bionet 动物监护仪</td><td>BIONET</td><td>BM3 VET</td><td></td></tr><tr><td>C型臂</td><td>西门子医疗有限公司</td><td>Cios alpha</td><td></td></tr><tr><td>认证兔粮</td><td>普瑞纳</td><td>5322</td><td>4.7% 氢化椰子油，0.5% 胆固醇 &amp;和 1% 蔗糖</td></tr><tr><td>Curadle 智能培养箱</td><td>自动电泳</td><td>CS-CV206</td><td>重症监护室（ICU）</td></tr><tr><td>麦角钙化醇</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>E5750</td><td>维生素D2</td></tr><tr><td>Fechtner 结膜镊，钛制</td><td>WORLD PRECISSION 仪器</td><td>WP1820</td><td></td></tr><tr><td>镊子</td><td>HEBU</td><td>HB203</td><td></td></tr><tr><td>庆大霉素</td><td>Shin Poong</td><td></td><td></td></tr><tr><td>格隆溴铵&amp;nbsp;</td><td>SamChunDang</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Greenflex NS</td><td>DAI HAN PHARM</td><td></td><td>生理盐水 500 mL</td></tr><tr><td>苏木精溶液</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>HT1079-1 SET</td><td></td></tr><tr><td>肝素</td><td>JW制药</td><td></td><td>25,000 U</td></tr><tr><td>一次性使用输液器</td><td>SWOON MEDICAL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>碘</td><td>绿色制药</td><td></td><td></td></tr><tr><td>碘克沙醇</td><td>GE Healthcare</td><td>Visipaque</td><td>充盈溶液（造影剂）</td></tr><tr><td>22 G静脉导管</td><td>BD&amp;nbsp;</td><td>382423</td><td></td></tr><tr><td>24 G 静脉留置针</td><td>BD</td><td>382412</td><td></td></tr><tr><td>酮洛芬</td><td>SamChunDang</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 mL 鲁尔锁注射器</td><td>贝克顿·迪金森医疗</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3 mL 鲁尔锁注射器</td><td>Becton Dickinson 医疗</td><td></td><td></td></tr><tr><td>显微镜</td><td>OLYMPUS</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>切片机</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>HM 325</td><td></td></tr><tr><td>MT染色试剂盒</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT15-1kt</td><td></td></tr><tr><td>持针器</td><td>Solco</td><td>009-1304</td><td></td></tr><tr><td>带锁针持与缝合线</td><td>JEUNGDO BIO &amp;和植物</td><td>H-1222-18</td><td></td></tr><tr><td>石蜡</td><td>LK LABKOREA</td><td>H06-660-107</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>氯化钾 40</td><td>Daihan Pharm</td><td></td><td>KCl</td></tr><tr><td>理想亲水性鞘管</td><td>MERIT MEDICAL</td><td>PID4F11018SS</td><td>鞘管 4F</td></tr><tr><td>PTA球囊扩张导管</td><td>波士顿科学公司</td><td>H749-3903280208-0</td><td>球囊导管 8.0 mm</td></tr><tr><td>Rompun</td><td>Elanco</td><td></td><td>Xylaxine</td></tr><tr><td>无菌纱布</td><td>DAE HAN Medical</td><td></td><td>10 cm × 20 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>外科手套</td><td>Ansell</td><td>安塞尔</td><td></td></tr><tr><td>手术衣</td><td>尤汉·金佰利</td><td>90002-02</td><td></td></tr><tr><td>手术剪</td><td>诺帕，德国</td><td>AC020/16</td><td></td></tr><tr><td>手术胶带</td><td>3M 微孔胶带</td><td>1530-1</td><td></td></tr><tr><td>1 mL 注射器</td><td>新昌医疗</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 mL 注射器</td><td>新昌医疗</td><td></td><td></td></tr><tr><td>组织包埋盒</td><td>Scilav 韩国</td><td>Cas3003</td><td></td></tr><tr><td>换能器凝胶&amp;nbsp;</td><td>SUNGHEUNG</td><td>SH102</td><td></td></tr><tr><td>Tridol</td><td>Yuhan Corp.</td><td></td><td>盐酸曲马多</td></tr><tr><td>超声系统</td><td>Philps</td><td>Affiniti 50</td><td></td></tr><tr><td>Von Kossa 染色试剂盒</td><td>Abcam</td><td>ab105689</td><td></td></tr><tr><td>Zoletil 50</td><td>Virbac 韩国</td><td></td><td>替来他明 &amp;和唑拉西泮</td></tr></tbody></table>

