Name: 小鼠异位后肢至颈部移植：血管化复合同种移植的超显微手术模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-04-10T12:33:00.000+00:00
Duration: 6 min 53 s
Description: 学习小鼠后肢至颈部血管化复合同种移植的超显微手术技术，用于研究免疫耐受、排斥反应和缺血再灌注损伤。该方案提供可重复的步骤指导，帮助提高手术成功率并减少并发症。

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作者们承认本研究中使用了动物，并按照伦理准则和3R原则（替代、减少、优化），对动物在推动科学与医学知识进步中所发挥的作用表示尊重。作者们同时感谢纽约大学朗格尼健康中心（美国纽约）的动物实验室为本研究提供了实验动物和设施。

所有动物均按照《实验动物护理和使用指南》的规定接受了人道护理18。所有动物实验程序均经过机构动物护理和使用委员会（协议编号：202300058）以及动物护理和使用审查办公室的审查和批准。
供体采用雌性BALB/c小鼠，受体则使用雌性C57BL/6J小鼠，用于接受血管化复合组织异体移植（VCA）。移植时小鼠的年龄为8至30周，体重约为20至30克，并在标准饲养条件下维持饲养。本研究中所有数据均由一名外科医生完成。
1. 外科手术的一般注意事项
注意：使用无菌且经过高压灭菌的器械和耗材（已高压灭菌），并保持无菌操作环境。所需器械请参见材料表。
<ol>
	<li>使用异氟烷吸入麻醉舱对小鼠进行麻醉，并通过呼吸面罩维持麻醉状态。具体操作详见第2和第3节。 
	注意：尽管供体和受体小鼠的体重相近，但由于手术侵入性和伤害性刺激程度不同，所使用的异氟烷浓度有所差异。供体手术涉及更广泛且更具侵入性的操作过程，包括广泛的组织分离和移植物获取，由此产生更强的手术和伤害性刺激，因此在诱导和维持阶段均需更高浓度的异氟烷以保持稳定的麻醉深度。相比之下，受体手术侵入性较低，主要为颈部血管暴露和血管吻合；因此，较低浓度的异氟烷即可达到充分的外科麻醉效果，同时降低过度心血管或呼吸抑制的风险。</li>
	<li>在皮肤准备前，使用脱毛膏处理手术区域。</li>
	<li>在整个操作过程中，密切监测心率和呼吸频率（心率约为350–450次/分钟，呼吸频率约为60–100次/分钟）。</li>
	<li>所有外科操作均应在显微镜下进行，放大倍数需适应超显微外科手术的要求。 
	注意：所有外科操作均在配备0.5×物镜和10×目镜的手术显微镜下完成，总放大倍数范围约为4×至31.5×。较低倍数（约4×）用于皮肤切口和粗略解剖，而较高倍数（最高约31.5×）则用于血管解剖、套管放置和微血管吻合。</li>
	<li>根据手术阶段和解剖背景，按照下述各节描述，选择双极电凝（6 W）、单极电凝（Bovie；最高功率设置）或缝扎法进行止血。</li>
</ol>
2. 供体左侧部分后肢的获取
注意：此为非存活手术操作。
<ol>
	<li>确保加热垫（100 °F）正常工作。</li>
	<li>使用诱导室以1 L/min的氧气流速输送3.5%异氟烷进行麻醉诱导，随后通过呼吸面罩以0.8–1 L/min的氧气流速维持3%异氟烷麻醉。 
	注意：本方案未给予术前镇痛，因为所有操作均在非存活性实验条件下于深度且稳定的麻醉平面中进行。</li>
	<li>使用脱毛膏去除供体小鼠从腹部至脚踝区域的毛发。</li>
	<li>从乳头近端稍远处至膝关节近端稍远处标记一个四边形皮肤切口（图1）。 
	注意：如有可能，优先选择左侧后肢，因其更易于解剖。</li>
	<li>从皮瓣的穿支（浅表下腹壁动脉和静脉）开始抬起皮瓣，并根据需要进行骨骼化处理。</li>
	<li>在头侧横断腹股沟韧带，并继续向尾侧解剖。在此阶段，确保暴露的分支使用双极电凝进行凝固。</li>
	<li>使用较大的单极电凝凝固并切除周围脂肪组织，以充分暴露外髂血管直至共同髂血管水平。使用较小的单极电凝解剖外髂和共同髂动脉周围的组织。</li>
	<li>屈曲膝关节以确定其位置，并使用双极电凝切开关节囊。</li>
	<li>再次伸展膝关节，同时使用双极电凝在凝固过程中横断股二头肌、股四头肌及其他相关肌肉。 
	注意：此步骤中，移植物所包含的肌肉量应在不损害股动脉的前提下尽可能减少。采取此项预防措施是为了防止移植物肌肉在颈部区域肿胀时导致受体小鼠气管偏移或前肢运动功能受损。</li>
	<li>使用双极电凝松解股骨头。</li>
	<li>仔细凝固源自外髂和共同髂血管的任何残留分支以及周围肌肉组织，并在保持止血的同时使用双极电凝进行解剖。 
	注意：此时，移植物仍仅通过共同髂血管从腹主动脉和下腔静脉分叉处的连接点与供体小鼠相连。</li>
	<li>在远离移植物的位置穿破动脉与静脉之间的膜，然后将眼科牵开器钩在动脉上。 
	注意：务必始终将动脉置于牵开器中，切勿放置静脉，因为静脉过于脆弱。</li>
	<li>使用弯头Potts剪刀尽可能远端地仔细分离静脉与动脉。 
	注意：此步骤需要特别小心和精确。尽管耗时，但细致的分离可避免后续并发症。</li>
	<li>使用10-0 Prolene线结扎侧支血管。 
	注意：此阶段应避免使用电凝。结扎前应先解剖分支两侧，以防损伤。</li>
	<li>使用8-0 Prolene线结扎动脉。在动脉上放置一根固定缝线作为标记，以防止血管吻合时发生扭转。 
	注意：固定缝线应适度放松，以免损伤血管蒂。</li>
	<li>使用8-0 Prolene线结扎静脉。在静脉上两个位置放置固定缝线，以便其顺利穿过套管。由于静脉壁非常薄，管壁有时难以辨认，可将一根4-0尼龙线插入管腔内，以辅助固定缝线的定位。</li>
