Name: 猪离体肺灌注模型中心输出量的测定 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-06-28T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 10 s
Description: 学习在猪离体肺灌注模型中使用热稀释导管经颈静脉置入技术测定心输出量。该方法可评估不同灌注流量对肺组织恢复的影响，为肺移植中的器官保存提供技术支持。

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作者谨此感谢 Roberto、Rueda 和 Sergio Martínez 在动物技术支持方面提供的宝贵帮助。

该方案（B09-17）已获国家呼吸系统疾病研究所（INER）生物伦理委员会批准 &#34;Ismael Cosio Villegas&#34;）。本研究使用了23只性别不限、体重在20–25 kg之间的健康长白猪。动物处理遵循墨西哥官方标准《实验动物护理与使用技术规范》17 以及美国《实验动物护理和使用指南》18所有动物均来自伊士美尔·科西奥·比列加斯国家呼吸系统疾病研究所，在相同环境条件下单笼饲养（12小时光照/12小时黑暗循环，温度22 °C，固体条状地板），并可自由摄取水和食物（颗粒饲料）。所有动物均于右侧颈静脉置入热稀释导管，并于同侧颈动脉置入动脉导管，用于采集血气样本并据此计算心输出量（CO）。所用试剂与设备的详细信息列于下文 材料表.
1. 实验准备
<ol>
	<li>将每支1000 IU肝素分别稀释于三袋250 mL的0.9%氯化钠溶液（生理盐水，SS）中。</li>
	<li>将压力传感器连接至生命体征监护仪，利用每个传感器测量热稀释导管相应端口的压力。</li>
	<li>使用输液装置将肝素化溶液连接至压力传感器，并确保装置内无气泡。</li>
	<li>从包装中取出热稀释导管，将其远端浸入0.9% NaCl溶液中，以检查球囊的完整性。</li>
	<li>检查导管远端和近端连接口的通畅性。在使用前，将导管置于手术器械台上备用。</li>
</ol>
2. 动物准备
<ol>
	<li>在动物准备室中，按照机构批准的方案，对所有猪肌肉注射 0.05 mg/kg 阿托品和 4 mg/kg 替来他明-唑拉西泮。</li>
	<li>让猪保持安静但处于监控之下，直至其躺卧且无兴奋迹象或对伤害性刺激无反应。</li>
	<li>将镇静后的动物置于俯卧位，并插入导管至左耳缘静脉。</li>
	<li>将动物转移至手术室进行手术。</li>
	<li>将动物置于仰卧位，静脉注射 4 mg/kg 丙泊酚、300 µg/kg 维库溴铵和 0.1 mg/kg 芬太尼。涂抹眼用软膏以防止麻醉过程中眼睛干燥。</li>
	<li>在实验人员协助下降低猪的下颌，以保持嘴巴张开且舌头外伸。</li>
	<li>将 10% 利多卡因喷洒于声带，用持环钳夹持纱布清除积聚的唾液，并将会厌与喉口分离。</li>
	<li>使用喉镜配合 3 号直型喉镜片识别气管入口，然后插入带气囊的 7 Fr 气管插管。</li>
	<li>确认导管位于气道内后，充胀气囊并将导管固定于下颌。</li>
	<li>将猪连接至麻醉机，以 2.5%–3% 七氟烷维持麻醉状态（图 1）。</li>
	<li>以容量控制通气模式进行通气，呼吸频率为 25 次/分钟，潮气量为 6–8 mL/kg 体重，吸入氧浓度（FiO2%）为 50%–70%，以维持血氧饱和度（SaO2）高于 90%；触发灵敏度为 2，呼气末正压（PEEP）为 5 cmH2O，吸呼比为 1:2 秒，吸气流速为 15 L/min，最大可达 30 L/min。</li>
</ol>
3. 温度稀释导管的放置及心输出量的测量
<ol>
	<li>在全身麻醉下将动物保持仰卧位，并用聚维酮碘和酒精对颈部区域进行三次消毒，每次各三次（图2）。使用电凝笔做一条10 cm长的旁正中切口，钝性分离皮下组织，暴露右侧颈外静脉。</li>