经导管球囊损伤诱导的兔主动脉瓣狭窄模型

A Rabbit Aortic Valve Stenosis Model Induced by Direct Balloon Injury

由于难以获得可靠的病变人主动脉瓣组织来源，动物模型正逐渐成为研究主动脉瓣狭窄（AVS）病理机制的重要工具。在多种动物模型中，AVS兔模型是大动物研究中最常用的模型之一。然而，传统的AVS兔模型需要长期饮食干预和基因操作才能诱导出明显的主动脉瓣狭窄，限制了其在实验研究中的应用。为克服这些局限性，本文提出一种新的AVS兔模型，通过直接对主动脉瓣进行球囊损伤来诱导狭窄。本方案详细描述了在新西兰白兔（NZW）中成功诱导AVS的技术，包括术前准备、手术操作步骤以及术后护理的逐步流程。该模型操作简便且可重复，为研究AVS的起始与进展过程提供了有前景的方法，也为探索该疾病潜在的病理机制提供了有价值的工具。

通过主动脉瓣损伤诱导的兔主动脉瓣狭窄模型 
为建立兔主动脉瓣狭窄（AVS）模型，本研究选用体重为3.5–4.0 kg的雄性新西兰白兔。根据步骤2所述的手术方法（图2），通过主动脉瓣损伤建立AVS模型，该操作可导致机械性主动脉瓣退变及钙化。对照组包括喂饲含0.5%胆固醇的高胆固醇（HC）饮食并联合给予50,000 U维生素D2（VitD2）的兔子，此为已知的饮食诱导型AVS模型。
主动脉瓣的评估 
为评估主动脉瓣的结构变化，采用超声心动图短轴和长轴切面评价瓣叶的活动度和厚度。在主动脉瓣损伤后8周，超声心动图显示，与对照组兔子（包括野生型（WT）兔子以及未接受瓣膜损伤但喂食高胆固醇加维生素D2（HC + VitD2）饮食的兔子）相比，喂食HC + VitD2饮食且接受瓣膜损伤的兔子其瓣叶增厚且活动受限（图3）。
组织学...

需要合适的动物模型来理解主动脉瓣狭窄（AVS）的病理机制，并评估治疗干预措施的有效性。本方案描述了一种建立AVS兔模型的新方法 通过 直接球囊损伤 体内.

动物模型正逐渐成为理解主动脉瓣狭窄（AVS）病理机制的重要工具，这是由于缺乏……

由于难以获得可靠的病变人主动脉瓣组织来源，近年来动物模型逐渐成为研究主动脉瓣狭窄病理机制的重要工具。传统的兔主动脉瓣狭窄模型需要长期饮食干预和基因改造才能在主动脉瓣上诱导出显著的狭窄，限制了其在实验研究中的应用。本技术介绍了一种通过直接对兔主动脉瓣进行球囊损伤来诱导主动脉瓣狭窄的新方法，该方法能够准确模拟人类主动脉瓣狭窄的病理状态。演示该操作的人员为来自我监管部门的研究专家 Eun-Hye Park、Jin-Moo Kim 和 Eunmi Lee。首先准备扩张球囊导管套装：将装有生理盐水与市售造影剂1:1混合液的充/放气装置连接至球囊导管的鲁尔锁接头部分。用充气溶液填充球囊后，排出球囊导管中的空气。开始手术操作时，将一根24号静脉留置针插入麻醉后家兔的耳缘静脉。连接输液装置，以每千克100单位肝素的肝素化生理盐水进行灌注。随后，将家兔连接至多参数兽用监护仪，持续监测血氧饱和度（SpO₂）、体温和血压等生命体征。将兔子仰卧位放置在配备C臂X线透视仪的手术台上后，使用动物毛发剪去除颈部腹侧区域的毛发。用碘伏对切口区域进行消毒，并用手术巾覆盖兔子身体。为定位兔子心脏，打开C臂设备并选择用于心脏成像的透视模式。调整兔子的位置，确保心脏位于成像视野的中心。位置调整好后，在颈部皮肤上做一个长约三厘米的纵向切口，并使用手术剪剪开筋膜和脂肪组织。然后小心分离肌肉，直至暴露约3至3.5厘米的左侧颈总动脉（LCCA）。在暴露的左颈总动脉（LCCA）顶端和末端用3-0丝线结扎，以阻断血流。将22号静脉导管插入左颈总动脉（LCCA），然后经该导管将直径0.016英寸的导丝引入左心室，确保导管尖端位于C型臂成像视野的适当位置。接下来，撤出静脉导管，保留导丝，然后将4F鞘管沿导丝置入左侧颈总动脉（LCCA），以引入球囊导管。在C臂透视引导下，小心地将8毫米球囊导管沿导丝插入主动脉瓣。将球囊导管尖端置于主动脉瓣远端约1至2厘米处，并使用压力注气装置在6个大气压下注入充盈液使球囊膨胀。 接下来，将球囊导管推进至左心室或左心室心尖部，然后回撤至左心室流出道。在放气前重复此操作五次。撤出球囊导管及导丝，随后缓慢拔除位于左颈总动脉（LCCA）内的鞘管，并立即用缝线结扎LCCA，直至主动脉瓣水平。用生理盐水清洁切口区域，以清除血凝块。在使用3-0非吸收性缝线缝合肌肉和皮肤之前，检查穿刺部位是否有动脉出血。操作完成后，使用碘伏对伤口进行消毒。手术后，移除监测贴片和夹子，将兔子置于重症监护培养箱中。球囊损伤八周后，将麻醉后的兔子仰卧位放置于超声检查台上。剃除胸部区域的毛发后，在胸部涂抹超声探头凝胶。调整换能器以获取主动脉瓣的胸骨旁长轴切面和胸骨旁短轴切面。采用M型成像记录主动脉瓣图像，并保存图像以供后续分析。主动脉瓣结构改变评估结果显示，在主动脉瓣损伤后八周，饲以高胆固醇和维生素D2饮食的损伤兔与对照

