Name: 用于研究通过隐神经进行靶向肌肉再支配的神经瘤疼痛治疗方案的新型外科啮齿动物模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-11-14T13:55:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: 了解用于研究神经瘤疼痛的新型大鼠外科模型，通过显微外科技术评估靶向肌肉再神经支配的治疗效果。该模型为临床转化研究提供了重要工具。

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作者衷心感谢Sabine Versteeg在行为学疼痛评估方面的贡献。感谢Anja van der Sar和Trudy Oosterveld-Romijn（共同动物实验室，Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium）在手术和显微镜设施准备过程中提供的技术支持以及对动物的精心护理。作者还感谢Wim van Hecke对所采集神经样本的专业评估。

本方案符合动物实验伦理指南，并强调其转化潜力。项目编号：AVD1150020198824。
1. von Frey 测量
<ol>
	<li>根据 Brakkee 等人改良的方案，对后肢足底表面进行 Von Frey 测试，以评估继发性机械性痛觉过敏20。
	<ol>
		<li>确定胫神经和腓肠神经在后肢足底表面支配区域的基础敏感度。在不同日期进行三次基础测量，使用 Von Frey 单丝纤维以获得可靠且可重复的数据20,25,26,27,28,29,30。</li>
		<li>在基础测量前，将大鼠适应于底部为网格的笼子中至少 5–7 天。每天触摸动物以减少应激反应。基础 Von Frey 数据见补充表 1。术后 7 天开始，使用 Von Frey 测试评估胫神经和腓肠神经支配区域的手术诱导性痛觉过敏。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将动物平稳地放置在测试笼中，并在开始前确认其自发活动最少。</li>
	<li>将一系列校准的单丝纤维（0.6 g、1 g、1.4 g、2 g、4 g、6 g、8 g、10 g、15 g）垂直施加于皮肤，直至纤维轻微弯曲。保持接触约 3 秒。 
	注意：当动物处于理毛、排尿、站立或排便状态时，不得进行测试。仅在动物体重均匀分布于四肢足掌时进行测试。</li>
	<li>在不同动物间改变皮节测试顺序，以避免系统性偏差，如下所述。 
	腓肠神经支配区域：足底外侧表面，靠近有毛与无毛皮肤交界处。 
	&#8203;胫神经支配区域：足底中央区域，避开足垫。</li>
	<li>采用上下法：从 4 g 单丝纤维开始。若出现回缩反应（突然抬足、抽动、舔舐或发声），则使用下一个较低力度的纤维；若无反应，则使用下一个较高力度的纤维。持续测试，直到行为首次改变后获得 5–6 次反应为止。将任何快速回缩、抽动、舔舐或发声记录为阳性反应。未出现上述行为则记录为阴性反应。
	<ol>
		<li>使用 Dixon 上下法计算 50% 回缩阈值，该方法基于一系列递增和递减的 Von Frey 单丝纤维刺激，确定产生 50% 回缩反应概率的力值31。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>为评估继发性痛觉过敏，将术后胫神经和腓肠神经区域的阈值与基础值及对侧足爪进行比较。 