	<li>在已游离血管的远端和近端分别放置一根2-0丝线缝合线（图3）。</li>
	<li>从颈部位置将导管体外插入至心脏所在的胸腔区域。根据导管上的刻度标记测量插入深度，以到达肺动脉（PA）。结扎血管远端，并在近端打双环结，以便导管插入后固定。</li>
	<li>使用虹膜剪在血管腹侧做一2 mm横向切口。用哈尔斯泰德蚊式止血钳撑开切口边缘，将5Fr热稀释导管插入右侧颈静脉（图4、图5 和 图6）。根据监护仪上显示的走行曲线，将导管引导至肺动脉（PA）。</li>
</ol>
4. 动脉导管的放置
<ol>
	<li>静脉解剖完毕并放置参考缝线后，将胸头肌（相当于胸锁乳突肌）向外侧移位。</li>
	<li>解剖颈前肌群（胸骨舌骨肌），直至暴露颈总动脉。</li>
	<li>以类似颈静脉插管的方式对颈总动脉进行插管，并连接至压力传感器，用于监测体循环动脉压。</li>
</ol>
5. 评估
<ol>
	<li>将热稀释导管置入颈静脉右侧，同时在同一侧的颈动脉内放置动脉导管后，采集血样进行血气分析。</li>
	<li>获取血气分析数值，并利用热稀释法、体表面积及Fick法评估心输出量（CO）。 
	注：详细操作步骤请参见先前发表的研究报告19-21。</li>
</ol>
6. 统计分析
<ol>
	<li>使用方差分析（ANOVA）分析呈正态分布的数据，并进行 Tukey 事后检验。以均值 ± 标准误表示数值。将 p 值 &#60;0.05 视为具有统计学意义。</li>
</ol>
7. 温度稀释法测量
<ol>
	<li>在4秒内，向热稀释导管的近端腔内快速注入5 mL 4 °C的冷生理盐水。</li>
	<li>在监护仪屏幕上观察热稀释曲线（温度/时间）。曲线应表现为快速上升，随后平滑且逐渐下降至基线，数值显示保留一位或两位小数。</li>
	<li>重复上述操作，再进行两次冷生理盐水快速注射，直至获得有效、形态相似且彼此差异在平均值10%以内的热稀释曲线。</li>
	<li>确认曲线的有效性和一致性后，计算三次测量值的平均值，并将其记录为最终的心输出量（CO），单位为升/分钟。根据基于Stewart-Hamilton方程的计算方法，从热稀释曲线中获取CO及其他相关指数21。</li>
</ol>
8. 根据体表面积（BSA）校正心输出量或计算心脏指数
<ol>
	<li>为确定校正后的心输出量（CI），使用 DuBois-DuBois 公式19计算体表面积（BSA）： 
	BSA = 0.007184 × (身高 (cm)0.725) × (体重 (kg)0.425)。</li>
	<li>获得 BSA 后，使用以下公式20计算 CI： 
	CI = CO/BSA。 
	注：CO 在步骤 7 中确定。</li>
</ol>
9. 采用Fick法估算心输出量
<ol>
	<li>使用 Fick 法计算心输出量（CO）时，需确定氧耗量（VO2）以及动脉（SaO2）和静脉（SvO2）血气中氧含量的差值。使用以下公式21计算 VO2： 
	VO2 = CO × (SaO2 - SvO2)。</li>
	<li>然后使用以下公式21计算心输出量： 
	CO = VO2 / ([SaO2 - SvO2] × 10)。</li>
</ol>
10. 估算每单位体重的心输出量
<ol>
	<li>根据既往文献报道的方法测定动物每单位体重的心输出量8,15。 
	注：在体外肺灌注（EVLP）方案中，多个研究团队报道猪每公斤体重的估算心输出量（CO）为 100 mL/kg8,15。</li>
</ol>
11. 安乐死
<ol>
	<li>以过量戊巴比妥钠（150 mg/kg，静脉注射）处死所有动物 通过 在完成所有测量后，按照机构批准的方案拔除颈静脉鞘管。</li>
	<li>继续全身麻醉并实施心脏监护，直至心电图（ECG）显示无心脏电活动17,18.</li>
</ol>