	<li>利用固定缝线将静脉穿过套管，并用血管夹夹闭套管。</li>
	<li>外翻血管壁，并使用9-0尼龙线将其固定于套管上。</li>
	<li>固定后，通过松开血管夹解除变形，使套管恢复原始形状（图2）。</li>
	<li>通过动脉以2 mL含肝素生理盐水（终浓度50 IU/mL）冲洗移植物（图3）。</li>
	<li>获取移植物后，在供体动物深度麻醉状态下实施颈椎脱位，处死动物，防止其苏醒。</li>
</ol>
<img alt="骨组织切片，组织学染色，显微镜观察；用于检查细胞结构和组织形态。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1779163243000" data-alt="图1"> 
图1：供体小鼠术前皮肤标记，标出左侧后肢计划切口的位置。 图像顶部指示头侧方向。切口方向从乳头近端稍远处延伸至膝关节近端稍远处（步骤2.4）。该标记可确保充分暴露浅表下腹壁浅动脉穿支。经Eduardo D. Rodriguez博士（医学博士，牙科博士）许可转载；版权所有者保留所有权利。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig1largev2.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
<img alt="显微外科手术图像；使用手术器械展示神经操作；实验技术。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig2v2.jpg" data-altupdatedat="1779163243000" data-alt="图 2"> 
图 2：移植物静脉上静脉套管的放置。 将髂外静脉翻转覆盖在聚乙烯套管上，并用9-0尼龙线固定（步骤2.18）。此步骤可确保管腔通畅，并为后续与受体颈静脉进行端对套管吻合提供快速、可靠的接口。(A) 使用血管夹抬起静脉，以便清晰观察静脉管腔和套管内腔。(B) 用间断的9-0尼龙缝线将静脉固定于套管后，确认静脉壁已环形固定于套管上（蓝色箭头）。(C) 固定后，通过移除血管夹释放形变，使套管恢复至原始形态（绿色箭头）。经Eduardo D. Rodriguez, MD, DDS 允许转载；版权所有归其所有。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig2largev2.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="显微镜下的组织样本，用于细胞结构分析染色。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig3v2.jpg" data-altupdatedat="1779163243000" data-alt="图3"> 
图3：移植移植物显示部分后肢异体移植物及血管蒂。 图像左侧对应移植物的近端，右侧对应远端。外髂血管和髂总血管与肌肉袖套及股骨保持连续性。动脉和静脉在数毫米范围内保持分离，以防止扭转，并在植入过程中实现最佳定位。经Eduardo D. Rodriguez博士、牙医学博士许可转载；版权由其本人保留。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig3largev2.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
3. 受体手术
<ol>
	<li>确保加热垫（100 °F）正常工作。</li>
	<li>使用 2.5% 异氟烷诱导麻醉，并以 2% 维持麻醉。 
	注意：本方案未在术前给予镇痛药物，因为在整个手术过程中维持了稳定且足够的麻醉深度。术中给予镇痛药物，并在术后继续使用，以确保围手术期有效镇痛，同时尽量减少对关键显微外科步骤期间血流动力学稳定性可能产生的影响。</li>
	<li>将右上肢向下放置，而非水平放置，以利于手术区域的暴露。</li>
	<li>皮下注射 0.5 mL 生理盐水以补充水分。</li>
	<li>手术前涂抹眼用润滑剂，因为本手术为可存活手术。</li>
	<li>使用脱毛膏去除颈部区域的毛发，范围至少覆盖预定切口周围 1 cm。</li>
	<li>做一小圆形皮肤切口（约 10 mm）。将剪刀经切口向尾侧插入，轻轻张开以分离胸部皮下组织，从而形成用于移植物植入的皮下腔隙。</li>
	<li>使用较大的单极电凝烧灼并切断外颈静脉的分支，以暴露外颈静脉。</li>
	<li>使用双极电凝烧灼胸锁乳突肌，然后将其切断。</li>
	<li>辨认并仔细游离颈总动脉。</li>
	<li>进行血管吻合：
	<ol>
		<li>动脉吻合：尽可能靠近近端用血管夹夹闭颈总动脉，然后在颈外动脉与颈内动脉分叉稍近端处使用 8-0 Prolene 线结扎并切断血管。</li>
		<li>动脉吻合：使用 11-0 或 12-0 尼龙线行端对端吻合，采用六针间断缝合（先缝合前壁四针，翻转血管后完成后壁缝合）。将 5-0 尼龙线置入两根血管内作为支架（图 4）。 
		注意：在吻合的最后阶段，最后两针应穿过组织但暂不打结，待抽出 5-0 尼龙支架后再打结，完成吻合口关闭。</li>
		<li>静脉吻合：尽可能靠近近端用血管夹夹闭外颈静脉，使用 8-0 Prolene 线尽可能远端结扎后切断静脉。</li>
		<li>静脉吻合：将套管插入外颈静脉，并用 9-0 尼龙线固定，注意避免蒂部扭转。 
