Name: Hickman 导管在临床前猪模型中用于长期血管通路 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 51 s
Description: 学习在猪模型中置入隧道式Hickman导管以实现长期血管通路的技术。该方法支持每日采血和给药，并通过专用保护袋降低感染与机械损伤风险，提高临床前研究的可靠性。

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我们感谢美国陆军、海军、国立卫生研究院（NIH）、空军、退伍军人事务部（VA）以及卫生事务部门对AFIRM II项目在资助号CTA05：W81XWH-13-2-0052和CTA06：W81XWH-13-2-0053下的支持。美国陆军医学研究采购活动办公室（U.S. Army Medical Research Acquisition Activity），地址为马里兰州迪特里克堡钱德勒街820号，邮编21702-5014，是本项目的授标与管理采购机构。文中观点、解释、结论和建议均为作者个人意见，不一定代表美国国防部的观点，亦不为其所认可。此外，我们感谢美国国防部国会指定医学研究项目（CDMRP）下的重建移植研究计划（RTRP）提供的支持，资助号分别为W81XWH-17-1-0280、W81XWH-17-1-0624、W81XWH-17-1-0287和W81XWH18-1-0795。我们同时感谢约翰斯·霍普金斯大学医学院整形与重建外科系的支持。另外，我们还要感谢全体兽医团队成员，包括Melanie Adams、Karen Goss、Haley Smoot、Kayla Schonvisky和Victoria Manahan。