Surgical Technique for Jugular Vein Thermodilution Catheter Placement in Pigs

<ol><li>Mohite, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion+made+easy%5BTitle%5D)+AND+%22Multimed+Man+Cardiothorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion made easy.</a> Multimed Man Cardiothorac Surg. 23, 2021(2021).</li>
<li>Cypel, M., Keshavjee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Oper+Tech+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion.</a> Oper Tech Thorac Cardiovasc Surg. 19 (4), 433-442 (2014).</li>
<li>Langmuur, S. J. J., Max, S. A., Çelik, M., Mahtab, E. A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%3A+A+procedural+guide%5BTitle%5D)+AND+%22Multimed+Man+Cardiothorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion: A procedural guide.</a> Multimed Man Cardiothorac Surg. 2023, 10.1510/mmcts.2023.011 (2023).</li>
<li>Kesseli, S. J., Davis, R. P., Hartwig, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Commentary%3A+Making+lungs+great+again-introducing+new+modifications+to+the+Toronto+ex+vivo+lung+perfusion+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Commentary: Making lungs great again-introducing new modifications to the Toronto ex vivo lung perfusion protocol.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 161 (6), 1974-1975 (2021).</li>
<li>Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%3A+A+comprehensive+review+of+the+development+and+exploration+of+future+trends%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion: A comprehensive review of the development and exploration of future trends.</a> Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).</li>
<li>Van Raemdonck, D., Neyrinck, A., Cypel, M., Keshavjee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex-vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl+Int%22%5BJournal%5D)">Ex-vivo lung perfusion.</a> Transpl Int. 28 (6), 643-656 (2015).</li>
<li>Machuca, T. N., Cypel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Dis%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion.</a> J Thorac Dis. 6 (8), 1054-1062 (2014).</li>
<li>Beller, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced-flow+ex+vivo+lung+perfusion+to+rehabilitate+lungs+donated+after+circulatory+death%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Reduced-flow ex vivo lung perfusion to rehabilitate lungs donated after circulatory death.</a> J Heart Lung Transplant. 39 (1), 74-82 (2020).</li>
<li>García, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+cardiac+output%2C+utility+in+the+clinical+practice%3A+Available+invasive+and+non-invasive+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Intensiva%22%5BJournal%5D)">Estimating cardiac output, utility in the clinical practice: Available invasive and non-invasive monitoring.</a> Med Intensiva. 35 (9), 552-561 (2011).</li>
<li>Blanco-Tencio, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparability+of+cardiac+output+measured+by+pulse+contour+analysis+compared+with+transesophageal+echocardiography+at+the+Calder%C3%B3n+Guardia+Hospital+from+April+to+July+2021%5BTitle%5D)+AND+%22Tesis+Especialidad+en+Anestesiolog%C3%ADa+y+Recuperaci%C3%B3n.%C2%A0Universidad+de+Costa+Rica.+San+Jose%2C+Costa+Rica%22%5BJournal%5D)">Comparability of cardiac output measured by pulse contour analysis compared with transesophageal echocardiography at the Calderón Guardia Hospital from April to July 2021.</a> Tesis Especialidad en Anestesiología y Recuperación. Universidad de Costa Rica. San Jose, Costa Rica. , (2021).</li>
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<li>Johnson, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Essentials+of+Cardiac+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">Cardiac physiology.</a> Essentials of Cardiac Anesthesia. , 53-66 (2008).</li>
<li>Corsini, A., Cercenelli, L., Zecchi, M., Marcelli, E., Corazza, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+hemodynamic+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Cardiovascular+Technology%22%5BJournal%5D)">Basic hemodynamic parameters.</a> Advances in Cardiovascular Technology. , 463-474 (2022).</li>
<li>Mateu Campos, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+available+for+hemodynamic+monitoring%3A+Advantages+and+limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Intensiva%22%5BJournal%5D)">Techniques available for hemodynamic monitoring: Advantages and limitations.</a> Med Intensiva. 36 (6), 434-444 (2012).</li>
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<li>Estados Unidos Mexicanos. AFÍA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Especificaciones+T%C3%A9cnicas+para+la+Producci%C3%B3n%2C+Cuidado+y+Uso+de+Animales+de+Laboratorio+de+la+Norma+Oficial+Mexicana+NOM-062-ZOO-1999%5BTitle%5D)+AND+%22Diario+Oficial+de+la+Federaci%C3%B3n+6+dic%22%5BJournal%5D)">Especificaciones Técnicas para la Producción, Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de la Norma Oficial Mexicana NOM-062-ZOO-1999.</a> Diario Oficial de la Federación 6 dic. , (1999).</li>
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<li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ex+vivo+lung+perfusion+as+a+platform+for+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research.</a> World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).</li>
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</ol>