a-rabbit-aortic-valve-stenosis-model-induced-by-direct-balloon-injury

Research

科研

JoVE Journal

Medicine

医学

球囊直接损伤诱导的兔主动脉瓣狭窄模型

本文介绍了一种优化的显微外科技术，用于构建模拟人类脑动脉分叉部动脉瘤的动脉分叉部动脉瘤模型。将静脉囊缝合至两侧颈总动脉人工创建的真实分叉处。借助改进的显微外科操作技术，以及积极的术后抗凝和镇痛措施，可显著降低动物手术并发症发生率，并实现较高的动脉瘤通畅率。...

兔模型中静脉 pouch 动脉分叉动脉瘤的显微外科技术：技术要点

来源：Wanderer, S., 等。兔动脉囊微血管吻合口动脉瘤模型。J. Vis. Exp.

利用经弹性蛋白酶处理的血管袋在兔体内建立实验性动脉瘤模型

本方案采用球囊导管对大鼠颈动脉造成管腔内损伤，从而诱导新生内膜增生。这是一种研究血管损伤后重塑机制的成熟模型，也广泛用于评估潜在治疗策略的有效性。...

大鼠颈动脉血管球囊损伤与管腔内给药

下述大鼠颈动脉球囊损伤模型可使研究人员评估能够抑制损伤诱导的动脉增生的药物或治疗方法。文中详细描述了术前准备、手术操作步骤以及动物的术后护理。...

一种用于测试抗血管重塑治疗药物的大鼠颈动脉球囊损伤模型

动脉粥样硬化的动物模型对于理解其发病机制以及探索预防斑块形成或破裂的新方法至关重要，而斑块破裂是工业化国家主要的死亡原因之一。本方案采用球囊损伤联合高胆固醇饮食的方法，在兔髂动脉中诱导形成动脉粥样硬化斑块。...

髂动脉球囊损伤的兔动脉粥样硬化加速模型：方法学视角

本文展示了一种小鼠模型，用于研究主动脉球囊损伤后肌性内膜增生（MH）的发展过程。...

基于球囊损伤诱导小鼠腹主动脉内膜增生

大鼠颈动脉球囊损伤模型模拟了临床上为恢复动脉粥样硬化血管血流而实施的血管成形术。该模型通过扩张动脉壁并剥脱内膜层的内皮细胞，诱发动脉损伤反应，最终导致血管重塑和内膜增生性反应。...

大鼠颈动脉压力控制节段性球囊损伤联合血管外膜周围治疗应用

开发和测试用于颅内动脉瘤治疗的血管内装置仍然具有重要意义。目前大多数动脉瘤模型要么缺乏动脉退化管壁的重要特征，要么无法模拟真实分叉处的血流动力学。因此，我们旨在设计一种新型的兔动脉囊状分叉模型。...

兔动脉囊微血管吻合分叉动脉瘤模型

本文介绍了在兔子体内通过显微外科技术构建大型分叉动脉瘤的方法，用于评估血管内治疗装置。...

兔体内大型分叉动脉瘤的显微外科构建及其在血管内治疗器械评估中的应用

连续动脉血压记录可用于研究各种血流动力学参数的影响。本报告展示了在缺血性卒中的大型动物模型中应用连续动脉血压监测，以确定卒中的病理生理机制、不同血流动力学因素的影响，以及评估新的治疗策略。...

缺血性卒中兔模型中血压的实时监测与调控

本研究展示了一种在兔子中建立急性区域性心肌缺血和再灌注损伤的动物模型，该模型具有高度可重复性，适用于通过左侧小切口开胸术进行存活实验，或通过正中胸骨切开术进行非存活实验。...

兔缺血-再灌注损伤模型

学习球囊直接损伤法建立兔主动脉瓣狭窄模型的完整操作流程。该技术通过导管介入在体诱导瓣膜病变，为研究主动脉瓣狭窄的发病机制及评估治疗方案提供可靠的动物实验平台。

经导管球囊损伤诱导的兔主动脉瓣狭窄模型

探索更多视频