		注意：应在动脉去夹前完成静脉吻合，因为过早再灌注可能增加血栓形成的风险。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>皮下注射 0.5 mL 生理盐水以补充水分，并在外周动脉吻合口周围放置藻酸盐以减少局部出血。</li>
	<li>先松开静脉夹，再松开动脉夹（图 5）。</li>
	<li>小心将移植物置于皮下胸部腔隙中，避免气管移位或前肢活动受限，确保穿支血管无扭转。</li>
	<li>此时给予镇痛处理（美洛昔康 5 mg/mL，皮下注射 100 µL；布托啡诺 0.3 mg/mL，皮下注射 80 µL）。</li>
	<li>使用 6-0 Ethilon 缝线缝合皮肤，缝合应紧密，以防止术后活动时松脱（图 6）。</li>
</ol>
<img alt="显微图像；组织中的光纤植入；生物学实验；细节视图。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig4v2.jpg" data-altupdatedat="1779163243000" data-alt="Figure 4"> 
图4：动脉吻合。 图像顶部标示颅侧方向。将尼龙单丝缝线插入血管腔内。在移植物获取期间放置的动脉固定缝线，在吻合过程中用作定位标记，以避免动脉扭转。吻合使用11-0尼龙线和No. 5镊子完成（步骤3.11.2）。经Eduardo D. Rodriguez，医学博士、牙科博士许可转载；版权由其本人保留。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig4largev2.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
<img alt="动物模型中的手术解剖图像，显示用于解剖学研究的组织暴露。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig5v2.jpg" data-altupdatedat="1779163243000" data-alt="图5"> 
图5：动脉和静脉去夹闭后移植物的再灌注。 图像顶部标明颅侧方向。完成动脉和静脉吻合（动脉：端对端吻合；静脉：套管法）后，确认动静脉走向正确且无扭转，随后松开夹闭钳——先松开静脉夹，再松开动脉夹——以恢复血流。皮肤皮瓣颜色立即发生变化，表明灌注成功（步骤3.13）。经Eduardo D. Rodriguez, MD, DDS许可转载；版权由其保留。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig5largev2.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="啮齿类动物外科手术、缝合切口、实验研究、兽医科学。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig6.jpg" data-altupdatedat="1779163243000" data-alt="图6"> 
图6：术后即刻最终外观。移植物被异位植入颈部区域，无张力且无气管偏移（步骤3.14）。在确认动脉搏动和静脉回流良好后，立即使用间断的6-0 Ethilon缝线关闭皮肤切口（步骤3.16）。此设计可最大限度减少自残行为，并便于每日对移植物进行检查。经Eduardo D. Rodriguez，MD，DDS许可转载；版权由其本人保留。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig6large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
4. 术后护理
<ol>
	<li>每天观察小鼠一次。 
	注意：应根据动物及移植物状况，在兽医指导下调整观察频率。受体小鼠需单笼饲养，以防止移植物受损。</li>
	<li>给予镇痛处理（美洛昔康 5 mg/mL，皮下注射 100 µL；布托啡诺 0.3 mg/mL，皮下注射 80 µL）。此外，若观察到脱水迹象，应皮下注射生理盐水以补充体液。</li>
	<li>评估移植物并进行每日体格检查，使用同一设备拍摄照片记录结果（图7）。</li>
</ol>
<img alt="伤口愈合过程，延时图像；手术当天（DOS）、术后第7天（POD7）、术后第14天（POD14）观察。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig7.jpg" data-altupdatedat="1779163243000" data-alt="图7"> 
图7：移植皮瓣随时间推移的临床过程。 连续的正面照片展示了术后演变情况。（A）手术当天，显示移植物灌注良好。（B）术后第7天，红斑消退，皮肤颜色趋于稳定。（C）术后第14天，皮瓣仍存活，术后第14天可见毛发再生。本研究重点在于手术技术，各病例所采用的免疫抑制方案有所不同。在图7所示病例中，于手术当天及术后第2、4、7、9天腹腔注射CTLA-4-Ig（500 µg），随后于术后第11、13、16、18、21天腹腔注射Lag3 BiTS（术后第11天为50 µg，之后为100 µg）。经许可转载；版权由Eduardo D. Rodriguez博士、牙医学博士保留。缩写：DOS = 手术当天；POD = 术后天数；BiTS = 双功能组织限制性抑制剂。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig7large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>