作者声明不存在任何竞争利益。

猪的离体肺灌注（EVLP）研究可直接转化为人类临床实践，因为猪与人类在器官大小、生理特征及基因组序列方面具有可比性22。根据研究人员选择的EVLP方案，心输出量（CO）的测量对于确定肺灌注所需流量至关重要。此外，可根据现有资源和专业知识选择合适的方法。然而，目前尚无研究将各种CO评估方法与参考方法进行同步比较。因此，本研究旨在比较四种用于EVLP期间估算肺血流量的CO测量技术。我们纳入了两种常用于实验性血流动力学实验室研究的技术，以及两种基于临床实践中常用的心血管参数计算方法。本研究表明，在健康猪模型中，当直接比较这四种技术时，经体表面积（BSA）校正法所得的数值存在显著差异。
参考方法——热稀释法，能够提供快速、简便且即时的测量；因此，如果具备测量和数据采集仪器，并且根据实验方案的具体需求，热稀释导管是理想选择。此外，该方法基于简单的物理原理，具有很高的精确性，因为它使用了可间接量化血流量的指示剂23。该方法最早于1970年被描述；通过向肺动脉导管的近端端口注入预定体积的冷生理盐水，随后测量血液中的温度变化。在本研究中，由于切开皮肤并分离颈部肌肉后具有良好的可视性，故采用开放性血管解剖技术对颈静脉和颈动脉进行插管，这也使得该技术在本实验室中成为常规操作。需要指出的是，在此实验模型中也可采用Seldinger技术；然而，除了需要额外设备外，根据我们的经验，若操作者缺乏足够的训练，在猪身上实施该技术较为困难。
热稀释法的优点包括其可靠性，以及无需像Fick法那样采集血样即可方便地进行连续测量23。另一方面，计算所得的心血管参数是重要的临床工具，在评估心血管系统状态时可作为直接测量的补充。心脏指数（CI）用于反映心输出量（CO）与体表面积（BSA）之间的相关性。这一衍生的心血管指数具有重要意义且易于计算，因此在资源有限的医疗环境中对临床决策具有吸引力20。然而，在本研究中，BSA法所得数值显著高于其他方法，这可能表明与使用其他方法测得的血流相比，肺灌注血流存在高估现象。
Fick 对心输出量的测量最早于1870年被提出，作为一种测量人体心输出量（CO）的方法。Fick 提出，肺部对氧气的总摄取量或释放量等于流经肺部的血流量与动静脉之间血液氧含量差值的乘积。该技术目前应用于心脏导管插入实验室，因其具有很高的精确性，并能基于数学模型提供数值变化趋势的信息；然而，该方法在临床环境中应用并不实用，也无法用于心输出量（CO）的连续监测21,24。
关于通过称重法获得的心输出量（CO），我们发现该数值低于其他方法的结果，但对于在猪模型中进行离体肺灌注（EVLP）的研究者而言，此方法可能具有实用价值。正如Beller等人8所述，当EVLP中采用预测CO值20%的灌注流量时，该策略可改善肺功能，减轻肺水肿，并在移植后减弱炎症反应。
最后，文献表明，不同的心输出量（CO）监测技术均有其自身的局限性，尚无任何设备能够满足所有临床实践需求。然而，根据研究者的需求，若无法获得先进的测量工具，通过计算法测定CO也是一种可靠、简便、可重复且比有创技术更节省时间的方法2,20。尽管这些CO估测方法均具有可靠性，但彼此之间仍存在显著差异。因此，研究者必须对每种方法进行评估，以确定其是否符合自身实验方案的需求。
需要指出的是，本研究存在一定的局限性，因为未与其他广泛使用的心输出量（CO）测量技术进行比较，例如多普勒技术（经胸、经食管和超声心动图）或生物阻抗-胸腔电生物反应法。纳入这些方法将有助于深入了解这些技术与肺动脉导管插入术（PAC）在猪模型中测量心输出量时的一致性。