所有动物实验操作均依照约翰斯·霍普金斯大学机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准的动物实验方案进行。接受导管置入的猪只包括来自麻省总医院（MGH）猪群的微型猪、尤卡坦猪，以及来自农业供应商的约克夏杂交猪（20–40 kg），性别不限。导管置入时猪只年龄为3至10个月。导管可在动物实验操作前后的任何时间置入，但建议提前置入，以便采集基线血液数值。此外，建议在进行任何实验操作前，给予猪至少1周的适应期。
1. 术前规划
<ol>
	<li>手术前，应由兽医对所有动物进行彻底的临床评估。</li>
	<li>术前至少禁食 12 小时（不禁水）。可自由饮水 随意 始终称重动物以进行受控药物给药。</li>
	<li>手术当天，将氯胺酮（20–30 mg/kg）和赛拉嗪（2–3 mg/kg，肌肉注射[IM]）混合于同一注射器中，对动物进行镇静。如有必要，可缓慢静脉注射（IV）给予镇静剂（氯胺酮和赛拉嗪）。麻醉期间使用无菌眼膏涂抹眼睛，以防止角膜干燥。</li>
	<li>在耳缘静脉放置静脉导管，并在手术过程中持续输注0.9%生理盐水或乳酸林格液作为维持液体，输注速率为5-10 mL/(kg∙h)。</li>
	<li>当动物处于仰卧位时，插入合适尺寸的气管插管，&#160;连接至麻醉机，并放置于&#160;手动通气&#160;（以 0.5–3% 异氟烷和 1–2 L 氧气维持）2/分钟</li>
	<li>给予预先镇痛（0.02 mg/kg 布托啡诺，静脉注射）；根据需要在术中追加布托啡诺剂量。术前10分钟给予预防性抗生素（20–22 mg/kg 头孢唑林，静脉注射），之后每90分钟术中给药一次。手术开始前静脉注射一次泮托拉唑（0.5–1.0 mg/kg）和马罗皮坦柠檬酸盐（1 mg/kg）。</li>
	<li>剃除颈部腹侧和背侧的毛发，作为中心静脉导管置入部位。使用氯己定溶液对术区进行初步消毒准备。</li>
	<li>确认猪处于适当的外科麻醉水平。通过测试眼睑反射和下颌张力来评估麻醉深度。如有必要，可增加吸入麻醉剂或缓慢静脉注射额外的镇静剂（如氯胺酮）以达到理想效果。</li>
	<li>将猪转移到手术台上。</li>
</ol>
2. 术中监测
<ol>
	<li>在维持麻醉期间，持续监测心率和心电图、无创血压、脉搏血氧饱和度、二氧化碳波形监测以及食管或直肠温度，至少每15分钟记录一次。
	<ol>
		<li>无创监测血压 通过 在肢体或尾部使用血压袖带。</li>
		<li>使用呼吸机以更精确地调节呼吸和吸入麻醉剂的给药。呼吸机参数设置时，确保潮气量在5-10 mL/kg范围内。在整个手术过程中，根据动物的麻醉深度调整呼吸频率；将最大压力限值设为20 mmHg。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>手术过程中使用温控暖风毯或加热垫，以防止低体温。</li>
</ol>
3. 手术准备
<ol>
	<li>指定至少两名人员为无菌操作者（外科医生和助手），以及至少两名人员为非无菌操作者（巡回护士和麻醉师）。</li>
	<li>在全身麻醉下，将猪置于手术台上的俯卧位，并固定其四肢以保持稳定（图1）。</li>
	<li>以无菌方式准备手术区域：使用氯己定和70%乙醇交替擦洗三次，随后在皮肤表面使用离子载体，确保至少10分钟的接触时间。对以下两个区域进行无菌处理：
	<ol>
		<li>在腹侧，范围从下颌角延伸至胸骨中段，并向两侧延伸至胸锁乳突肌的外侧边界。在已消毒区域的边界处放置无菌毛巾。</li>
		<li>在背侧，准备与目标颈内静脉（IJV）同侧的背外侧颈部区域。在颈部背侧下方及背侧手术区域上方覆盖无菌毛巾，以便在腹侧区域操作时维持无菌状态。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在猪体上覆盖无菌手术单，并在手术单上剪开一个矩形区域以暴露腹侧手术区。</li>
	<li>在另一张铺有无菌单的桌子上，将双腔导管（HC）连接至一段较长的导入装置。
	<ol>
		<li>将螺纹接头（claves）旋紧在每条管腔末端的鲁尔锁接头（luer lock adapters）上（宽管：红色；窄管：白色）。用10 mL的0.9%生理盐水冲洗红色和白色管路，然后夹闭两条管路。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 颈内静脉的识别与准备
<ol>
	<li>在腹侧区域，于气管与胸锁乳突肌内侧缘之间做一条4 cm的切口（图2）。切开颈阔肌并分离结缔组织，暴露位于胸锁乳突肌外侧缘的颈内静脉（IJV）。</li>
	<li>使用4-0涂层编织不可吸收缝线结扎并切断颈内静脉的分支，游离3-4 cm长的静脉段。将颈内静脉周围结缔组织进行环周分离。在导管插入过程中，用两根涂层编织不可吸收缝线环绕静脉以悬吊并稳定颈内静脉（图3）。
	<ol>
		<li>在颈内静脉的头端，将一根涂层编织不可吸收缝线从血管下方穿过两次，形成环绕血管的环状结扎线。</li>
		<li>在颈内静脉的尾端，将一根涂层编织不可吸收缝线从血管下方穿过一次，形成吊带状缝线。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>松开缝线的牵拉力。在手术区域放置无菌生理盐水浸湿的纱布，以保护血管并维持缝线位置。</li>
</ol>
5. 导管出口部位准备
<ol>
	<li>重新定位猪 通过 向非手术侧侧倾以暴露同侧背侧手术区域。重新固定四肢（图4).</li>