<ol><li>Lupon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+allografts+in+France%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Chir+Plast+Esthet%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite allografts in France: an update.</a> Ann Chir Plast Esthet. 70 (2), 140-147 (2025).</li>
<li>Rifkin, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+immunosuppression+regimens+in+hand%2C+face%2C+and+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">A comparison of immunosuppression regimens in hand, face, and kidney transplantation.</a> J Surg Res. 258, 17-22 (2021).</li>
<li>Sosin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+face%2C+eyelids%2C+ears%2C+scalp%2C+and+skeletal+subunit+transplant+research+procurement%3A+a+translational+simulation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Total face, eyelids, ears, scalp, and skeletal subunit transplant research procurement: a translational simulation model.</a> Plast Reconstr Surg. 137 (5), 845e-854e (2016).</li>
<li>Brydges, H. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+face+and+whole+eye+transplantation%3A+cadaveric+rehearsals+and+feasibility+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg+Glob+Open%22%5BJournal%5D)">Combined face and whole eye transplantation: cadaveric rehearsals and feasibility assessment.</a> Plast Reconstr Surg Glob Open. 11 (11), e5409(2023).</li>
<li>Perraudin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+upper+limb+allograft+harvesting+for+proximal+arm+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite upper limb allograft harvesting for proximal arm allotransplantation.</a> J Vis Exp. (220), e68170(2025).</li>
<li>Perraudin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+hand+allograft+procurement+and+preparation+for+distal+and+proximal+forearm+allotransplantation%3A+a+stepwise+approach%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite hand allograft procurement and preparation for distal and proximal forearm allotransplantation: a stepwise approach.</a> J Vis Exp. (219), e67767(2025).</li>
<li>Barbat, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procurement+for+a+vascularized+and+reinnervated+abdominal+wall+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Procurement for a vascularized and reinnervated abdominal wall allotransplantation.</a> J Vis Exp. (221), e68418(2025).</li>
<li>Lupon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+Approach+to+Full+Soft+Tissue+Face+Allograft+Procurement+for+Vascularized+Composite+Allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Surgical Approach to Full Soft Tissue Face Allograft Procurement for Vascularized Composite Allotransplantation.</a> J Vis Exp. (226), e69607(2025).</li>
<li>Barré-Sinoussi, F., Montagutelli, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+are+essential+to+biological+research%3A+issues+and+perspectives%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Sci+OA%22%5BJournal%5D)">Animal models are essential to biological research: issues and perspectives.</a> Future Sci OA. 1 (4), FSO63(2015).</li>
<li>Lewis, D. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+experimentation%3A+implementation+and+application+of+the+3Rs%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg+Top+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Animal experimentation: implementation and application of the 3Rs.</a> Emerg Top Life Sci. 3 (6), 675-679 (2019).</li>
<li>Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humanized+mice+in+translational+biomedical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">Humanized mice in translational biomedical research.</a> Nat Rev Immunol. 7 (2), 118-130 (2007).</li>
<li>Kenney, L. L., Shultz, L. D., Greiner, D. L., Brehm, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humanized+mouse+models+for+transplant+immunology%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Humanized mouse models for transplant immunology.</a> Am J Transplant. 16 (2), 389-397 (2016).</li>
<li>Lin, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neck+as+a+preferred+recipient+site+for+vascularized+composite+allotransplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse.</a> Plast Reconstr Surg. 133 (2), 133e-141e (2014).</li>
<li>Bas, S., Sızmaz, M., Aydın, A. C., Karsıdag, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+basic+training+laboratory+model+on+live+subjects+for+supermicrosurgery%3A+mouse+femoral+artery%2C+vein+and+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">A novel basic training laboratory model on live subjects for supermicrosurgery: mouse femoral artery, vein and nerve.</a> World J Plast Surg. 11 (1), 44-50 (2022).</li>
<li>Pafitanis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+an+evidence-based+supermicrosurgery+simulation+training+curriculum%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Plast+Reconstr+Aesthet+Surg%22%5BJournal%5D)">Evolution of an evidence-based supermicrosurgery simulation training curriculum: a systematic review.</a> J Plast Reconstr Aesthet Surg. 71 (7), 976-988 (2018).</li>
<li>Tran, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+osteomyocutaneous+flap+model+for+vascularized+composite+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22JPRAS+Open%22%5BJournal%5D)">Novel osteomyocutaneous flap model for vascularized composite allotransplantation.</a> JPRAS Open. 41, 244-251 (2024).</li>
<li>Goutard, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+heterotopic+hindlimb+transplantation+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Partial heterotopic hindlimb transplantation model in rats.</a> J Vis Exp. (172), e62586(2021).</li>
<li>National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+care+and+use+of+laboratory+animals%22">Guide for the care and use of laboratory animals</a>. 8th ed, National Research Council. (2011).</li>
<li>Li, Z., Le Moine, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+experimental+vascularized+composite+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Transplant+Rep%22%5BJournal%5D)">Mouse models of experimental vascularized composite allotransplantation.</a> Curr Transplant Rep. 1 (3), 183-189 (2014).</li>
<li>Zhang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+limb+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse limb transplantation model.</a> Microsurgery. 19 (5), 209-213 (1999).</li>
<li>Narushima, M., Koshima, I., Mihara, M., Uchida, G., Gonda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+stenting+%28IVaS%29+for+safe+and+precise+supermicrosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Intravascular stenting (IVaS) for safe and precise supermicrosurgery.</a> Ann Plast Surg. 60 (1), 41-44 (2008).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+hind+limb+transplantation%3A+a+new+composite+tissue+allotransplantation+model+using+nonsuture+supermicrosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery.</a> Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).</li>
<li>Berkane, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+and+perspectives+in+vascularized+composite+allotransplantation+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22Bull+Acad+Natl+Med%22%5BJournal%5D)">Advances and perspectives in vascularized composite allotransplantation preservation.</a> Bull Acad Natl Med. 208 (9), 1299-1308 (2024).</li>
<li>Njessi, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preservation+strategies+for+vascularized+composite+allotransplantation%3A+an+updated+systematic+review+of+a+rapidly+expanding+field%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Preservation strategies for vascularized composite allotransplantation: an updated systematic review of a rapidly expanding field.</a> bioRxiv. , (2025).</li>
<li>Lupon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+vascularized+composite+allografts+using+natural+scaffolds%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Engineering vascularized composite allografts using natural scaffolds: a systematic review.</a> Tissue Eng Part B Rev. 28 (3), 677-693 (2022).</li>
<li>Baker, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pretreatments+of+ex+vivo+vascularized+composite+allografts%3A+a+scoping+review%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Pretreatments of ex vivo vascularized composite allografts: a scoping review.</a> Ann Plast Surg. 95 (3), 318-326 (2025).</li>
<li>Tu, W., Zheng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+humanized+mice+in+immunological+research%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Application of humanized mice in immunological research.</a> Methods Mol Biol. 1371, 157-176 (2016).</li>
</ol>