	注意：条件性位置偏好（CPP）是一种经过验证的行为范式，用于评估外周神经损伤动物模型中的持续性疼痛及治疗效果，尤其适用于因神经瘤形成部位解剖位置较深（如大腿深部）而导致机械测试不可行的情况32,33,34。此处仅作为背景信息提及，本研究未予应用。</li>
</ol>
2. 术前准备
<ol>
	<li>预约动物手术室，并准备或订购无菌器械（参见材料表）。</li>
	<li>镇痛、麻醉与术前准备 
	注意：本研究使用12只（6只雌性，6只雄性）12周龄的Sprague Dawley大鼠。
	<ol>
		<li>术前1小时，在腹部皮下注射5.0 mg/kg的镇痛药卡洛芬（carprofen）。</li>
		<li>使用5%异氟烷进行诱导麻醉，维持麻醉时使用2%–3%异氟烷。</li>
		<li>将动物仰卧放置，头部朝左或朝右，以便对与术者相对的一侧进行手术操作。</li>
		<li>将动物置于设定为37 °C的加热垫上，以在手术过程中维持其体温。确保加热表面均匀分布，防止过热。使用直肠温度探头监测体温，并用纸胶带固定于尾部。根据需要调节加热垫，以维持正常体温。 
		注意：此步骤对于预防麻醉引起的低体温，并确保手术全程的生理稳定性至关重要。</li>
		<li>在眼睛上涂抹无菌眼科软膏，以防止气体麻醉导致的眼部干燥。 
		注意：此步骤可确保角膜表面在手术期间保持湿润和受保护状态，最大限度降低眼部刺激或损伤的风险。</li>
		<li>使用电动剃刀将从大腿至脚踝的手术区域毛发剃除。剃毛后，使用胶带的黏性面粘去残留的松散毛发，以实现皮肤的最佳准备。</li>
		<li>使用无菌纱布垫，以0.5%氯己定葡萄糖酸盐溶液对剃毛区域进行三轮交替消毒。每次消毒后需完全干燥，再进行下一轮。 
		注意：三轮交替消毒可实现手术部位的彻底灭菌，最大限度降低感染风险。</li>
		<li>用镊子轻轻夹捏动物足部趾间区域以验证麻醉深度。若无回缩反应，则表明麻醉已充分抑制，达到合适深度。 
		注意：只有在确认无反射反应时方可继续操作，以确保麻醉有效，并符合手术期间尽量减少动物痛苦的伦理标准。必须确认反射完全消失后方可继续。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 手术技术
<ol>
	<li>将动物置于仰卧位，并将手术侧肢体向外旋转，以暴露手术区域。</li>
	<li>在6倍显微镜放大下，使用无菌皮肤标记笔标记切口线。使用1 mL注射器配25G针头，沿标记线皮下注射0.05 mL 1%利多卡因，以提供局部麻醉并减轻手术部位疼痛。注射时应均匀分布，并在继续操作前确认无即刻不良反应。此步骤可最大限度减少不适感，并提高手术精确性。</li>
	<li>使用15号刀片在后肢内侧做8–10 mm纵向皮肤切口（图2A）。仅切开真皮层。 
	注意：需特别注意切口深度。如有可能，可先用刀片起始切口，然后改用剪刀沿标记线剪开皮肤。由于隐神经位于皮肤正下方，应格外小心避免过深切口（图2B）。</li>
	<li>识别浅表神经血管束，包括隐动脉、隐静脉和隐神经。通过针分离技术小心游离并分离隐神经，以防意外损伤。必要时可使用电凝止血，控制周围血管的轻微出血。
	<ol>
		<li>进行针分离时，将细针斜面朝向操作者，轻轻沿组织平面滑动针尖。该技术可在针尖下方形成锐利边缘，从而精确分离脆弱的结缔组织，同时避免对邻近结构施加过度牵拉或压力。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在神经横断前，将异氟烷麻醉浓度提高至5%。完成横断后，将异氟烷浓度恢复至2%–3%，以维持充分但可控的麻醉水平。</li>
	<li>将显微镜放大倍数调整为16倍。</li>
