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我们使用 Perplexity 和 Microsoft Copilot 辅助进行英文语言润色。所有内容均已由作者审阅并批准。本项目获得了挪威大学、挪威科技大学以及挪威研究理事会的资助。

本方案中描述的实验已获得挪威动物研究管理局（FOTS-ID 25415）批准，并依照欧盟关于用于科学目的动物保护的指令 2010/63/EU 进行。实验共使用11头挪威兰德瑞斯猪（Sus scrofa domesticus），包括10头雄性和1头雌性，平均年龄为56 ± 1.5天，平均体重为30 ± 3 kg。实验装置如图1所示。
1. 动物取材、麻醉与监测
<ol>
	<li>动物取材
	<ol>
		<li>与当地农户协调，获取适合计划实验所需大小和体重的猪。</li>
		<li>为促进动物福利，应在操作前立即取出动物。为其提供 随意摄取 自由获取食物和水，直至回收。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>农场中的镇静处理
	<ol>
		<li>为一头30公斤重的猪注射以下肌肉用药物混合物：氯胺酮2500 mg（25 mL的Belatamin VET 100 mg/mL）、咪达唑仑10 mg（2 mL的咪达唑仑5 mg/mL）、阿托品1 mg（1 mL的Atropin）。</li>
		<li>通过确认猪只处于睡眠状态、卧倒且对刺激无反应，以确保镇静充分后再进行转运。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将镇静后的猪置于安全且通风的笼子中运输。使用加热毯防止低体温。尽量缩短运输时间。</li>
	<li>实验室准备
	<ol>
		<li>称重猪只。使用标准无菌技术在猪耳部插入两根20G外周静脉导管。如有需要，可在收缩的静脉处放置装有温水的手套以促进血管扩张。将弹性绷带或纱布卷成卷状置于猪耳外侧，并用胶带固定，以稳定静脉导管。</li>
		<li>清洗并剃除颈部和下颌毛发。根据需要静脉注射氯胺酮（50 mg）或硫喷妥钠（50–100 mg）以维持镇静状态。避免使用高剂量硫喷妥钠，以确保自主呼吸。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>初步监测与定位
	<ol>
		<li>将猪俯卧位置于手术台上。将新生儿脉搏血氧仪连接至尾部，并将心电图（ECG）电极连接至躯干，确认读数清晰。</li>
		<li>开始静脉输注，具体如下： 
		导管1：硫喷妥钠（Pentocur Abcur）用5%葡萄糖或0.9% NaCl稀释至终浓度25 mg/mL，输注速率为0.16 mL/kg/h（相当于4 mg/kg/h） 
		导管2：将咪达唑仑和吗啡用5%葡萄糖或0.9% NaCl稀释至终浓度分别为0.15 mg/mL和2 mg/mL（相当于0.15 mg/kg/h和2 mg/kg/h）。输注速率为1 mL/kg/h。在同一导管中同时给予醋酸林格液（Ringer's Acetate），4–10 mL/kg/h。 
		&#8203;警告：切勿将戊巴比妥与其他药物混合，以免静脉导管内形成结晶。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>氧合与深度麻醉诱导
	<ol>
		<li>通过与自膨胀式呼吸气囊连接的猪专用面罩，以6 L/min的速度提供氧气。</li>
		<li>使用戊巴比妥（200–300 mg，静脉注射）诱导深度麻醉，并确认自主呼吸停止。开始面罩通气。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>插管
	<ol>
		<li>使用开口器打开猪的口腔。将猪置于俯卧位，插入5号Miller直型喉镜片以定位会厌并暴露喉入口。监测血氧饱和度（SpO₂）2使用附带的脉搏血氧仪监测，并在血氧饱和度低于80%时根据需要进行通气。</li>
		<li>进行气管插管时，插入导丝直至出现咳嗽反射，提示已到达隆突。沿导丝推进外径7.0 mm的气管导管，并将导管逆时针旋转90°，以利于通过声门。取出导丝，然后充盈气囊。</li>
		<li>使用与二氧化碳测定仪相连的自动膨胀气囊对猪进行通气。通过观察CO₂波形来确认气管插管位置是否正确。2 返回并听诊肺部呼吸音。用胶带固定导管。</li>
		<li>若放置失败——表现为无通气音且无呼气末潮气二氧化碳——2 （ETCO₂）2)&#160;-- 取下试管，重复该步骤。</li>
		<li>将管路连接至呼吸机。设置容量控制通气模式如下： 
		潮气量：8-10 mL/kg 
		呼吸频率：约17次/分钟 
		吸入氧浓度分数（FiO₂）2): 21% 
		&#8203;呼气末正压（PEEP）：5 cmH₂O2O</li>