在肺移植中心，体外肺灌注（EVLP）是一种有助于增加不符合标准移植标准的供体肺捐赠潜力的工具1。该技术通过保护和改善脑死亡或心脏骤停供体的肺功能，并在移植前评估肺部性能，从而实现这一目标2,3,4。在EVLP过程中，体外循环泵使待移植肺通过膜式气体交换器和白细胞捕获滤器进行灌注5。
迄今为止，已有多种体外肺灌注（EVLP）方案被报道（多伦多方案、隆德方案和器官护理系统方案）。这些方案的区别在于所使用的灌注液类型、灌注过程中左心房保持开放或闭合状态，以及灌注流量的不同，后者根据所采用的技术，可占供体预计心输出量（CO）的40%至100%6,7,8。心输出量（CO）是指心脏每分钟泵出的血量9，是维持组织灌注的机制。因此，监测CO可确保组织得到充分的氧供。CO是心率与每搏输出量的乘积，以升为单位进行测量10,11,12。然而，这种维持组织灌注的方法还依赖于其他因素，如静脉回流、外周氧利用、全身血管阻力、呼吸、总血容量和体位12。
目前有多种用于测量和监测心输出量（CO）的设备，其中一些采用简单的物理原理，而另一些则使用数学模型。这些方法包括Fick原理、热稀释法（经肺热稀释或锂稀释法）、通过分析动脉压力波形来估算每搏输出量（SV），以及侵入性较小的方法，如多普勒技术或胸腔生物反应法。然而，由于各种监测技术本身存在局限性，尚无任何一种CO监测设备能够满足所有临床需求10,13。
通过经心脏热稀释法测量心输出量（CO）在猪模型中是一种简单且易于重复的方法。该方法包括将带有热敏电阻的导管置入肺动脉，并注入温度低于血液的液体。热敏电阻检测随时间变化的温度改变，这些数据以曲线形式绘出，曲线下面积代表每分钟通气量14。已有多种研究描述，在离体肺灌注（EVLP）动物模型中，心输出量可通过体重（100 mL/kg）15、热稀释法以及Fick法10,13进行计算。然而，在临床实践中，心输出量通常通过心脏指数（CI）来表示，即根据供体体表面积校正后的心输出量16。尽管如此，目前尚无研究对实验性猪模型中这些不同计算方法进行比较。
本研究的目的是在猪体内重现通过热稀释法测量心输出量（CO），并将其精确度和准确性与根据体表面积（BSA）、体重及Fick法校正后所得的CO进行比较，以确定EVLP期间的灌注流量。

<table><tbody><tr><td>麻醉机</td><td>通用电气</td><td>Carescape 620</td><td></td></tr><tr><td>阿托品</td><td>Amixteria, Stern Pharma GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insyte Autoguard 20 GA 导管</td><td>贝克顿·迪金森</td><td>381434</td><td></td></tr><tr><td>电灼笔</td><td>贝朗艾杜医疗</td><td>GN211</td><td></td></tr><tr><td>带7 Fr气囊的气管插管</td><td>Rush</td><td>MG 027770 002</td><td></td></tr><tr><td>芬太尼</td><td>强生-西拉格</td><td></td><td></td></tr><tr><td>聚维酮碘</td><td>Degasa</td><td>NDC6732635208</td><td></td></tr><tr><td>喉镜</td><td>Riester</td><td></td><td></td></tr><tr><td>利多卡因喷雾</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>压力传感器</td><td>爱德华生命科学</td><td>PX260</td><td></td></tr><tr><td>丙泊酚</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>七氟烷</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-0 丝线缝合线</td><td>柯惠</td><td>GS833</td><td></td></tr><tr><td>戊巴比妥钠</td><td>辉瑞</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3号直型喉镜片</td><td>Miller; Riester</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Swan-Ganz 5Fr 热稀释导管</td><td>Arrow 热稀释球囊导管</td><td>货号 AI-07165</td><td></td></tr><tr><td>替来他明-唑拉西泮</td><td>维克</td><td></td><td></td></tr><tr><td>维库溴铵</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