	<li>当从内侧接近内收肌群并进行仔细分离时，可在解剖区域中央遇到一条垂直走行的静脉——股后静脉（vena caudalis femoris），其伴随闭孔神经分支走行。当沿内侧向胫神经内侧运动支方向纵向深入解剖内收肌时，该静脉变得可见，而该运动支支配腓肠肌。在建立吻合区域前，应小心从内侧或外侧绕过该静脉，以保持其完整性。 
	注意：股后静脉垂直于内收肌纤维方向走行；操作时应注意避免对该血管施加过度牵拉，以防损伤和不必要的出血。</li>
	<li>使用神经刺激器施加1 mA刺激，检测胫神经运动支所支配的肌肉活动，并确认腓肠肌产生反应。</li>
	<li>在准备受体神经时，应沿其走行精确游离，并使用显微剪刀在距肌肉表面小于3 mm处将其横断。将神经吻合部位置于靠近运动支进入肌肉的入口点，以促进最佳的轴突再生。在横断神经时，短暂将异氟烷浓度提高至5%。 
	注意：该技术可确保吻合部位靠近运动支插入肌肉的位置，从而在靶向肌肉再支配（TMR）手术中促进最佳轴突再生和功能恢复。若吻合部位与运动支入口点之间距离过大，可能导致轴突分散和信号传导受损。</li>
	<li>将隐神经穿过内收肌群，并使用11.0尼龙缝线与胫神经内侧运动支进行吻合（图3）。缝合两针，确保缝线不阻碍接触界面，以利于有效的神经对接。对于未处理对照组，在穿隧后不进行吻合，而是将隐神经远端残端转移并固定于腓肠肌筋膜上。 
	注意：两针通常足以在两条神经之间建立最佳接触面。单针缝合不适用，因其可能导致其中一条神经发生旋转。</li>
	<li>在进行皮肤缝合前，将显微镜放大倍数调回6倍。采用皮内缝合技术，使用8-0缝线对合表皮边缘。保持伤口张力最小。缝合完成后，使用无菌棉签蘸取0.9% NaCl清洁皮肤，清除残留碎屑，以维持最佳愈合环境。</li>
</ol>
4. 术后护理
<ol>
	<li>将动物置于一个洁净且温度可控的笼子中，笼子下方部分放置加热垫以维持最佳温度。提供食物和饮水。将光照调节至昏暗状态，并避免手术室强光直射笼子。 
	注意：这些措施可最大程度减少动物应激，促进术后顺利恢复。</li>
	<li>动物苏醒后，约40分钟后可将其放回共用笼子。在重新放入笼中与其他动物同居前，需确认其已完全清醒且行为正常。此举可降低重新合笼过程中发生伤害或应激的风险。</li>
	<li>术后24小时和48小时，通过腹腔皮下注射给予卡洛芬（carprofen）一次（5.0 mg/kg）。</li>
	<li>监测体重减轻情况，确保不超过15%。保证充足的水分摄入和食物摄取。</li>
</ol>
5. 废物处理
<ol>
	<li>立即将锐器丢弃至经批准的锐器容器中。按照机构生物安全指南收集麻醉废弃物。根据机构和国家关于生物废物处理的规定处理动物尸体。</li>
</ol>
6. 标本采集与安乐死
<ol>
	<li>术后6周，在采集组织样本后处死大鼠，以获得神经与周围组织之间最佳的区分效果。</li>
	<li>按照步骤2.2.1至2.2.5所述方法诱导麻醉并给予镇痛处理。</li>
	<li>使用手术刀沿大腿内侧原切口线重新切开，必要时将切口延长2 cm。钝性分离皮下组织层。</li>
	<li>牵开或切开内收肌以暴露隐神经。对于重建神经样本：识别再生节段及任何神经瘤，连同近端和远端各2 mm的神经组织一并切除吻合部位。对于未处理的对照组：识别隐神经的远端残端，并切除一段4 mm长的神经组织。</li>
	<li>将标本直接转移至固定液中，纵向包埋于石蜡或树脂中，用于形态学分析。</li>
	<li>在终末麻醉（5%异氟烷）下通过心脏穿刺处死动物。所有组织样本均应按照标准实验室规程处理，以保持其结构和生物化学完整性，供后续分析使用（图4）。</li>
</ol>