		<li>监测 SpO₂2 和结束ETCO2调整通气频率以维持血液 pH 值约为 7.45。避免过度通气以防止碱中毒。大多数猪的生理碱剩余（BE）较高，为 +5 至 +10，因此其呼气末二氧化碳（ETCO₂）目标值应高于人类。2 以维持 pH 稳定性。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 仪器设备
<ol>
	<li>动脉导管置入
	<ol>
		<li>将猪置于仰卧位，并用纱布绷带固定四肢。</li>
		<li>使用含5 mg/mL乙醇的氯己定对颈部、下颌、腹股沟和腹部进行消毒，并覆盖无菌铺巾。</li>
		<li>伸展后肢以暴露髂动脉。使用超声定位髂动脉，采用Seldinger技术插入5 French脉搏指数连续心输出量（PiCCO）动脉导管。</li>
		<li>将导管连接至预充的压力量测换能器及冲洗装置。对换能器调零，确认获得良好的动脉压力波形后，释放后肢。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>膀胱导管置入
	<ol>
		<li>使用超声在最低乳头线水平定位膀胱。使用电外科设备行小切口腹膜切开术以暴露膀胱。 
		注意：电外科设备会产生高温，存在热损伤风险。避免接触电极以防人身伤害，操作时应精确控制，避免接触周围组织以防止意外损伤。电外科会产生潜在致癌的手术烟雾。应尽量减少使用，并确保有效的局部烟雾抽吸和室内通风。</li>
		<li>在膀胱壁上缝合一圈荷包缝合线（直径0.5 cm）。在缝合圈内使用电外科设备做0.5 cm切口，插入12 Charrière导管。</li>
		<li>用无菌水充盈导管气囊并收紧缝线。将导管连接至集尿袋。</li>
		<li>将膀胱复位至腹膜腔内，并使用缝合钉关闭腹膜切口。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>中心静脉导管（CVC）置入
	<ol>
		<li>将猪置于头低脚高位（Trendelenburg位），并将呼吸机的呼气末正压（PEEP）调至10 cmH2O，以扩张颈部静脉。</li>
		<li>使用超声定位左侧颈外静脉，采用Seldinger技术插入三腔中心静脉导管。</li>
		<li>确认所有管腔均有静脉回血。将镇静药物和液体输注转移至中心静脉导管。</li>
		<li>将压力换能器连接至第三腔，确认中心静脉压（CVP）波形。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>血管导入鞘及植入式心律转复除颤器（ICD）电极置入
	<ol>
		<li>使用超声定位右侧颈外静脉。</li>
		<li>采用Seldinger技术插入7 Fr血管导入鞘。确认静脉回血后用生理盐水冲洗。（导入鞘尺寸可能因ICD电极类型而异——请参考相应生产商说明）。</li>
		<li>将PEEP降低至5 cmH2O，并调平手术台。通过经食管超声心动图或X线透视确认导入鞘尖端位置。</li>
		<li>通过血管导入鞘插入单线圈ICD电极。将电极推进至右心室心尖部。</li>
		<li>根据设备可用情况，使用经胸或经食管超声心动图或X线透视观察电极位置是否合适。</li>
		<li>使用专用连接导线将ICD电极连接至起搏系统分析仪（PSA）。通过测量心内R波振幅大于&#62;6 mV，确认电极位于右心室。</li>
		<li>释放螺旋头端，将ICD电极尖端固定于右心室心内膜（心尖部或远端室间隔）。</li>
		<li>通过测量起搏阈值（&#60;2.5 V；0.4 ms）和阻抗（起搏阻抗500–1500 Ω，除颤线圈阻抗50–100 Ω）确认电极位置合适。必要时重新调整电极位置。</li>
		<li>使用电外科设备在左侧锁骨下方做一条4 cm长的横向皮肤切口。使用镊子和手指创建一个足够容纳ICD的小型皮下囊袋。</li>
		<li>将电极连接至ICD，并将设备置入囊袋中。必须确保ICD电极在右心室位置良好，且可伸缩螺钉牢固固定于心肌组织。若测得R波振幅下降或起搏阈值显著升高，应重新调整电极位置。此外，若阻抗（起搏和/或除颤）超出正常范围，应检查电极连接端是否完全插入ICD接头内，并确认固定螺钉已牢固旋紧。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 起搏器/除颤器编程
<ol>
	<li>在 Pacing System Analyzer (PSA) 上将模式从 PSA 模式切换至编程器模式。使用配套的天线将 ICD 与编程器连接，并确认无线遥测功能正常。</li>
	<li>ICD 编程软件将自动启动。重复测量心内 R 波幅度、阈值和阻抗，并在必要时调整 ICD 导线位置。</li>
	<li>将起搏模式编程至所需参数设置（例如，VVI 60 bpm，输出电压 3.5 V；脉宽 0.4 ms；开启自动感知功能）。</li>
	<li>将心动过速治疗参数编程至所需数值，包括治疗区数量、触发治疗所需的连续 R 波数量以及治疗类型，例如设置两个区域：室性心动过速（VT）190–240 bpm 和心室颤动（VF）&#62; 240 bpm。在 VT 区域中，需满足 32 个间期，先进行两次抗心动过速起搏，随后给予 30 J 同步电复律；在 VF 区域中，满足 12 个间期后给予直流电击。 