	<li>使用10号刀片手术刀，在预定的导管出口位置的皮肤上做一个0.5 cm的穿刺口，该位置位于脊柱外侧3 cm、头部尾侧5 cm处（图5).</li>
</ol>
6. 导管的置入与隧道形成
<ol>
	<li>在腹侧术区，移除湿纱布并重新确认已分离的颈外静脉（IJV）节段。选择一个目标穿刺点，用于皮下置入导管。确保该穿刺点与颈外静脉处于相同深度，位于胸锁乳突肌深面，并处于两根带涂层编织的不可吸收缝线结扎点之间（图6）。 
	注意：&#160;皮内缝合的线结应埋于皮肤下方。由于深层真皮缝线为确保稳定性而多次打结，有时会占据比预期更大的空间，可能透过皮肤暴露。这种小范围的暴露并不构成显著问题，即使存在局部暴露，皮肤仍应正常愈合。</li>
	<li>将优势手置于背侧手术区域，非优势手置于腹侧手术区域。在背侧手术区域持握HC导引器。将导管剩余部分悬于无菌区域上方的空气中。</li>
	<li>用优势手将导引器插入穿出点，使装置尖端朝向腹侧术区中的非优势手方向。</li>
	<li>用优势手将导引器尖端浅表地向内侧推进，穿过脂肪组织形成皮下隧道，同时用非优势手感知导引器尖端的出现。当尖端到达目标穿刺点时，将导引器和导管拉过皮下隧道，直至主干导管的套管 cuff 刚好位于背侧术区皮肤表面下方。</li>
	<li>将导引器从导管上剪下。在腹侧手术部位重新覆盖湿纱布。</li>
</ol>
7. 导管插入
<ol>
	<li>将猪重新置于仰卧位。重新固定四肢，更换无菌手套，并移除腹侧手术部位的纱布。</li>
	<li>夹紧头端和尾端的带涂层编织不可吸收缝合线结的末端，将止血钳置于手术巾上，使颈内静脉节段轻微抬高。</li>
	<li>将导管末端剪至大约可到达猪胸骨长度1/3处的长度。 
	注意：为避免导管碎片脱落或管路堵塞，应沿垂直于导管的方向一次性切断导管尖端，尽量减少对导管尖端的操作。插入后，导管尖端应位于上腔静脉内，紧邻右心房的头侧。图7).&#160;</li>
	<li>使用 Adson-Brown 镊子夹住分离出的颈内静脉（IJV）段中段。在同一位置，用弯头 Metzenbaum 剪刀将血管剪至半断。</li>
	<li>用Adson-Brown镊子夹住颈外静脉节段的同时，将静脉钩插入血管的尾侧段图6在保持颅侧缝合线张力的同时，将导管末端向尾侧插入并穿入血管。导管完全插入后，打一个结固定尾侧缝合线，以暂时固定导管。</li>
	<li>在无菌区域外测试两条管路的通畅性 通过 使用3-5 mL的0.9%生理盐水进行采血和冲洗，随后使用5 mL浓度为100 USP单位/mL的肝素化盐水冲洗。</li>
	<li>确认通畅后，将尾端结扎线再打一至两结，以固定颈外静脉远端围绕静脉导管的部分。将头端结扎线打一个结，以阻断颈外静脉节段内的血流。</li>
	<li>逐层关闭腹侧手术切口：使用3-0编织可吸收缝线间断缝合胸骨舌骨肌&#160;缝合，以及使用3-0单丝可吸收缝线进行皮下连续缝合。</li>
</ol>
8. 固定导管
<ol>
	<li>取下猪的遮盖物，重新置于仰卧位，再次固定四肢。</li>
	<li>在超过三个位置将导管固定于动物皮肤，以防止导管脱落（图8).
	<ol>
		<li>调整HC的方向，使其形成一个 &#34;U&#34; 形状</li>
		<li>确定各点位置：第一个点应位于出口部位2 cm范围内，第二个点位于导管分叉处，即红白标线分隔的位置，第三个点位于顶端 &#34;U&#34; 前两个点之间</li>
		<li>在每个位置，将一段约3厘米长的1英寸医用胶带置于导管上方，使两侧形成翼状。使用0号合成单丝不可吸收聚丙烯缝线，将每侧翼状部分固定于皮肤。 通过 单个简单的间断缝合。在分叉部分的第二点，通过两线之间的间隙添加一个间断缝合，并确保结打在胶带上方，以防止刺激。 
		注意：&#160;根据背部颈部穿刺口的大小，可采用单纯间断缝合以缩小创口，降低导管意外脱出皮肤的风险。确保导管周围的套管保持在皮下。</li>
		<li>在无菌区外测试白色和红色管路的通畅性 通过 使用10 mL 0.9%生理盐水和10 mL肝素化盐水进行采血和冲洗。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>制作保护性颈圈。
	<ol>
		<li>用棉垫在颈部以以下方式缠绕三到四圈：
		<ol>
			<li>从颈部背侧左 cranial 角开始，斜向缠绕至右 caudal 角，每次经过红白线条时交替选择从其上方或下方通过。绕至颈部下方后，继续缠绕至左 caudal 角。再斜向缠绕至右 cranial 角，经过红白线条时同样交替选择上方或下方，最后回到起始点即左 cranial 角。后续每一圈缠绕均需交替跨越红白线条的上下方。 
			注意：颈圈应完全覆盖皮肤附着部位和头罩（HC）的主线，仅留出并暴露红色和白色导管。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>用弹性黏性绷带在颈部以与棉垫相同的方式（步骤8.4.1）缠绕3至4圈。如果绷带覆盖了导管，需在绷带适当位置剪开一条口子以容纳导管。 
		注意：请勿将此层包裹过紧，应确保手指能够轻松地从保护套环的整个圆周下方滑入。</li>
		<li>使用0号合成单丝不可吸收聚丙烯缝线，将敷料末端的每个角缝合至下方组织层，以固定其位置。</li>
		<li>使用0号合成单丝不可吸收聚丙烯缝线，在脊柱两侧的头端和尾端外侧皮肤处分别以水平褥式缝合法将套管固定于皮肤，确保结打在敷料上方。</li>