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</ol>

本研究由获得Axogen资助（无产品关联）的博士研究生（CB）完成。其余所有作者均无利益冲突需要披露。

该方法具有多个优势。逐步描述使得不同实验室之间具有可重复性，操作可在具备显微外科技能的条件下高效完成，且使用纯感觉神经增强了其转化应用价值。这些特点共同使该模型适用于比较研究，并可用于测试新的干预措施。关键步骤包括维持无菌条件、精确解剖隐神经，以及仔细处理尾股静脉等血管结构，这些对于保证实验可重复性至关重要。此外，该模型允许对神经瘤形态进行组织学分析，包括轴突排列、炎性细胞浸润及其反应。本研究观察到，与单纯神经切断术（SNT）相比，靶向肌肉神经重建术（TMR）在胫神经皮节区的痛觉过敏程度呈现降低趋势，尽管在所有时间点上的统计学差异并不一致。神经切断后，由另一条未受损神经支配的邻近神经支配区域可能因中枢敏化机制而出现痛觉过敏27,28,29。TMR被认为可减轻这种不良适应性过程30。通过建立基线，并比较干预后这些相邻区域的变化，可以推断TMR在防止痛觉过敏扩散至去神经区域之外方面的有效性。
<p c...

神经瘤是神经损伤后形成的疼痛性神经肿瘤1,2。它构成一个重要的临床问题，具有广泛的社会影响，并导致医疗费用增加3,4,5,6,7。药物治疗等治疗手段通常仅为对症处理，仅缓解疼痛而未能解决其根本病因8。外科干预的疗效差异较大（成功率56%–82%），且导致神经瘤疼痛形成的机制仍不甚清楚9,10,11。
神经瘤引起的疼痛被认为源于受损神经中的感觉神经束，这凸显了建立纯感觉性神经瘤相关疼痛模型的重要性12。动物模型仍是探索神经瘤疼痛复杂机制以及开发有效外科治疗方法的重要平台13。然而，目前大多数可用的动物模型使用的是混合性感觉运动神经，这限制了其临床转化应用价值，因为在临床实践中约74%的疼痛性神经瘤来源于纯感觉神经14,15。
已开发出多种动物模型用于模拟神经病理性疼痛并评估潜在干预措施16。首先，已有研究描述了慢性压迫性损伤（CCI）模型17。该模型通过在坐骨神经周围松散结扎线圈造成部分神经损伤，从而模拟神经病理性疼痛状态。该模型有助于研究外周敏化、轴突变性、炎症反应以及脊髓的中枢性改变，被广泛用于评估潜在镇痛疗法17,18。其次，保留神经损伤（SNI）模型通过损伤坐骨神经的三个终末分支中的两个（胫神经和腓总神经），保留剩余的腓肠神经完整19。第三，Dorsi 等人建立的胫神经瘤移位（TNT）模型，通过手术切断胫神经并将其皮下移位，以促进神经瘤形成及其相关疼痛的评估16,20。该模型可通过Von Frey刺激移位于胫前区的神经瘤表面皮肤，评估原发性痛觉过敏；同时可对邻近的腓肠神经或残余胫神经皮节进行继发性痛觉过敏评估。TNT模型在手术设计上旨在复制神经瘤的形成过程，未引入任何旨在预防或治疗神经瘤相关疼痛的手术或非手术干预措施20。因此，该模型无法在初始条件下评估诸如靶向肌肉再支配（TMR）等治疗策略的效果（图1）。
TMR 是一种在切除神经瘤后，将离断的（感觉）神经与目标肌肉的可牺牲运动支相连的技术。该理念基于“让神经有事可做”的原则，使神经再生进入与肌肉靶点相连的神经。这一理念旨在通过允许神经再生进入失神经支配的肌肉，从根本上防止神经瘤的形成11。
在本研究中，我们描述了一种涉及隐神经横断的啮齿类动物模型。该感觉神经被横断后转移至腓肠肌，并可选择保持未处理状态（隐神经瘤移位术，SNT）或与运动支吻合（TMR）。该模型可用于研究TMR作用于隐神经后，对邻近解剖结构完整神经皮节区域继发性机械性痛觉过敏的影响，特别是对后肢足底中央区域胫神经支配区的影响（图1）21,22。这一解剖背景也突显了该模型在临床患者中的相关性。由于隐神经走行表浅，极易受到医源性或创伤性损伤，尤其是在膝关节手术后，常导致神经病理性疼痛；值得注意的是，即使接受神经松解术或神经切除术等翻修手术，仍有55.2%的患者报告症状持续存在23,24。
本研究旨在建立一种可重复的啮齿类动物模型，以复制疼痛性神经瘤形成的临床情况。该模型特别适用于研究纯感觉性神经瘤的病理生理学机制以及靶向肌肉再支配术（TMR）的效果，其主要观察指标集中在继发性机械性痛觉过敏。