	注意：心律失常的检测时间取决于所设定的参数，包括心率（周期长度）和用于诊断的连续 R 波数量。例如，若心率为 240 bpm 且需要 12 个连续 R 波来诊断 VF，则检测时间明显短于心率为 180 bpm 且需要 32 个 R 波的情况。此机制适用于临床实践中自动给予治疗的设置。相比之下，在使用编程器测试模式时，治疗可在预设时间间隔（最长 20 秒）后或由操作者手动触发，即在操作者激活前不给予任何治疗。在后两种模式下，心律失常的检测为手动而非自动。</li>
	<li>在编程器屏幕右侧，选择 测试 图标，然后打开 Fibber 和 NIPS 文件夹。按下 心室颤动（Ventricular Fibber） 图标以启用多种 VF 诱发方法，其中最可靠的是 DC Fibber11&#160;——即施加 7.5 V 的恒定直流电压持续 2 秒。其他诱发 VF 的方法包括 T 波上放电或 50 Hz 快速起搏。</li>
	<li>当诱发 VF 后，屏幕左下角提供三种治疗递送选项。选择“自动”模式，此时设备将根据 ICD 中预设的心动过速治疗参数自动实施电击治疗。其他选项包括“定时”模式，即 ICD 将在 3 至 20 秒之间可编程的时间间隔后放电；或“手动”模式，即仅在操作者按下 递送治疗（Deliver Therapy） 图标时才实施治疗。</li>
	<li>通过点击 心室 NIPS（Ventricular NIPS） 图标可诱发室性心动过速。选择 脉冲串（Burst） 图标并设定所需的周期长度以诱发 VT，例如 300 ms，对应心率为 200 bpm。按住 按住以施加脉冲串（Hold to Apply Burst） 最长 20 秒（最大值）以诱发 VT。若首次尝试失败，可重复操作并缩短周期长度，例如 280 ms 或 260 ms。</li>
	<li>若诱发了 VT 或 VF，设备将根据“心动过速（Tachy）”文件夹中的编程设置递送治疗。要查看或修改这些设置，请点击设备上的 参数（Parameters） 图标。确保恢复窦性心律（SR）。</li>
</ol>
4. 建立无创连续颈动脉多普勒监测
<ol>
	<li>为监测颈动脉血流，可结合使用左颈动脉的动脉内压力描记，并在条件允许时，辅以无创超声引导下对右颈动脉进行双手自由、连续多普勒血流速度测量，例如使用RescueDoppler15。</li>
	<li>将多普勒探头垂直固定于左颈动脉上方。使用足量超声耦合剂，确保探头与皮肤良好接触。</li>
	<li>观察超声监护仪，确认获得清晰的颈动脉血流波形。使用粘性胶带充分固定探头。</li>
</ol>
5. 开展心脏骤停研究
<ol>
	<li>通过起搏器获取的腔内心电图和患者监护仪获取的体表心电图来监测心脏节律。</li>
	<li>通过患者监护仪获取的左侧颈动脉有创动脉压以及通过RescueDoppler获取的右侧颈动脉超声引导下血流速度测量值来监测自主循环恢复（ROSC）。</li>
	<li>根据研究方案，使用程控仪中的任一可用方法诱导心室颤动（VF）或室性心动过速（VT）。对于雅培（Abbott）设备，诱导VF最可靠的方法是直流诱发（DC Fibber）：施加7.5 V的恒定直流电压，持续2秒。其他诱导VF的方法包括T波上放电或50 Hz起搏。通过快速超速起搏诱导VT，通常周期长度为300–250 ms（对应心率为200–240 bpm）。</li>
	<li>观察颈动脉多普勒波形上颈动脉血流的停止。按照研究方案维持无血流期。</li>
	<li>根据研究方案进行人工心肺复苏（CPR）、机械按压或其他干预措施。</li>
	<li>必要时，通过植入式除颤器传递手动直流电击，将猪恢复为窦性心律。根据动物体型设定能量水平并进行调整。对于成年猪，最大能量设置通常为36–41 J，具体取决于制造商。在体型较小的动物中，10–20 J可能已足够。 
	注意：在人类中，植入式心律转复除颤器（ICD）治疗心室颤动时通常释放30–40 J的能量。在30 kg的猪中，较低能量可能已足够，这有助于延长ICD的使用寿命，使其可在其他动物中重复使用。释放能量可编程设定，但不建议低于15 J，因为能量过低可能导致转复失败，需重复使用更高能量电击，从而延长停搏时间，并降低动物间实验结果的可重复性。</li>
	<li>为确保高转复率，应在120秒内终止心室颤动。若动物处于室性心动过速，可通过抗心动过速起搏（ATP）——即以快于心动过速的频率输送低电压脉冲——或同步直流电击（心脏复律）实现转复。 
	注意： commercially available ICDs cannot be programmed to indefinitely withhold therapy. 出于安全考虑，一旦达到最大检测时间且心律仍为心室颤动，设备将自动实施电击。 
	警告：在实施直流电击时，避免直接接触动物。尽管电击通过植入电极进行，电损伤风险极低，但仍必须遵循标准安全预防措施。</li>