		<li>创建导管袋以保护和存放红色和白色导线图9).
		<ol>
			<li>裁剪一段长约100 cm、宽约7.5 cm的弹性粘性胶带。</li>
			<li>测量一段约16 cm的胶带。将胶带对折，使粘性面相互贴合，形成一段长度为16 cm、具有两层胶带的搭片。用剩余的胶带重复此操作两次，共制成三段长度相同的搭片 &#34;W&#34; 形状（图10).</li>
			<li>将剩余的胶带尾端折过三个翻边的边缘。将胶带尾端朝上放置，从上至下依次将翻边编号为1-3。从尾端边缘开始，顺时针方向将各侧边编号为1-4。</li>
			<li>在第4侧，从第2个翻边沿长度方向去除一条狭长部分，两端各保留1 cm，去除部分的宽度约为1 cm。</li>
			<li>使用0号涂层编织不可吸收缝线进行连续缝合：将瓣1和瓣3在4侧缝合在一起，将瓣1、瓣2和瓣3在3侧缝合在一起，将瓣1和瓣2在2侧缝合在一起。在瓣1的中心处剪出一个2 cm的孔。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>将瓣1朝下放置，使孔与线条穿出颈圈的点对齐，并调整袋的方向使其开口朝向尾侧。确保该袋位于颈部背侧中线或略偏外侧。</li>
		<li>将红白两根线穿过盖板1的孔洞。确保线平放在盖板1与盖板2之间，盖板3朝上（图8).</li>
		<li>使用0号合成单丝不可吸收聚丙烯缝线，在囊袋每个角以及各边缘中点处，以单纯间断缝合法将囊袋固定于套环上。切勿穿过皮肤进行缝合。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
9. 术后护理
<ol>
	<li>从麻醉中恢复后，将猪放回其原有笼具中。由于猪有咀嚼的习性，应确保单独饲养，以防止同种猪只咬除导管。若与其他猪相邻饲养，应在笼具之间设置屏障，防止猪只穿过笼具咬伤导管。</li>
	<li>在术后早期阶段，至少每天观察动物一次，检查疼痛、感染及伤口愈合情况。此期间的健康指标包括呼吸频率、心率、体温、精力状态、食欲和饮水量。若出现疼痛迹象，可追加镇痛药物（例如每48小时给予0.12 mg/kg缓释型布托啡诺[SR] LAB）。从术后第1天（POD 1）开始，每日进行导管维护（步骤10）并对手术部位进行肉眼检查。 
	注意：&#160;选择采用此Hickman导管置入技术的研究人员可根据实际情况调整为多模式镇痛方案；但非甾体抗炎药（NSAIDs）可能因实验设计的其他因素而影响研究结果，因此在制定镇痛方案前应充分考虑这一点。</li>
	<li>待导管手术部位完全愈合后，对动物进行常规监测：每周测量一次体重，并在每日导管维护过程中进行肉眼检查。若出现食欲下降或精神萎靡等感染迹象，应及时咨询兽医。如需进行全血细胞计数，可从红色管路采集血液。 
	&#8203;注意：感染动物常表现为以中性粒细胞增多为特征的白细胞增多症。</li>
</ol>
10. 导管维护
<ol>
	<li>将较宽的红色导管专门用于采血，较窄的白色导管专门用于给药。操作导管时务必戴手套。 
	注意：具体用途可能根据研究设计的不同而有所调整。</li>
	<li>每日冲洗红色（指定用于采血）导管，以评估通畅性并防止凝血，操作步骤如下：
	<ol>
		<li>采用无菌技术：每一步操作之间均使用酒精棉片擦拭 clave 接头和注射器针头。若 clave 或注射器被污染，请在继续操作前更换受污染的材料。</li>
		<li>向导管内注入 1 mL 0.9% 生理盐水。确认液体可在无需过度用力的情况下顺利冲洗，以避免将导管内的血凝块推入动物体内。</li>
		<li>回抽 2 mL 液体。通过观察回抽液体为深红色血液，确认导管通畅。</li>
		<li>如需采血，连接空注射器，回抽所需量的血液。 
		注意：若采集血液过多，可将多余血液通过导管推回动物体内，以减少失血。但仅当含有血液的注射器在整个操作过程中始终保持无菌操作时方可进行此操作。切勿将受污染的血液重新注入中心静脉导管。</li>
		<li>使用 5 mL 含 100 USP/mL 肝素的生理盐水冲洗导管，或使用足以冲洗整个导管容积的量。夹闭导管，将其放回保护套袋中，注意避免导管扭曲或打结。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>每日冲洗白色（指定用于给药）导管，以评估通畅性并防止凝血，操作步骤如下：
	<ol>
		<li>采用无菌技术：每一步操作之间均使用酒精棉片擦拭 clave 接头和注射器针头。若 clave 或注射器被污染，请在继续操作前更换受污染的材料。</li>
		<li>向导管内注入 1 mL 0.9% 生理盐水。确认液体可在无需过度用力的情况下顺利冲洗，以避免将导管内的血凝块推入动物体内。</li>
		<li>通过该导管以特定药物要求的速度和稀释度给药。不同药物之间使用 1–3 mL 0.9% 生理盐水冲洗导管。</li>
		<li>使用 5 mL 含 100 USP/mL 肝素的生理盐水冲洗导管，或使用足以冲洗整个导管容积的量。夹闭导管，将其放回保护套袋中，注意避免导管扭曲或打结。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>每日检查 clave 接头是否有功能异常、破损或被血液、食物或粪便明显污染的迹象。如有上述情况，应立即更换 clave。每日目视检查 Hickman 导管套袋及保护性颈圈，确保第 8.2 和 8.3 步骤中缝合的缝线保持完整。</li>
</ol>