<table><tbody><tr><td>卡洛芬</td><td>本地兽药房</td><td>n/a</td><td>本地兽药房配制卡洛芬稀释液</td></tr><tr><td>棉签</td><td>Nobamed</td><td>974255</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>电动剃毛器</td><td>Aesculap</td><td>GT421</td><td></td></tr><tr><td>电灼器</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>70% 乙醇</td><td>Interchema BV</td><td>400406</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>Ethilon 10.0</td><td>强生 &amp;amp; 强生</td><td>BV130-3: 编码 2820G</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon 11.0</td><td>强生 &amp;amp; 强生</td><td>BV50-3L 编码 2881G</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon 4.0</td><td>强生 &amp;amp; 强生</td><td>1854G: 编码 1854G</td><td>-</td></tr><tr><td>Ethilon 6.0</td><td>强生 &amp;amp; 强生</td><td>BV130-5: 编码 2809G</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon 8.0</td><td>强生 &amp;amp; 强生</td><td>BV130-5: 编码 2808G</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>Ethilon 9.0</td><td>强生 &amp;amp; 强生</td><td>BV130-3: 编码 2819G</td><td></td></tr><tr><td>丁腈检查手套</td><td>Sempermed GmbH</td><td>1065920</td><td></td></tr><tr><td>眼部防护镜</td><td>3M&amp;trade; 医疗保健</td><td>71512-00001M</td><td></td></tr><tr><td>玻璃珠灭菌器</td><td>VanPel 实验室设备</td><td>GBS300H</td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism</td><td>GraphPad Software, San Diego, California USA</td><td>&amp;nbsp;版本 10</td><td></td></tr><tr><td>加热垫</td><td>Conduct Science</td><td>CS-HP-2005</td><td></td></tr><tr><td>Isoflo（异氟烷）</td><td>Zoetis / Dechra 兽药</td><td>B506</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>1% 利多卡因</td><td>Henry Schein</td><td>809755</td><td></td></tr><tr><td>网底笼</td><td>Stoelting Co.</td><td>57816, 57824</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>微型镊子</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>微型持针器</td><td>Fine Science Tools</td><td>12076-12</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>微型剪刀</td><td>Fine Science Tools</td><td>15019-10</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>微型镊子</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>0.9% 氯化钠</td><td>Trademed</td><td>H7 1000-FRE</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>25G 针头 &amp;times; 1&quot;</td><td>Becton, Dickinson &amp;amp; 公司</td><td>300400</td><td></td></tr><tr><td>持针器</td><td>Fine Science Tools</td><td>12004-16</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>神经刺激器</td><td>&amp;nbsp;（VARI-STIM 神经定位仪）</td><td>货号 856200</td><td></td></tr><tr><td>RandoMice 软件</td><td>van Eineige 等人&amp;nbsp; 莱顿</td><td>版本 1.1.7</td><td></td></tr><tr><td>啮齿类动物直肠探头</td><td>World Precision Instruments</td><td>NC9506514</td><td></td></tr><tr><td>手术刀</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>剪刀</td><td>Fine Science Tools</td><td>14001-12</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>感觉评估仪</td><td>Linton Instrumentation</td><td>514007&amp;ndash;514015</td><td>0.6 g 至 15 g 单丝纤维</td></tr><tr><td>立体手术显微镜</td><td>Leica</td><td>A60 F</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>无菌纱布垫</td><td>Nobamed</td><td>740113</td><td></td></tr><tr><td>无菌眼用润滑软膏</td><td>Alcon&amp;nbsp;</td><td>&amp;lrm;B00BRLSC8S</td><td></td></tr><tr><td>带孔无菌手术单</td><td>Evercare / OneMed</td><td>1555-01</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>15 号手术刀片</td><td>Fine Science Tools</td><td>10015-00</td><td>&amp;mdash;</td></tr><tr><td>外科口罩</td><td>Medline Industries, Inc.</td><td>MSK1002</td><td></td></tr><tr><td>2 ml 鲁尔锁注射器</td><td>Becton, Dickinson &amp;amp; 公司</td><td>300613</td><td></td></tr><tr><td>镊子</td><td>Fine Science Tools</td><td>11617-12</td><td>&amp;mdash;</td></tr></tbody></table>

一种用于研究通过隐神经靶向肌肉再神经支配治疗神经瘤疼痛新方法的新型手术啮齿动物模型

Novel Surgical Rodent Model for Studying Neuroma Pain Treatment Options using Targeted Muscle Reinnervation Through the Saphenous Nerve

本方案描述了一种用于研究大鼠神经痛及外科治疗的新型手术模型。传统的神经瘤模型通常使用混合神经，但在临床实践中，疼痛性神经瘤大多来源于感觉神经。通过选择隐神经，该方法更贴近神经瘤形成的临床实际，为评估外科治疗策略提供了相关性更高的研究平台。本方法旨在模拟人类神经瘤形成的病理生理过程，并评估一种常用于治疗神经瘤疼痛的外科干预手段——靶向肌肉再支配术（TMR），该技术广泛应用于与神经瘤相关的疼痛管理。本文提供了该手术操作的详细分步说明，从动物准备和围手术期护理开始，逐步展开。手术技术部分重点介绍了解剖标志、所需器械以及可提高操作准确性和一致性的技术要点。同时列出了术后监测和动物福利措施，以确保符合伦理标准，并在不同实验室之间实现可重复性。该模型具有良好的可重复性、技术上易于实施，并且具备较高的临床转化价值，能够模拟感觉神经瘤形成的临床真实情况，为外科治疗策略的评估和神经瘤的临床前研究提供了有效平台。