	<li>让动物休息，确保生理参数恢复正常，包括血压、呼气末二氧化碳（ETCO2）和pH值。通常休息时间为5–10分钟，或直至生命体征尽可能恢复至基线水平。</li>
	<li>根据研究方案需要，重复步骤5.3至5.6多次。</li>
</ol>
6. 安乐死与废弃物处理
<ol>
	<li>研究结束后，通过注射50 mmol氯化钾（50 mL，浓度为1 mmol/mL的氯化钾）或戊巴比妥钠0.1 mg/kg（Exagon vet 400 mg/mL）对猪实施安乐死。 
	警告：安乐死药物为强效且致命的药剂，操作时须格外谨慎，并严格遵守当地安全规程。</li>
	<li>从动物尸体上移除所有异物，包括起搏器、电极、导管、管路和导线。将所有锐器（如注射器）丢弃至经批准的锐器容器中。 
	警告：在取出植入式心律转复除颤器（ICD）之前，务必确保已编程设置为关闭治疗功能，以防止在操作、储存及准备重复使用过程中发生意外电击。应将动物尸体及所有一次性使用设备视为生物危害材料，并依照当地生物安全与废弃物管理法规进行处置。</li>
</ol>

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</ol>

Charlotte Björk Ingul 担任 Cimon Medical 公司的顾问，该公司拥有与 RescueDoppler 相关的技术。其余作者声明无利益冲突。

据我们所知，目前尚未有文献报道过利用可植入式除颤器在猪体内同时诱发和转复心室颤动（VF）的模型。通常使用正弦波发生器或通过心外膜电极连接外部电池的直流电来诱发VF。心律转复通常采用外部除颤器完成。尽管这些方法能够可靠地诱发VF，但已有报道显示，在多达45%的情况下，使用外部除颤无法成功转复动物的心律2。
在心肺复苏期间，由于按压相关伪影可能掩盖基础心律，心电图监测具有挑战性18。然而，植入式除颤器结合心内电图可在胸外按压期间实现持续的心律监测，从而更准确地进行实时心律评估，并可靠地完成按压后的分析。
相比之下，该模型能够可靠地使所有动物恢复窦性心律，每次实验可实现多次成功转复。这使得单个动物可在不同的实验方案中重复使用，从而减少了实验动物的牺牲数量，并提高了整体资源利用效率。此外，该模型无需使用外部除颤贴片，节省了胸壁空间，改善了术中操作的可及性。
该模型的独特之处在于，可在完整动物体内研究短暂、完全性循环停止的生理效应，且通过一次轻柔的内部电击即可实现心脏重启。这一特点使得研究人员能够对重要器官（如肾脏和胃肠道）的缺血耐受性、全身性缺血后血流的重新分布，以及内源性交感神经激活、缺血应激反应与肾上腺素能药物给药之间的相互作用进行可控性研究。因此，该模型为探索心脏骤停引起的器官特异性及全身性反应提供了一个有价值的实验平台，可在高度标准化的条件下诱导全身性缺血。除电极放置外，维持生理稳定性对于实验的可重复性至关重要。持续监测体温、通气状况和麻醉深度，可确保实验全程维持正常体温、充分氧合以及稳定的血流动力学状态。
所展示的代表性结果表明，在受控的实验条件下，由植入式心律转复除颤器（ICD）控制的心室颤动（VF）诱发与转复具有可靠性和可重复性。远程诱发和终止心室颤动的能力实现了快速而精确的时间控制，并将外部干扰降至最低，这对于研究心脏骤停的生理机制和复苏动力学具有重要价值。结果分析主要关注心室颤动诱发的一致性、成功转复的次数以及自主循环恢复（ROSC）的稳定性。
本研究遵循3R原则，在尽量减少使用动物数量的同时，获得了统计学上稳健的数据。由于复苏成功率较高，每个受试对象均可多次诱导心室颤动和心脏转复。通过在个体内部采用重复测量统计方法，并结合考虑固定效应和随机效应的混合效应模型，本研究仅使用了11只动物即得以完成。
局限性 
该模型的主要局限性在于需要专用设备和操作者具备专业知识。起搏器脉冲发生器、经静脉起搏导线、程控仪以及经过培训的操作人员均为必需。起搏导线的准确定位至关重要，通常需要通过经胸超声心动图或透视引导来实现。
因此，该模型在资源有限的环境中实施可能存在困难。然而，一旦建立，该方法可高效、可重复地诱导和终止心室颤动，减少不可转复性颤动的发生，提高实验控制性。该模型广泛适用于开展相关研究的科研团队 体内 大型动物模型中的复苏研究
该猪模型旨在评估在心脏复苏期间进行自动颈动脉多普勒监测的可行性，而非用于测试临床复苏策略。研究重点为急性生理反应，并作为终末性实验方案实施，因此未进行长期随访或组织学评估。此外，本研究仅使用了11只动物。尽管在每只动物中进行了多次重复实验，但个体间的变异性可能尚未被充分捕捉。同时，研究未设立采用传统方法的对照组。尽管文中提及传统方法失败率较高，但由于缺乏在同一实验框架内的直接比较，限制了对所提出技术相对优势的证明能力。最后，该模型需要使用特定设备，如植入式心脏复律除颤器（ICD）、程控仪和多普勒超声仪，这可能限制其在资源有限环境中的应用。此外，手术操作技术要求较高，涉及多个血管通路建立、膀胱造瘘以及ICD植入，对于经验不足的操作者而言可能存在较大的学习难度。
在此实验设置中，心内电图记录无法从编程单元导出，因此数据解读完全依赖于视觉监测。未来的研究应结合一种能够直接导出心电图波形的方法，以促进定量分析。