作者声明无利益冲突。

2008年，Narushima 等人首次报道了在超显微外科手术中使用尼龙头进行血管操作的应用21。在此背景下，操作管径极小的血管（≤0.5 mm）会带来特定的技术挑战，例如难以将镊子插入血管腔，以及在吻合过程中可能意外地将血管后壁纳入其中。研究表明，将尼龙单丝引入血管腔可有效解决这些问题，并有助于在超显微外科手术中实现可靠的吻合技术21。&#160;
已有其他小鼠VCA模型的报道，采用了不同的技术方法和吻合策略19。Sucher等人详细描述了一种在异位移植中对动脉和静脉均采用套管法的技术22。在本方案中，我们仅对静脉使用套管法，因为根据我们的经验，对动脉使用套管耗时较长，且偶尔会导致并发症，例如吻合过程中套管脱落或颈总动脉破裂。本方法提供了一个配有完整解说的、分步进行的后肢至颈部移植视频方案，并包含实用的操作要点及问题排查指导。此外，该方法还可作为超级显微外科手术培训的有效工具。最终，技术方案...

在过去二十年中，血管化复合组织异体移植（VCA）已成为针对严重组织缺损患者的一种突破性重建治疗方法，适用于手部、面部及其他复杂复合组织损伤1。尽管其在临床上具有广阔前景，VCA 仍面临技术上的高要求，并受限于终身免疫抑制治疗，因此需要持续开展转化医学研究2。
充分的培训对于掌握VCA手术技术至关重要3。尸体演练已被证实有助于教授复杂解剖结构的分离技术4,5,6,7,8，但实验模型对于回答基本生物学问题不可或缺9。在这方面，啮齿类动物相较于大型动物模型具有显著优势：成本更低、更易获得，且符合3R原则（替代、减少、优化）10。
小鼠在移植研究中具有多项优势，包括存在多种基因修饰和人源化品系、种类丰富的特征明确的抗体和免疫学检测方法，以及将血管化复合组织移植（VCA）与其他再生医学临床前研究平台相结合的可能性11,12。这些独特优势使小鼠成为研究VCA中免疫耐受、缺血/再灌注损伤以及创新治疗策略的理想物种。
以颈部作为移植受体部位具有多项优势，可提高该模型的可重复性和可靠性。颈部血管较长，管径足够，且血管壁较厚，有利于实现稳固的血管吻合。此外，高流量的颈总动脉有助于维持吻合口通畅，而心脏舒张期的抽吸作用则降低了静脉淤血和血栓形成的风险。重要的是，移植物的解剖位置可防止自残行为，这是后肢移植模型中常见的并发症。此外，与原位后肢移植相比，这种异位移植方法造成的组织损伤更小，术后并发症和死亡率更低，尤其适用于脆弱的实验条件13。
然而，该非功能性模型并不用于评估感觉运动功能恢复或功能性整合，而是优先用于研究免疫学机制，包括排斥反应、耐受性以及缺血-再灌注损伤。
从技术上讲，小鼠VCA需要在直径约为0.3–0.5 mm的血管上进行血管吻合14。这种精度要求属于超显微外科范畴，需要大量的训练和专业技术15。尽管大鼠VCA模型已有广泛报道16,17，但关于小鼠的逐步操作方案的文献仍较为少见。
本文介绍了一种小鼠异位后肢至颈部移植的视频引导详细操作方案。该非功能性模型在降低术后病死率的同时，为血管化复合组织移植（VCA）研究提供了可靠且可重复的实验平台。