继发性过敏反应的评估（对数转换后的50%回缩阈值）显示胫神经皮区存在组间差异（图5A）。在为期6周的随访中，未接受治疗的隐神经横断组（SNT）在整个观察期间表现出最高的敏感性。相比之下，接受靶向肌肉再支配（TMR）治疗的动物在胫神经支配区域表现出持续降低的过敏反应趋势。组间差异在第2周最为明显，此时TMR组的平均50%回缩阈值达到0.87 g（95% CI 0.68–1.07），而SNT组为0.58 g（95% CI 0.25–0.92）。这些结果表明，通过TMR对横断的隐神经进行再支配，可能减轻邻近胫神经分布区域的不良感觉改变。腓肠神经区的Von Frey敏感性测量未显示显著差异（图5B）。
组织学分析进一步证实了各组之间神经瘤形态学的差异（图4）。在SNT组中，神经瘤残端表现出明显的轴突发芽紊乱，其特征是在损伤部位内部及周围出现轴突的不规则盘绕和断裂。相比之下，TMR样本则显示出有序的神经束延伸至肌肉...

本方案介绍了一种可重复的利用感觉神经模拟人类神经瘤疼痛并评估手术治疗方法的大鼠模型，为转化神经瘤研究提供了有价值的工具。

本方案描述了一种用于研究大鼠神经痛及外科治疗的新型手术模型。传统的神经瘤模型使用混合神经，尽管……

我们建立了一种可重复的感觉神经损伤模型，用于研究神经瘤疼痛并测试外科治疗方法。显微手术、神经刺激和标准化测试有助于实现准确的转化评估。首先，将麻醉后的动物仰卧于加热垫上，头部朝向与术者相反的方向。在双眼涂抹无菌眼科软膏，以防止气体麻醉引起的角膜干燥。接下来，使用电动剃须刀将手术区域从大腿至脚踝处的毛发剃除。剃毛后，使用胶带的黏性面粘去残留的松散毛发，以确保皮肤得到充分准备。然后使用无菌纱布垫对剃毛区域进行三轮交替消毒，每轮使用0.5%氯己定葡萄糖酸盐溶液。每次消毒后需等待溶液完全自然风干，再进行下一轮消毒。随后用镊子轻轻夹捏动物足部的蹼间区域，以确认麻醉深度。将手术侧下肢向外旋转，以暴露手术区域。在6倍显微镜放大下，使用无菌皮肤标记笔标记切口线。用1毫升注射器配25号针头，沿标记线皮下注射0.05毫升1%利多卡因。然后使用15号手术刀片在后肢内侧做一条8至10毫米长的纵向皮肤切口。辨认浅层血管神经束，包括隐动脉、隐静脉和隐神经。使用细针分离隐神经，以防意外损伤。为了精确进行针头解剖，应将细针的斜面朝向操作者，并轻轻沿组织平面滑动针尖。保持斜面角度，以形成锋利的底缘，从而在不施加过度牵引或压力的情况下，准确分离精细的结缔组织。若邻近血管出现轻微出血，可根据需要使用电凝止血。将显微镜放大倍数调整为16倍。当从内侧接近闭壳肌时，小心分离组织，直至一条垂直穿过的静脉——尾股静脉（vena caudalis femoris）显现可见。在解剖区域中央辨认伴随的视神经分支（Ramus Nervi Ophthalmici）。继续沿内侧向胫神经的内侧运动支进行内收肌的纵向解剖，该运动支支配腓肠肌。在建立吻合区域之前，仔细地从内侧或外侧进行解剖，以保护静脉的完整性。随后，使用神经刺激器对胫神经的运动支施加1毫安的电刺激，并确认腓肠肌发生收缩，以验证正确的神经反应。在准备受体神经时，应沿其自然走行进行精确分离。将异氟烷麻醉浓度提高至5%后，使用显微外科剪刀在距肌肉表面不到三毫米处横断神经。随后将异氟烷麻醉浓度降至2%至3%。将吻合部位置于靠近运动支进入肌肉的入口处，以促进轴突的最佳再生。将隐神经穿过内收肌群，到达胫神经的内侧运动支。然后使用110尼龙缝线，用两针精细缝合将两条神经对接，确保缝线不妨碍神经连接的有效界面。对于未经处理的对照组，在穿隧后不进行神经对接。相反，将隐神经远端残端移位并固定于腓肠肌筋膜上。现在在开始缝合皮肤前，将显微镜放大倍数调回6倍。使用皮内缝合技术，以80针大致对合表皮边缘，保持伤口张力最小。最后，使用无菌棉签蘸取0.9%氯化钠溶液清洁皮肤，以清除碎屑并确保最佳愈合。术后机械敏感性测试显示胫神经皮节区域存在组间差异，其中未经治疗的隐神经横断动物在整个六周随访期间表现出最高的敏感性。靶向肌肉再支配组显示出胫神经敏感性持续降低的趋势，组间差异在第二周时最为明