猪与人类在解剖学和生理学上具有显著的相似性，因此猪模型在复苏研究中至关重要1。诱发心室颤动（VF）和心脏骤停的技术包括：通过脊柱穿刺针插入心肌，并使用9 V电池或正弦波发生器施加直流电（DC）2；经皮或皮下施加交流电（AC）3,4；或使用起搏电极经心肌内给电，可采用直流电（DC）（9 V电池）、交流电（AC；示波器/函数发生器）或体外起搏器5,6,7,8。尽管这些方法均能有效诱发心室颤动，但通常通过体外经皮施加直流电击来实现向窦性心律（SR）的转复，且自主循环恢复（ROSC）效果往往不理想。此外，体外电击会带来显著的生理和组织应激，并可能导致损伤9,10，从而限制了每只动物可接受的重复干预次数。因此，VF研究通常需要大量动物才能检测到具有统计学意义的差异，这与减少动物使用的伦理要求相冲突。
既往在人体中的研究表明，可使用植入式心律转复除颤器（ICD）系统诱发心室颤动（VF）11。据我们所知，尚无研究在猪模型中探讨通过ICD系统进行重复诱发和转复心室颤动。心电图（ECG）可用于检测心室颤动向窦性心律的转复。在心肺复苏（CPR）期间，由于运动伪影以及电极-皮肤界面和电极电学特性相关的干扰，高质量的标准体表心电图可能不可靠或难以获取12,13,14。
根据动物研究的3R原则（替代、减少和优化）8，以及我们关于心脏骤停期间血流检测的持续研究15,16,17，我们旨在建立一种可预测且可重复的猪心脏骤停模型，能够在单只动物体内反复诱导心室颤动（VF）并将其转复为窦性心律（SR）。此外，我们还计划利用植入式心律转复除颤器（ICD）设备在心肺复苏（CPR）期间获取心内电图（ECG）信号。该方法通过降低实验变异性并提高心肺复苏成功率，解决了现有模型的关键局限性，减少了动物使用数量，并促进了更可靠的心脏骤停研究。这种优化的方法保证了实验的一致性，在多个方面显著优于传统技术，使研究人员能够在遵循实验设计伦理标准的同时获得可靠的结果。该模型在技术上较为先进，需要配备ICD设备及其程控仪，并需使用X线透视或超声引导起搏电极导线的植入。由于ICD设备、起搏电极导线和血管穿刺导入装置的尺寸限制，本模型适用于体重至少25 kg的猪。

<table><tbody><tr><td>Abbott Durata 7120 单线圈 ICD 导线</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>7120</td><td></td></tr><tr><td>Abbott Gallant VR ICD</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>CDVRA500Q</td><td></td></tr><tr><td>Abbott Merlin 程控仪</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>3650</td><td></td></tr><tr><td>中心静脉导管 Certofix trio</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Germany</td><td>4167408-07</td><td></td></tr><tr><td>气管插管 Portex #7.0</td><td>Smiths Medical, Rockland, MA</td><td>100/150/070</td><td></td></tr><tr><td>Exagon VET（戊巴比妥 400 mg/mL）</td><td>VetViva Richter, Wels, Austria</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>肝素 5000 IU/mL</td><td>Panpharma, Luitr&amp;eacute;, France</td><td>ETI3M807-1</td><td></td></tr><tr><td>氯胺酮 50 mg/mL</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Sweden</td><td>LB-12355-01</td><td></td></tr><tr><td>咪达唑仑 5 mg/mL</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Germany</td><td>753-12612876-0621</td><td></td></tr><tr><td>吗啡</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Sweden</td><td>LB-122184-01</td><td></td></tr><tr><td>生理盐水冲洗液</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Sweden</td><td>B202382-05</td><td></td></tr><tr><td>PentoCur（硫喷妥钠）</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Sweden</td><td>LB-122564-01</td><td></td></tr><tr><td>外周静脉留置针 