Hickman Catheter for Long-Term Vascular Access in Swine

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所有作者均对本文中提到的任何产品、设备或药物没有经济利益关系。

尽管中心静脉导管（CVC）在大动物研究中具有多种功能，但目前文献中尚无针对超过30天的长期试验中安全、可持续使用的统一方案。本方案在质量改进过程中，对导管插入、皮肤固定以及在自制袋中储存的分步操作进行了重大优化。因此，本方案提出了一种高效且有效的导管使用技术，可在确保动物福利并尽量减少并发症的同时，实现可靠的静脉通路。
本方案的临床与研究应用 
猪被广泛应用于生物医学研究的多个领域，自20世纪80年代初以来，其作为临床前模型的使用显著增加18。值得注意的是，猪在许多解剖学和生理学特征上与人类高度相似，使其成为多种疾病的理想模型，并成为外科手术和介入性操作方案中最主要的实验动物之一19。由于猪的心血管系统、皮肤系统、泌尿系统、消化系统和肾脏系统与人类具有较高的可比性，这些系统是猪模型中最常见的研究对象。猪是腹腔镜和内镜技术培训、器官移植、毒理学、药学以及生物医学器械评估等领域的主要实验模型18<su...

中心静脉导管（CVCs）在患者护理中的不可或缺作用源于其使用便捷、安全性良好以及用途广泛1中心静脉导管（CVC）的功能包括为全肠外营养、造血干细胞移植、血浆置换/单采、以及高效输注液体、血液或联合药物提供可靠的通路2在兽医学中，中心静脉导管也可减轻动物的不适 通过 刺激性药物的快速稀释及无需反复静脉穿刺的采血3尽管中心静脉导管具有广泛的应用，但在大型动物研究中使用中心静脉导管仍存在若干显著挑战4.
经皮中心静脉导管置入 通过 对于非兽医研究人员而言，导丝或引入导管的操作可能较为困难，尤其是在静脉结构较深的动物中5不正确的中心静脉导管安装技术可能导致导管意外置入邻近结构，因此需要超声引导下置管或术后影像学检查以确认导管位置6然而，与人类手术室相比，许多大型动物研究实验室并不容易获得超声设备。此外，留置导管的长期使用可能导致导管扭曲、穿孔、感染或被动物自行拔出，从而可能影响及时治疗、临床监测及研究结果的准确性4,7中心静脉导管（CVC）的更换需要额外资源，包括材料采购、手术安排、禁食时间以及影像学检查的获取。因此，CVC相关并发症可能对转化研究的顺利开展造成显著的技术和经济障碍，尤其在猪模型中更为突出。食物或粪便污染、抓挠笼壁以及踢打刺激部位等行为均可能导致CVC受损，而长期使用会进一步增加CVC相关并发症的风险。因此，在猪模型中实现CVC的安全且无并发症的维护，必须审慎考虑导管的选择、置入位置、固定方式、保护措施、卫生管理及持续监测。
本方案中使用的 Hickman 导管（HC）是一种带有涤纶套和一个至三个管腔的隧道式中心静脉导管，常用于人类和动物的长期静脉通路1,4,8,9。与非隧道式导管相比，隧道式导管技术相关并发症发生率较低，维护成本也更低10,11,12。涤纶套可嵌入导管穿出皮肤部位周围的皮下组织，从而减少 HC 脱出的风险。多管腔设计还可实现给药与采血的分离，进而降低血液样本污染和检测误差的发生。尽管如此，HC 的使用仍存在诸多挑战，最常见的问题包括导管断裂、移位、堵塞和感染13,14,15,16。因此，在转化医学研究中，正确置入和维护 HC 是不可或缺的技术环节。然而，目前文献中关于在猪模型长期实验中 HC 使用的最佳实践仍缺乏明确指导5,6,17。
本研究旨在概述一种优化的导管插入方法，即将导管置入猪的颈内静脉（IJV），并进行皮肤固定和持久保护，以最大限度地减少长期导管相关并发症及不适。本文还讨论了使用导管时的重要注意事项、可能遇到的潜在挑战，以及可提高该方法质量的改进措施。