novel-surgical-rodent-model-for-studying-neuroma-pain-treatment

Research

科研

JoVE Journal

Neuroscience

神经科学

用于研究通过隐神经进行靶向肌肉再支配的神经瘤疼痛治疗方案的新型外科啮齿动物模型

本文描述的 spared nerve injury（SNI）动物模型是一种小鼠模型，通过损伤坐骨神经的胫神经和腓总神经分支，保留剩余的腓肠神经完整，从而建立外周神经病理性疼痛模型。由机械性异常性疼痛引起的行为学改变通过 von Frey...

小鼠中诱导机械性异常性疼痛的 spared nerve injury（SNI）模型

来源：Brakkee, E. M., 等 大鼠胫骨神经瘤移位模型中的手术操作与行为学检测 视频实验杂志...

建立胫神经瘤移位的大鼠模型

神经病理性疼痛是由影响躯体感觉系统的损伤或疾病引起的后果。小鼠神经病理性疼痛的“套管模型”是将聚乙烯套管植入坐骨神经主支周围。使用冯·弗雷丝（von...

小鼠神经病理性疼痛的坐骨神经套管模型

这种改良手术是一种简化的用于小鼠或大鼠的保留神经损伤模型的方法，仅需一次结扎和一次切割即可同时损伤腓总神经和腓肠神经。...

小鼠神经病理性疼痛的改良部分神经结扎手术模型

坐骨神经部分结扎可诱导产生持续时间较长的慢性神经病理性疼痛，其特征是对热和机械刺激的反应显著增强。该神经病理性疼痛小鼠模型常用于研究疼痛管理方面的创新疗法。本文详细描述了手术操作步骤，以提高实验的标准化程度和可重复性。...

部分坐骨神经结扎：一种用于研究新型疗法镇痛效果的慢性神经病理性疼痛小鼠模型

本方案描述了胫神经瘤移位模型，该模型包括对胫神经造成损伤，随后将神经近端残端移位至皮下胫前或外侧位置。通过冯弗雷单丝纤维测试对神经瘤疼痛和足底痛觉过敏的行为学表现进行定量评估。...

大鼠胫神经瘤移位模型中的手术操作与行为学检测

本文介绍了一项在国际多中心随机对照试验（RCT）（ClinicalTrials.gov，NCT05009394）背景下，实施再生性外周神经接口（Regenerative Peripheral Nerve Interface，RPNI）手术以治疗截肢后神经病理性疼痛的外科手术操作流程。该随机对照试验将RPNI与另外两种外科技术进行比较，分别为靶向肌肉再神经化（Targeted Muscle...

再生性外周神经界面：截肢后疼痛随机对照试验的外科手术方案

该方案概述了手术操作步骤 用于治疗截肢后疼痛的靶向肌肉再支配术（TMR）。在一项国际性随机对照试验中，TMR将与另外两种外科技术进行比较，即再生性外周神经接口术（RPNI）和神经瘤切除后立即埋入肌肉内。...

靶向肌肉再支配：截肢后疼痛随机对照试验的外科手术方案

本方案演示了如何在大鼠身上进行膝下截肢术，并立即实施靶向肌肉再神经支配（iTMR），以研究治疗和预防截肢相关疼痛的策略，并进一步理解与截肢相关的疼痛机制。...

大鼠后肢膝下截肢模型与即时靶向肌肉再支配

利用功能磁共振成像和行为学方法，确定人类大脑中对风险性和模糊性选项主观价值的神经表征。...

使用实验经济学与功能磁共振成像方法测量风险性与模糊性选项的主观价值

了解用于研究神经瘤疼痛的新型大鼠外科模型，通过显微外科技术评估靶向肌肉再神经支配的治疗效果。该模型为临床转化研究提供了重要工具。

一种用于研究通过隐神经靶向肌肉再神经支配治疗神经瘤疼痛新方法的新型手术啮齿动物模型

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