<table><tbody><tr><td>0.9% NaCl注射液，USP（预充式注射器，10 mL）</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>E0103-01</td><td></td></tr><tr><td>30 G × 1/2 英寸 BD PrecisionGlide 针头</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>3M Durapore 外科手术胶带</td><td>3M 医疗保健</td><td>1538-2</td><td>用于固定小鼠的四肢</td></tr><tr><td>4-0 ETHILON 黑色 18&quot; (45 cm) FS-2 针，尼龙单丝缝线</td><td>Ethicon</td><td>662G</td><td>通过将其插入髂总静脉作为支架，以辅助在袖套中放置固定缝线，便于移植物静脉穿过袖套</td></tr><tr><td>5-0 ETHILON 黑色 18&quot; (45 cm) PS-3 针，尼龙单丝缝线</td><td>Ethicon</td><td>1668G</td><td>动脉吻合术中用作支架</td></tr><tr><td>6-0 ETHILON 黑色 18&quot; (45 cm) P-1 针，尼龙单丝缝线</td><td>Ethicon</td><td>697G</td><td>用于皮肤缝合</td></tr><tr><td>8-0 PROLENE 蓝色 24&quot; (60 厘米) BV130-5 针，聚丙烯单丝缝合线</td><td>Ethicon</td><td>EPM8739</td><td>用于颈总动脉、颈外静脉和髂总血管的结扎</td></tr><tr><td>9-0 ETHILON 黑色 12&quot; (30 cm) CS140-6 针，尼龙单丝缝线</td><td>Ethicon</td><td>9013G</td><td>用于将套管固定在血管上</td></tr><tr><td>10-0 PROLENE 蓝色 12&quot; （30 厘米）CS160-6 针，聚丙烯单丝缝合线</td><td>Ethicon</td><td>7761G</td><td>用于移植血管蒂中动脉与静脉之间侧支的结扎</td></tr><tr><td>海藻酸盐伤口敷料（4英寸 &amp;times; 4 英寸</td><td>迪莫拉</td><td>DM201417</td><td>用于动脉去夹闭后吻合口渗漏的止血</td></tr><tr><td>电灼器高温调节型精细尖头</td><td>世界精密仪器</td><td>AA11</td><td></td></tr><tr><td>电烙器 低温可调温精细尖头</td><td>世界精密仪器公司</td><td>AA02</td><td></td></tr><tr><td>经典镊子，长18 cm，圆形手柄，直径8 mm；弯曲钳口，尖端直径0.3 mm，带结扎平台</td><td>精准外科手术 &amp;安匹科学仪器公司</td><td>ASSI231</td><td></td></tr><tr><td>Dealmed 无纺布海绵，2&quot;x2&quot;，4层，非无菌，200片装</td><td>Dealmed</td><td>783222</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 镊子</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>通用型手术洞巾 dynarex&amp;reg; 聚乙烯衬里毛巾单 18 英寸宽 × 26 英寸长 无菌</td><td>Dynarex Corporation</td><td>4410</td><td></td></tr><tr><td>Grieshaber 灵活虹膜牵开器</td><td>爱尔康</td><td>611.74</td><td>在分离蒂部的动脉与静脉时用于动脉</td></tr><tr><td>Halsey持针器，标准型</td><td>世界精密仪器公司</td><td>14110</td><td></td></tr><tr><td>猪肠黏膜来源肝素钠盐</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3393-100KU</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷，USP 吸入用麻醉剂</td><td>Pivetal</td><td>46066-115-04</td><td></td></tr><tr><td>Kimtech