<table><tbody><tr><td>#10 刀片</td><td>Medline</td><td>MDS15110</td><td></td></tr><tr><td>0.9% 无菌氯化钠</td><td>Baxter&amp;nbsp;</td><td>2F7123</td><td></td></tr><tr><td>0-0 涂层编织不可吸收缝线</td><td>Covidien</td><td>S-196</td><td></td></tr><tr><td>0-0 合成单丝不可吸收聚丙烯缝线</td><td>Ethicon</td><td>8690H</td><td></td></tr><tr><td>1 英寸医用胶带</td><td>3M</td><td>1548S-1</td><td></td></tr><tr><td>10 USP 单位/mL 肝素冲洗液</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>306424</td><td></td></tr><tr><td>3-0 编织可吸收缝线</td><td>Covidien</td><td>SL-636（切割针）、GL-122（圆锥针）</td><td></td></tr><tr><td>3-0 单丝可吸收缝线</td><td>Covidien</td><td>SM-922（切割针）、CM-882（圆锥针）</td><td></td></tr><tr><td>4-0 涂层编织不可吸收结扎线</td><td>Ethicon</td><td>A303H</td><td></td></tr><tr><td>70% 乙醇</td><td>Vedco</td><td>VINV-IPA7</td><td></td></tr><tr><td>Adson 组织镊</td><td>MPM Medical Supply</td><td>132-508</td><td></td></tr><tr><td>Adson-Brown 镊子</td><td>MPM Medical Supply</td><td>106-2572</td><td></td></tr><tr><td>空气加温毯和垫</td><td>3M Bair Hugger</td><td>UPC 00608223595770</td><td></td></tr><tr><td>Backhaus 毛巾钳</td><td>MPM Medical Supply</td><td>117-5508</td><td></td></tr><tr><td>Brown 持针器</td><td>MPM Medical Supply</td><td>110-1513</td><td></td></tr><tr><td>布托啡诺</td><td>PAR Pharmaceutical</td><td>3003408B</td><td></td></tr><tr><td>头孢唑林</td><td>Hikma Farmacuetica (Portugal)</td><td>PLB 133-WES/1</td><td></td></tr><tr><td>氯己定</td><td>Vet One</td><td>501027</td><td></td></tr><tr><td>Clave 接头</td><td>Baxter</td><td>7N8399</td><td></td></tr><tr><td>棉垫</td><td>Medline</td><td>NON6027</td><td></td></tr><tr><td>Debakey 镊子</td><td>MPM Medical Supply</td><td>106-5015</td><td></td></tr><tr><td>弹性粘性绷带胶带</td><td>3M</td><td>XH002016489</td><td></td></tr><tr><td>Halstead 蚊式止血钳</td><td>MPM Medical Supply</td><td>115-4612</td><td></td></tr><tr><td>Hickman 导管</td><td>Bard Access Systems</td><td>603710</td><td></td></tr><tr><td>Hickman 导管修复套件，7Fr，红色和白色连接器</td><td>Bard Access Systems</td><td>0601690（红色）、0601680（白色）、502017</td><td></td></tr><tr><td>Kelly 止血钳</td><td>MPM Medical Supply</td><td>115-7014</td><td></td></tr><tr><td>氯胺酮</td><td>Vet One</td><td>383010-03</td><td></td></tr><tr><td>乳酸林格氏液</td><td>Baxter</td><td>2B2324X</td><td></td></tr><tr><td>马罗匹坦柠檬酸盐</td><td>Zoetis</td><td>106</td><td></td></tr><tr><td>Mayo 剪刀</td><td>MPM Medical Supply</td><td>103-5014</td><td></td></tr><tr><td>Metzenbaum 剪刀</td><td>MPM Medical Supply</td><td>132-711</td><td></td></tr><tr><td>泮托拉唑</td><td>JH Pharmacy</td><td>NDC 0143-9284-10</td><td></td></tr><tr><td>手术刀片手柄</td><td>Medline</td><td>MDS10801</td><td></td></tr><tr><td>静脉钩</td><td>SAI infusion technologies</td><td>VP-10</td><td></td></tr><tr><td>兽用眼科软膏</td><td>Dechra</td><td>IS4398</td><td></td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td>Vet One</td><td>510004</td><td></td></tr></tbody></table>