20G Vasofix</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Germany</td><td>4268113B</td><td></td></tr><tr><td>PiCCO&amp;nbsp; 监测套件（压力传感器、冲洗系统和热敏电阻）</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Germany</td><td>PV8215</td><td></td></tr><tr><td>PiCCO 导管 5 Fr 20 cm</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Germany</td><td>PV2015L20-A</td><td></td></tr><tr><td>TruWave 压力传感器及冲洗套件</td><td>Edwards Lifescience, Irvine, CA</td><td>PX272</td><td></td></tr><tr><td>RescueDoppler</td><td>Cimon Medical, Trondheim, Norway</td><td>N/A</td><td>专有设备，不对外销售</td></tr><tr><td>醋酸林格液</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Sweden</td><td>B203150-02</td><td></td></tr><tr><td>导尿管 12 Ch</td><td>Various</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>血管鞘导入器 Prelude 7.0 Fr</td><td>Merit Medical, South Jordan, UT</td><td>PSI-7F-11-035-18G</td><td></td></tr><tr><td>Vue 超声耦合剂</td><td>Optimum medical, Leeds, United Kingdim</td><td>1157</td><td></td></tr></tbody></table>

使用植入式除颤器建立猪心脏骤停模型

Porcine Cardiac Arrest Model Using an Implantable Defibrillator

本研究介绍了一种可重复的猪心脏骤停模型，该模型利用植入式心律转复除颤器（ICD）可靠地诱导和转复心室颤动（VF），并在复苏期间实现心内膜心电图（ECG）监测。大型动物模型对于心脏骤停的转化研究至关重要；然而，传统的心室颤动诱导与转复技术——主要依赖体外电极和除颤——常受到运动伪影、转复成功率不稳定以及动物资源消耗较大的限制。本方案描述了在同一动物体内重复进行心室颤动诱导与转复的循环过程，在遵循“3R原则”（替代、减少和优化）的前提下，实现了精确控制，同时最小化生理应激和动物使用数量。基于ICD的方法可在整个复苏过程中通过心内膜心电图实现准确的心律监测，相较于体表心电图具有更强的抗伪影能力。在本研究中，11头猪成功完成了多次心室颤动诱导与转复，成功率高，并恢复了自主循环。该模型为心脏骤停研究提供了标准化且可靠的数据采集平台，确保实验的一致性，有助于对病理生理机制和复苏策略进行可重复的深入研究，同时最大限度减少动物使用。

有意控制地诱导心室颤动（VF）并随后通过除颤恢复为窦性心律（SR）且实现自主循环恢复（ROSC），被视为该方法的成功结果。若无法诱导 VF 或无法完成除颤复律，则视为失败结果。使用 VF 诱发模式在所有实验动物中均成功、一致地诱导出 VF 或室性心动过速（VT），符合预期（表 1）。此外，使用除颤模式亦能对所有猪只实现一致的复律。VF 的诱导和除颤复律均通过程控单元远程控制完成，因此无需额外的体外起搏器或除颤设备。在每次实验过程中，所有动物均多次成功实现 VF 诱导后的除颤复律并恢复自主循环（ROSC）（表 1）15,17。每次 VF 诱发序列之间的静息间隔至少为 5 分钟。在所有动物的所有序列中，诱导 VF 后实现 ROSC 的成功率为 92%（表 1）。有一只动物在两次除颤电击后才成功转复为 ROSC，共发生两次。在两只实验动物中，于诱导 VF 前通过向冠状动脉注射微球以建立较大面积心肌梗死模型15，其 VF 诱导后出现无脉电活动（PEA）。另有一只动物在接受直流电击后立即转为心脏停搏（asystole）。上述三只动物随后均启动标准心肺复苏（CPR），但均未能实现 ROSC。在本系列共 11 例基于植入式心律转复除颤器（ICD）进行心室颤动诱导与复律的猪只实验中，每只动物均成功完成了多次 VF 与复苏循环。ICD 操作方案表现出高复律成功率，且生理应激小，自主循环恢复迅速。心内电图（ECG）监测在整个复苏过程中提供了无伪影的心律记录，从而实现对心律失常及干预措施的精确识别。这些结果表明，该技术具有良好的可靠性、可重复性，并可用于详细的结果分析，例如转换率、恢复时间间隔以及心电图信号质量的评估，从而为复苏策略的深入实验研究提供了有力支持。