Science Kimwipes 精密任务擦拭纸</td><td>Kimberly-Clark Professional</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>KL 1600 LED光纤显微镜照明器</td><td>Schott</td><td>150.600</td><td></td></tr><tr><td>麦克弗森-范氏剪刀，7厘米，直型，3毫米刀刃</td><td>World Precision Instruments</td><td>14177</td><td></td></tr><tr><td>微型珠宝商用镊子 No. 3LX（15.5 cm）</td><td>KLS-Martin L.P.</td><td>12-418-04-07</td><td></td></tr><tr><td>带缝合线的显微外科缝合针</td><td>精细科学工具</td><td>12052-11</td><td>用于动脉吻合的缝合线以及作为血管蒂断端的固定缝线</td></tr><tr><td>Nair 身体乳霜脱毛剂</td><td>Nair（由 Church 提出） &amp;amp; Dwight Co., Inc.)</td><td>UPC 022600255232</td><td></td></tr><tr><td>聚酰亚胺管</td><td>专业塑料&amp;nbsp;</td><td>302761</td><td>用作袖带</td></tr><tr><td>无菌0.9%生理盐水，USP（500 mL）</td><td>Medline Industries, Inc.</td><td>DYND500MLS</td><td></td></tr><tr><td>无菌棉签</td><td>Puritan Medical Products</td><td>25-806 10WC</td><td></td></tr><tr><td>学生型杜蒙特#5镊子</td><td>Fine Science Tools</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>瑞士剪，9厘米，弧形，细刃</td><td>World Precision Instruments</td><td>504520</td><td></td></tr><tr><td>SZX10 体视显微镜</td><td>Evident（原 Olympus）</td><td>SZX10</td><td></td></tr><tr><td>超精细万能剪刀，8厘米，边缘倾斜，4毫米刀刃</td><td>精准外科手术 &amp;安匹科学仪器公司</td><td>ASIM163</td><td></td></tr></tbody></table>

小鼠异位后肢至颈部移植：血管化复合异体移植的超显微外科模型

Heterotopic Hindlimb-to-Neck Transplantation in the Mouse: A Supermicrosurgical Model of Vascularized Composite Allotransplantation

血管化复合组织异体移植（VCA）作为一种重建治疗手段，正日益被认可，可为患有严重组织缺损（包括面部和手部损伤）的患者带来显著益处。尽管其在临床上具有广阔前景，但VCA仍受限于手术复杂性、需要长期免疫抑制以及相关并发症。因此，临床前模型对于优化手术技术、测试新型免疫调节方法以及研究缺血/再灌注损伤至关重要。
与大型动物模型相比，啮齿类动物模型在可及性和成本方面具有优势，同时更符合替代、减少和优化的“3R”原则。其中，小鼠具有独特的优势，包括可获得人源化品系、种类丰富的特性明确的抗体，以及与先进免疫学检测方法的兼容性。这些特点使小鼠在转化性血管化复合组织移植（VCA）研究中尤为宝贵。
然而，小鼠VCA需要高超的显微外科技术，因为血管吻合需在直径约为0.3–0.5 mm的血管上进行。为了提高实验的可重复性，我们提供了一些已被证实对这些手术成功至关重要的技术要点。这些要点包括将尼龙丝插入血管腔以稳定吻合口、沿蒂部足够长的距离仔细分离动脉与静脉、精确控制麻醉剂量，以及采取特定操作防止蒂部扭转。我们还指出了常见的误区与错误，提供了切实可行的指导以改善手术结果。
本文介绍了一种小鼠异位后肢移植至颈部的全面、分步式实验方案，并配有教学视频资料。与原位移植相比，这种非功能性模型可显著降低术后病率，同时提供稳定且可重复的实验结果。该模型非常适用于显微外科技术的培训，以及解决血管化复合组织移植（VCA）领域中的关键实验问题，包括免疫耐受、移植物保存以及缺血/再灌注机制的研究。本方法为研究人员提供了一个可靠的鼠类实验平台，以推动转化型VCA研究，并开发旨在改善重建性移植效果的创新策略。