用于临床前猪模型长期血管通路的 hickman 导管使用

Hickman Catheter Use for Long-Term Vascular Access in a Preclinical Swine Model

中心静脉导管（CVC）在大型动物研究中具有重要价值，因其可支持多种医疗应用，包括血液监测以及可靠地进行静脉输液和给药。其中，隧道式多腔 Hickman 导管（HC）由于脱出率和并发症发生率较低，在猪模型中被广泛使用。尽管与其他中心静脉导管相比并发症较少，但与 HC 相关的发病情况仍构成重大挑战，可能显著延误或对正在进行的研究产生不利影响。正确置入和维护 HC 对预防这些并发症至关重要，但目前尚无关于最佳操作规范的共识。本方案旨在全面描述一种用于猪模型的隧道式 HC 置入与维护方法，以减少与 HC 相关的并发症和发病风险。该技术已在 &gt;100 头猪中应用，实现了最长达 8 个月无并发症的通畅导管使用，且未发生导管相关死亡或腹部手术部位感染。本方案提供了一种延长 HC 使用寿命的方法，并就使用过程中可能出现的问题提供处理指导。

在我们的实验室中，已有超过100头猪成功接受了肝素涂层（HC）导管植入。由外科医生、助手、巡回护士和麻醉师组成的团队可在1小时以内安全、准确地完成导管的放置与固定。导管囊袋的制备大约需要15至20分钟。该技术操作简便，易于教学，在经过监督指导后，兽医、外科住院医师及医学生均能成功实施该技术。
HC 在体内保留长达 8 个月，未发生并发症或需要翻修。在最近一组包含 32 头猪的代表性队列中，实验终点时间范围为 8 至 132 天，其中 78.13% 的 HC 保持通畅直至实验终点（图 11）。对于因出现临床指征而需实施安乐死并进行诊断性尸检的猪，尸检记录显示 HC 正确置于 IJV 内，未见血栓、碎屑或感染迹象。需要干预的并发症发生率较低：9.38% 的 HC 在 30 天前需要移除或更换，12.5% 在 30 天或之后需要移除或更换。此外，9.38% 的 HC 在镇静下需要对原导管进行小修（图 11）。导管功能受损的原因并非总能明确，但已知病因包括移位、穿孔和内部...

本文介绍了一种在猪体内植入和维护隧道式希克曼导管以实现长期血管通路的可靠且可重复的方法。中心静脉导管的置入可方便地对清醒动物进行每日全血采样，并可用于静脉给药和输液。