体外肺灌注猪模型中心输出量的测定

Determination of Cardiac Output in a Porcine Model for Ex Vivo Pulmonary Perfusion

由于猪在生理上与人类具有相似性，常被用作实验模型 离体 肺灌注（EVLP）。EVLP 是一种通过体外循环泵对不适合移植的肺脏进行灌注的技术，旨在改善其功能并提高存活率。现有的 EVLP 方案根据灌注液类型和灌注流量的不同而有所区别，灌注流量通常依据体表面积（BSA）占估计心输出量（CO）的 40%–100%。用于测量 CO 的设备基于简单的物理原理及其他数学模型。在动物模型中，热稀释法因其操作简便且易于重复，仍是估算 CO 的参考标准。因此，本研究旨在在猪模型中重现热稀释法测量 CO 的过程，并将其精确性和准确性与基于 BSA、体重及 Fick 法所得结果进行比较，以确立 EVLP 过程中的灌注流量。在 23 头猪中，将热稀释导管置入右侧颈静脉，同侧颈动脉插管。采集血液样本进行血气分析，并通过热稀释法、校正体表面积法、Fick 原理及体重法估算 CO。结果显示，基于 BSA 计算所得的 CO 值更高（p 显著低于其他方法（P = 0.0001，ANOVA，Tukey检验）。我们得出结论：尽管本研究中用于估算心输出量（CO）的方法均具有可靠性，但各方法之间存在显著差异；因此，研究者必须对每种方法进行评估，以确定其是否符合实验方案的需求。

所有动物均存活至手术结束及研究周期完成。1只动物（4.3%）因导管插入过程中牵拉过度导致颈静脉撕裂。此外，所有干预的血管均未出现出血。在研究的动物中，平均需要插入25–30 cm的导管长度才能到达肺动脉。在3例（13%）情况下，导管误入猪的右上肢。在这些情况下，将导管回撤至插入点，将猪的上肢重新调整至靠近头部位置，并手动阻断颈静脉以引导导管进入心脏。2只动物（8.6%）在导管插入过程中出现心动过速和心律失常，症状均自行缓解，无需药物干预。比较四种方法测得的心输出量（CO）时，经体表面积校正后的CO值显著高于通过热稀释法测得的CO值以及经体重校正后的CO值（p &lt; 0.05；ANOVA，Tukey检验）（图7）。
<img alt="术中兽医操作，动物身上的监测设备，手术环境。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 1"> 
图1：插管与麻醉设置。 已对猪进行气管插管并连接至吸入式麻醉机。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig01large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="手术程序示意图，突出显示动物实验中的解剖区域和所用器械。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图2"> 
图2：颈部区域的消毒。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig02large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="显示使用牵开器和缝合器械进行伤口缝合的手术过程。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图3"> 
图3：颈静脉解剖。 已解剖出颈静脉，并在其周围放置了参考缝线。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig03large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="外科手术，开放性伤口带器械，医疗操作，切口可视化。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图 4"> 
图 4：导管插入。将导管插入颈静脉腹侧横切口的过程。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig04large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
<img alt="患者生命体征监护仪显示；心电图、血氧饱和度和血压监测图表。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图 5"> 
图 5：热稀释导管插入过程的描记图。 热稀释导管置入期间正常的插入过程描记图。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig05large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="插入导管并使用皮肤夹的手术操作，重点展示医疗设备设置。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图6"> 
图6：导管最终放置位置。导管放置于颈静脉（A）和颈动脉（B）末端。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig06large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="心输出量比较；热稀释法、体表面积校正法、Fick法；柱状图；ANOVA结果。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig07.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图7"> 
图7：心输出量的估算。 采用校正后的体表面积法估算的心输出量最高（均值 ± 标准误）。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig07large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>