<img alt="猪模型中的心血管系统示意图；监测设备和心肺旁路回路；外科研究。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69305/69305fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 
图1：实验装置示意图。（A）实验动物俯卧位行气管插管并连接呼吸机。仰卧位下，在超声引导下建立以下血管通路：（B）将PiCCO动脉导管插入股动脉，（C）将中心静脉导管置入右侧颈外静脉，以及（D）将血管鞘导入器插入右侧颈内静脉。此外，经皮膀胱造瘘导管被置入膀胱（本图未显示），以及（E）将RescueDoppler颈动脉血流探头放置于左侧颈动脉上方。（F）通过血管鞘将起搏电极送入右心室，并通过超声心动图或透视确认其位置。（G）将植入式心律转复除颤器（ICD）装置植入左侧锁骨下皮下囊袋，并与起搏电极连接。（H）动物连接至多模式监护仪，持续监测心电图（ECG）、尾部容积描记法（SpO₂）、动脉血压、中心静脉压和呼气末二氧化碳（CO₂）。（I）RescueDoppler传感器连接至RescueDoppler记录仪，提供连续的颈动脉血流波形。（J）ICD设备通过遥测技术与ICD程控仪连接。本图使用BioRender绘制。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69305/69305fig1large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td colspan="2">起搏器诱发的心律失常</td>
			<td colspan="2">实施的心肺复苏操作</td>
			<td>心律失常转复率 (%)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>猪*</td>
			<td>心室颤动 (n)</td>
			<td>室性心动过速 (n)</td>
			<td>手动按压 (n)</td>
			<td>机械按压 (n)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>12</td>
			<td>4</td>
			<td>6</td>
			<td>2</td>
			<td>91.6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2</td>
			<td>14</td>
			<td>7</td>
			<td>0</td>
			<td>5</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3</td>
			<td>9</td>
			<td>7</td>
			<td>0</td>
			<td>9</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4</td>
			<td>8</td>
			<td>4</td>
			<td>5</td>
			<td>5</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5</td>
			<td>18</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
			<td>5</td>
			<td>94.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>87.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7</td>
			<td>15</td>
			<td>8</td>
			<td>9</td>
			<td>6</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8</td>
			<td>18</td>
			<td>0</td>
			<td>9</td>
			<td>9</td>
			<td>94.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9</td>
			<td>14</td>
			<td>2</td>
			<td>9</td>
			<td>5</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10</td>
			<td>27</td>
			<td>0</td>
			<td>13</td>