用于临床前猪模型长期血管通路的 Hickman 导管使用

中心静脉导管（CVCs）在大型动物研究中是极为重要的装置，因其可促进多种医学应用，包括采血……

本方案描述了一种可靠且可重复的技术，用于在大型动物模型中植入和维护经隧道式 Hickman 导管，以实现长期血管通路。该方法可方便地每日从清醒动物采集全血，并进行静脉给药和输液。在大型动物中，长期中心静脉导管面临的主要挑战之一是感染和损伤，因为大型动物有时能够接触到导管并造成机械性创伤。为了应对这些挑战，我们团队设计了特殊的保护袋，可在保护导管线路的同时仍便于接触导管。中心静脉导管在大型动物研究中是极为重要的装置，因其可支持多种医疗应用，但目前对于其置入与维护的最佳实践尚无统一共识。为此，我们提出了一项全面的方案，详细描述了在猪体内正确放置隧道式 Hickman 导管的方法，以最大限度减少与导管相关的并发症及病患率。在超过100头猪中应用本方法已实现长期通畅并显著降低并发症发生率。本方案提供了一种优化Hickman导管使用寿命的方法，并指导使用过程中相关问题的处理。首先，将麻醉后的猪置于手术台上。在腹侧区域，于气管与胸锁乳突肌内侧缘之间做一个四厘米长的切口。切开颈浅肌并分离结缔组织，暴露位于胸锁乳突肌外侧缘的颈内静脉（IJV）。随后，使用4-0涂层编织不可吸收缝线结扎其分支，游离出三至四厘米长的IJV。从周围的结缔组织中环周性分离。在颈内静脉（IJV）的头端，将一根带涂层的编织不可吸收缝线从血管下方穿过两次，形成环绕血管的环状结扎线。在尾端，将缝线从血管下方穿过一次，形成吊带状结构。进行导管出口部位准备时，将猪通过向非手术侧侧倾，以暴露同侧背部手术区域。四肢重新固定后，使用10号刀片手术刀在预期的导管出口位置刺入皮肤，该位置位于脊柱外侧3厘米、头部尾侧5厘米处，切口直径为0.5厘米。进行导管隧道建立时，移除湿润纱布，重新确认已分离的颈内静脉（IJV）节段。然后，选择一个皮下导管置入的目标入口部位，该部位应与颈内静脉（IJV）处于相同深度，位置在胸锁乳突肌深面，并位于两根带涂层编织的不可吸收缝线结扎线之间。用优势手持 Hickman 导管导入器置于背侧手术区域，将导管剩余长度悬置于无菌区域上方的空气中。非优势手应置于腹侧手术区域。用优势手将导引器插入穿出部位，使装置的尖端朝向非优势手所在的腹侧区域。将导引器的尖端在皮下浅层向内推进，以在脂肪组织中建立导管通路，同时用非优势手感知导引器尖端的出现。当导引器尖端到达目标进入部位时，将导引器和导管通过皮下隧道拉出，直至主腔导管的套环刚好位于背侧区域皮肤表面下方。将导管末端剪至大约可到达猪胸骨长度1/3处的长度。使用Addison Brown镊子夹住分离出的颈静脉段中点，用弯头Metzenbaum剪刀在血管壁上剪开一半。在夹持颈静脉段的同时，将静脉钩插入血管的尾侧段。在保持颅侧缝合线张力的同时，将导管末端向尾侧插入并穿入血管。导管完全插入后，将尾侧缝合线打一个结，以暂时固定 Hickman 导管。确认导管通畅后，将尾侧缝合线打两个结，以牢固固定围绕静脉导管的远端颈内静脉节段。然后，结扎头侧缝合线一次，以阻断颈内静脉（IJV）节段的血流。操作完成后，关闭腹侧手术切口时，先用3-0编织可吸收缝线行皮下肌层间断缝合，再用3-0单丝可吸收缝线行皮下连续缝合。为了将 Hickman 导管固定在动物皮肤上，应将 Hickman 导管摆放成 U 形。然后确定三个固定点。第一个点位于出口部位周围两厘米范围内。第二个点位于导管分叉处，即红色和白色标线分开的位置。第三个点位于前两个点之间U形的顶部。在每个位置，将一条3厘米长、1英寸宽的医用胶带贴在导管上，两侧形成翼状。使用0号单丝、不可吸收的聚丙烯缝线，通过单个间断缝合将每个翼片固定于皮肤上。在分叉部分的第二点，通过两条线之间的间隙添加一个间断缝合，并确保结打在胶带上方，以防止刺激。在无菌区域外，通过抽血和冲管测试白色和红色管路的通畅性，分别使用10毫升0.9%生理盐水和10毫升肝素化盐水进行冲洗。当制备好具有所需数量瓣膜的导管囊袋后，将囊袋上的孔洞与瓣膜一与导线穿出颈圈的位置对齐，并调整方向，使囊袋开口朝向尾侧。确保囊袋位于颈部背侧正中线或稍偏外侧。随后将红色和白色导线从瓣膜一的孔洞中穿出，确保导线平展地置于瓣膜一与瓣膜二之间，且瓣膜三朝上。使用0号合成单丝不可吸收聚丙烯缝线，以单纯间断缝合法在储液囊的每个角以及两端中点处将其固定于导管护套上。切勿缝穿皮肤。在一组终点时间为8至132天的32只猪的代表性队列中，78.13%的 Hickman 导管保持通畅直至实验终点。在9.38%的病例中需要进行小规模修复，而在30天前后需要移除或更换的比例分别为9.38%和12.5%。导管失效的原因包括移位、穿孔和内部堵塞。然而，及时进行修复和更换后，功能成功率达到100%，且未对数据采集造成显著干扰。

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学习在猪模型中置入隧道式Hickman导管以实现长期血管通路的技术。该方法支持每日采血和给药，并通过专用保护袋降低感染与机械损伤风险，提高临床前研究的可靠性。

用于临床前猪模型长期血管通路的 Hickman 导管使用

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