主要结果总结于表1中。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>数值</td>
			<td>备注/说明</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>完成研究的动物总数</td>
			<td>13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>并发症</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160; 移植物感染</td>
			<td>1 (7.7%)</td>
			<td>与后续移植物坏死相关</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160; 部分皮瓣坏死</td>
			<td>4 (30.8%)</td>
			...

我们介绍一种可重复的小鼠异位后肢至颈部血管化复合组织异体移植模型。该超显微外科手术方案涉及0.3-0.5 mm血管吻合，结合尼龙丝引导技术和静脉套管技术，为研究血管化复合组织移植中的耐受性、缺血-再灌注损伤及免疫学机制提供了可靠的转化研究平台。

带血管复合组织异体移植（VCA）作为一种重建治疗手段，正日益被认可，可为患有……的患者提供显著益处

本研究介绍了一种用于研究免疫机制和移植物损伤的超显微外科小鼠后肢至颈部血管化复合异体移植模型。目前，小鼠血管化复合组织移植（VCA）方案稀少且难以重复。本详细的视频方案可提高实验一致性并减少技术性失败。首先，在麻醉小鼠的膝关节近端做一四边形皮肤切口。从皮瓣的穿支血管开始，连同浅表腹壁下动脉和静脉一并游离皮瓣，并根据需要进行去脂处理。在腹股沟韧带上方向头侧切断，然后继续向尾侧解剖。确保暴露的血管分支使用双极电凝进行凝固。解剖周围脂肪组织，充分暴露腹股沟韧带下方的髂外血管，并向上延伸至髂总血管水平。使用较小的单极电刀解剖髂外动脉和髂总动脉周围的组织。屈曲膝关节以确定其位置，并使用双极电凝切开。再次伸展膝关节，用双极电凝切断股二头肌、股四头肌及其他相关肌肉，同时进行凝固止血。接着，仔细凝固来自髂外动脉和髂总血管的任何残留分支以及周围肌肉组织，使用双极电凝进行分离，同时保持止血状态。在远离移植物的位置穿孔动脉与静脉之间的膜。然后将眼科拉钩钩住动脉。接着使用弯头波茨剪刀尽可能向远端仔细分离静脉与动脉。使用8-0 Prolene缝线结扎动脉，并在动脉上放置一根固定缝线作为标记，以防止血管吻合过程中发生扭转。接着，用8-0 Prolene缝线结扎静脉。在静脉的两个位置放置固定缝线，以方便其穿过套管。插入一根4-0尼龙线至管腔内，以辅助固定缝线的放置，因为静脉非常薄，血管壁有时难以辨认。使用固定缝线将静脉穿过套管，并用血管夹夹闭套管。翻转血管壁，并用9-0尼龙线将其固定于套管上。恢复袖套后，获取部分后肢同种异体移植物。在麻醉小鼠的颈部区域做一个10毫米宽的环形皮肤切口。将剪刀通过切口向尾侧插入，并轻轻张开以分离胸部皮下组织，从而创建一个用于移植物放置的皮下囊腔。使用较大的单极电凝器烧灼并切断分支，暴露颈外静脉。识别并仔细分离颈总动脉。使用11-0或12-0尼龙线，以六针间断缝合完成端对端动脉吻合。先缝合前壁四针，翻转动脉，然后完成后壁缝合。将5-0尼龙线插入两根血管中，并用作支架。将套管插入颈外静脉，并用9-0尼龙线固定，注意避免蒂部扭曲。最后，将移植物小心地置于皮下胸部囊袋中，避免气管移位或前肢活动受限，并确保穿支血管无扭曲。使用6-0单丝尼龙缝线缝合皮肤。术后每日对移植物进行评估。手术当天，移植物血供良好。术后第7天，红斑已消退，皮肤颜色趋于稳定。术后第14天，皮瓣存活良好，并可见毛发再生。共有13只动物在术后顺利恢复后完成了研究，中位总手术时间约为169分钟。发生1例移植物感染，该病例随后出现移植物坏死。观察到4例皮瓣部分坏死，其中2例需要进行一次清创和重新缝合。发生了一例伤口裂开，需要进行三次重新缝合，随后出现急性排斥反应。本方案可用于研究小鼠的免疫耐受、排斥反应、缺血-再灌注损伤以及移植物存活情况。精确的超显微外科技术以及对血管蒂的仔细操作，对于移植物成功灌注至关

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医学

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