			<td>11</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>11</td>
			<td>19</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
			<td>4</td>
			<td>84.2</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1：ICD诱导的室颤/室速及后续心脏复律总结。*共有11头猪接受了实验。每只动物平均诱导出18次心律失常，包括心室颤动（VF）和心室心动过速（VT），使用植入式心律转复除颤器（ICD）进行诱导。VT/VF的平均持续时间为0.75分钟。根据先前的研究方案15,16,17，在部分VF发作期间进行了心肺复苏（CPR）。随后通过ICD给予直流电（DC）电击，将动物恢复为窦性心律（SR）。每次心律失常诱导前，动物均需稳定5分钟。

本方案演示了在猪模型中使用植入式心律转复除颤器（ICD）可靠地诱发室性心律失常、进行体内心脏复律以及获取心内电图记录的方法。

本研究介绍了一种可重复的猪心脏骤停模型，该模型利用植入式心律转复除颤器（ICD）实现可靠的心脏骤停诱导和……

我们希望开发一种简单、可靠的室颤与心脏复律模型，以获得更稳定的结果，并减少在心肺复苏研究中使用动物的数量。我们采用可植入式心脏复律除颤器来可靠地诱发室颤、实施心脏复律以及记录心内电图。在完成猪的术前准备后，将深度麻醉的动物置于仰卧位，并使用纱布绷带固定四肢。使用浓度为每毫升5毫克的乙醇氯己定溶液对颈部、下颌、腹股沟和腹部进行消毒，并用无菌巾覆盖消毒区域。伸展后肢以暴露髂动脉。利用超声定位髂动脉，采用Seldinger技术插入5 French脉搏指数连续心输出量动脉导管。将动脉导管连接至预充液的压力传感器和冲洗装置。对传感器调零后，确认获得良好的动脉压波形，然后松开后肢。将猪置于头低脚高位，并将呼吸机的呼气末正压调至10厘米水柱，以扩张颈静脉。在超声引导下，定位右侧颈外静脉，使用塞丁格技术插入7 French血管鞘。确认静脉回血后，用生理盐水冲洗鞘管。随后，插入带有止血阀的9 French双腔中心静脉通路套件。确认静脉血液回流至各管腔内。将镇静剂和液体输注转移至导管。随后将压力传感器连接至导管的一个管腔，确认出现中心静脉压波形。将呼吸机的呼气末正压降低至5厘米水柱。通过血管导入器插入单线圈可植入式心律转复除颤器（ICD）电极，并将其推进至右心室心尖部。然后使用专用连接器将ICD导线连接至起搏系统分析仪。确保心内R波振幅大于6毫伏。使用手术刀在左侧锁骨下方做一条4厘米长的横向皮肤切口。随后使用电灼术，继以钝性手指分离，制作一个足够大的皮下囊袋以容纳植入式心律转复除颤器（ICD）。将导线连接至植入式心律转复除颤器（ICD），并将设备置入皮下囊袋中。确认右心室导线保持在稳定位置。在将ICD连接至程控仪后，将起搏模式编程至所需设置，并查看R波感知幅度、起搏阈值及阻抗。然后设定心动过速治疗参数。在程控仪屏幕上，选择“测试”图标，打开心室颤动和NIPS文件夹。在心室颤动选项下，选择直流颤动，并将其设置为7.5伏持续两秒，以诱发心室颤动。当诱发心室颤动时，使用自动递送功能，使设备根据预设参数递送治疗。通过选择心室NIPS图标来诱发心室心动过速。选择Burst图标，并设置所需的周长，例如240毫秒。然后按住“保持”键，最长施加20秒的脉冲刺激。如果诱发了室性心动过速或心室颤动，根据“心动过速”文件夹中的程序设置进行治疗。选择“参数”图标以查看设置，并确保恢复窦性心律。通过髂动脉导管监测动脉压。同时，将免提式多普勒探头垂直置于左侧颈总动脉处，持续监测血流，以补充动脉压信息。确认多普勒显示图像中可见清晰的颈动脉血流波形。接下来，使用胶带将探头牢固固定。通过起搏器获取的心内电图以及监护仪上显示的体表心电图监测心脏节律。诱发心室颤动或心室心动过速后，观察多普勒血流图上颈动脉血流的停止，并根据研究方案要求维持无血流状态的时间。然后开始人工心肺复苏、机械按压或其他干预措施。通过有创动脉压和无创超声引导下的血流速度确认自主循环恢复。必要时，通过手动直流电击使猪恢复窦性心律。在120秒内终止心室颤动，以最大程度提高成功转复的可能性。若动物处于心室心动过速状态，应采用抗心动过速起搏或同步电复律。最后，让动物休息，并确保生理参数恢复正常，包括血压、呼气末二氧化碳和pH值。心室颤动模式在全部11只动物中均成功诱发了心室颤动或心室心动过速。植入式心律转复除颤器（ICD）随后成功恢复了每只动物的窦性心律和自主循环。诱发心室颤动后恢复自主循环的平均成功率为92%左右。每只动物平均由ICD诱发18次室性心律失常，包括心室颤动和心室心动过速。与其他方法相比，我们的方法在心肺复苏期间通过人工节律监测实现了92%的循环恢复成功率。主要挑战在于需要专门的设备以及熟练的操作人员进行ICD植入和编程。我们的模型将复苏成功率从约50%提高到90%，可在每只动物上重复进行心室颤动、心肺复苏和心脏转复循环，显著减少了实验动物的使用量。

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