本方案描述了通过猪颈静脉置入热稀释导管的手术技术，用于估算心输出量，并在期间确保充分的肺灌注 离体 肺灌注（EVLP）

由于猪在生理上与人类具有相似性，因此被用作离体肺灌注（ex vivo lung perfusion, EVLP）的实验模型。EVLP 是一种技术，……

本研究旨在验证通过热稀释法在猪体内计算心输出量是否能够获得与其它技术相当的数值，以确定在实验动物模型中进行离体肺灌注（EVLP）期间合适的灌注流量。其中一项挑战是开发新型且低成本的解决方案与技术，用于实施EVLP，这将有助于挽救在常规情况下可能因不适合而被弃用的肺脏，用于肺移植，并实现肺脏的长期保存。评估在不同灌注流量下进行长时间EVLP保存后肺组织中存在的结构与分子变化。我们的研究结果提出了新的科学问题，其中之一是评估使用通过热稀释法获得、并根据体表面积、体重和固定方法调整的心输出量灌注流速进行体外肺灌注（EVLP）后，肺部可能发生的结构、生理及分子水平的变化。在后续研究中，本实验室将重点探讨不同灌注流速对EVLP期间肺血管内皮的影响，旨在提高肺脏的恢复能力并改善移植前的器官保存效果。首先，将1000国际单位的肝素分别稀释于三份250毫升的0.9%氯化钠溶液中。将压力传感器连接至生命体征监护仪。通过无针静脉输液装置将肝素化溶液连接至传感器。从包装中取出热稀释导管，将其远端浸入0.9%氯化钠溶液中，以检查球囊的完整性。检查远端和近端导管连接的通畅性。将麻醉后的猪放置好后，将导管插入左耳的边缘静脉。在实验室工作人员的协助下降低下颌，以保持口腔张开且舌头外伸。将10%利多卡因喷洒至声带上。然后，用持环钳夹持纱布清除积聚的唾液，并将会厌与喉部开口分离。使用喉镜及3号直喉镜片，确认气管入口。然后，插入一根带有气囊的7号法国规格气管导管。确认导管位于气道内后，充胀气囊，并将导管固定于下颌骨。将麻醉后的猪仰卧位置于手术台上，用碘伏酒精对颈部区域进行三次消毒，每次三遍。使用电凝笔做一条10厘米长的旁正中切口，钝性分离皮下组织以暴露右侧颈外静脉。在分离出的血管远端和近端各放置一根2-0丝线缝线。从颈部位置将导管体外插入，直至导管到达心脏所在的胸腔区域。使用导管上的刻度测量插入深度，以到达肺动脉。结扎血管的远端部分，并在近端部分打双环结以固定导管。接下来，使用虹膜剪在血管腹侧做一道2 mm的横向切口。使用哈斯特小蚊式止血钳撑开切口边缘，将五法式热稀释导管插入右侧颈静脉。沿右心室和肺动脉的压力曲线、心输出量及体动脉压力，将导管引导至肺动脉。静脉解剖分离完成后并放置参考缝线，将胸头肌向外侧移位。然后，解剖颈前肌群，直至暴露颈总动脉。以与颈外静脉插管类似的方法对颈总动脉进行插管，并将其连接至压力传感器，以监测体循环动脉压。在4秒内向热稀释导管的近端管腔内注入5毫升冷生理盐水溶液。在监护仪上观察热稀释曲线。确认曲线的有效性及相似性后，计算三个数值的平均值，并将其记录为最终的心输出量值，单位为升/分钟。经体表面积校正后的心输出量高于通过热稀释法测得的心输出量以及经体重校正后的心输出量。

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