Name: 颈部淋巴管导管大鼠模型用于评估头部和大脑淋巴运输 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-03-10T13:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: 学习大鼠深部颈淋巴管插管技术，用于直接采集和分析中枢神经系统引流淋巴液。该方法可定量测量淋巴流速及脑源性物质，支持神经退行性疾病和药物清除机制研究。

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作者衷心感谢中国药科大学动物实验中心的郝正林先生和赵洁女士在开展动物实验过程中提供的支持。

本实验方案所描述的操作程序已获得大学动物伦理委员会批准，并依照中国药科大学的实验伦理准则进行。在开展任何涉及动物的操作之前，须从相关机构或组织的伦理委员会获得必要的批准。实验动物选用体重为 220 至 250 g 的雄性 Sprague-Dawley（SD）大鼠。动物来源于经认证的实验动物供应商（参见材料表），饲养于专用笼具中，自由摄食饮水，直至实验开始。本方案以左侧深颈淋巴管插管作为代表性示例进行描述。目前，关于左侧与右侧深颈淋巴管解剖学差异的文献证据有限。根据既往已完成实验的观察结果，两侧在淋巴流速等方面均未发现显著差异。
1. 安全预防措施和操作规程
<ol>
	<li>所有操作均须按照机构生物安全指南进行，所有人员在开展本方案前，应接受显微外科技术、实验动物操作及化学品安全方面的充分培训。</li>
	<li>整个操作过程中须穿戴适当的个人防护装备（PPE），包括实验服、外科手套和防护护目镜。由于使用了挥发性麻醉剂（异氟烷），长时间暴露可能对人体造成中枢神经系统抑制及心血管毒性，因此操作必须在通风良好的环境中进行。禁止将食物和饮料带入实验室，并确保随时可获取流动水源。</li>
	<li>应小心处理所有锐器，包括注射器针头、刀片和显微剪刀，使用后须立即丢弃至指定的锐器容器中；一次性锐器严禁重复使用。</li>
	<li>所有生物样本（如收集的淋巴液）和动物体液（如血液）均应视为潜在危险物质，收集设备须谨慎操作，并将样本远离手术区域存放。若发生意外针刺伤或皮肤接触危险物质，应立即用肥皂和水清洗受污染部位，并按照机构安全规程报告事故。</li>
</ol>
2. 手术前一天的准备工作
注意：此为大鼠的终末性操作步骤，因此无需严格的无菌技术和术后镇痛。然而，整个操作过程中应始终保持实验区域的清洁与卫生。
<ol>
	<li>根据具体实验要求对大鼠进行快速处理或喂食。本方案不限制特定的禁食或进食状态。</li>
	<li>通过将肝素或乙二胺四乙酸（EDTA）稀释至终浓度为 10 IU/mL 来配制抗凝剂溶液。将该混合液（约 0.7 mL）预先装入带有 30 G 针头的 1 mL 无菌胰岛素注射器中，以预涂聚乙烯（PE）导管（用于淋巴导管插管）的内表面。将此配制好的混合液在无菌条件下保存，直至使用。</li>
	<li>通过将 PE 导管以头尾相连的方式组装，制备用于淋巴样本采集的导管，两端部分使用外径（OD）0.5 mm、内径（ID）0.3 mm 的管路，中间部分使用外径 0.6 mm、内径 0.5 mm 的管路。
	<ol>
		<li>将导管各段裁剪为以下长度：近端连接注射器针头的部分为 2 cm，中间段为 40 cm，远端用于插管的部分为 8 cm。</li>
		<li>将导管组件的远端以约 45° 角度斜面切割，以便顺利插入颈淋巴导管。详见 图 2 中导管组件的详细示意图。 
		​注意：该斜面设计有助于导管顺利插入淋巴管，并通过增大有效横截面积降低堵塞风险。成功插管后，近端（2 cm）部分将被断开，淋巴液将直接从中间段暴露的近端开口处收集（详见步骤 4.9 和 4.10 的详细说明）。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="用于淋巴导管插入的肝素注射器装置示意图；显示各种导管长度的示意图。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70217/70217fig2.jpg" data-altupdatedat="1780372819000" data-alt="图2"> 
图2： 导管组件的示意图 （未按比例绘制）。 该示意图展示了组装后用于制作导管的聚乙烯（PE）导管各部件的尺寸。从左至右，组装好的导管将分别称为近端、中段和远端。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70217/70217fig2large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
<ol start="4">
	<li>通过将液态异氟烷预先加入配备有挥发器的加压容器中，准备麻醉吸入系统。使用前，对挥发器进行试运行（预充），以确认系统的气密性，并确保气体流量稳定且一致。</li>
	<li>如有需要，将待测药物候选物配制于合适的载体中。开展稳定性研究，以确认制剂在储存期间及给药全过程中的完整性。根据需要加入其他试剂（如伊文思蓝等生物染料）。</li>
	<li>通过预先称量无菌微量离心管并记录其初始重量，准备用于淋巴液收集的容器。根据计划的收集时间点（如每小时间隔）对每个管子进行顺序标记。向每根管中加入浓肝素（或EDTA），并通过氮气吹扫蒸发去除溶剂，使每管残留2至5 IU的干燥肝素（或EDTA），以防止收集的淋巴液被不均匀稀释。</li>
</ol>
3. 手术前的即时准备工作
<ol>
	<li>通过注入配制好的抗凝剂溶液来验证每根导管的通畅性。将注射器连接至组装好的导管近端，轻轻推出少量溶液，观察溶液是否从导管远端顺畅流出，且无渗漏迹象。若发现渗漏（通常表现为连接处有液体溢出），则丢弃整个导管组件，并按照步骤 2.3 重新制备新的导管组件。 
	注意：此步骤可同时在导管内表面预涂抗凝剂（该步骤也可在手术前一天进行，使导管过夜预涂层）。</li>
	<li>在透明的麻醉诱导室中，以 20 °C 下 101.3 kPa 条件中 0.6 L/min 的流速开始吸入异氟烷麻醉。让大鼠在诱导室内约 5 分钟，直至完全麻醉后再进行后续操作。在继续操作前，通过脚趾夹捏试验确认麻醉深度足够。
	<ol>
		<li>将大鼠从诱导室中取出，通过鼻罩继续维持麻醉。在整个手术过程中，以较低的 0.4 L/min 流速维持麻醉。</li>
		<li>在整个手术过程中持续监测麻醉深度。若观察到痛苦或生理不稳定迹象，应立即实施安乐死。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将大鼠仰卧位放置于维持在 37 °C 的加热手术垫上。必要时使用小支撑物（如枕头）倾斜头部并伸展颈部，以充分暴露颈区。将头部固定于麻醉面罩内，确保异氟烷持续供给，并使用橡皮筋或手术胶带轻轻固定前肢，以减少术中移动。</li>
	<li>用无菌生理盐水冲洗颈区毛发，以便剃除。使用双面安全剃刀彻底剃净整个手术区域（通常为颈部和锁骨区域），确保切口前完全去除毛发（参见 图 3A 中所示剃毛区域示例）。</li>
	<li>使用消毒剂（如含碘制剂）清洁整个剃毛区域。</li>
	<li>通过绘制一条 2.5 cm 的虚线标记手术部位，以确认初始切口长度。将该线置于大鼠体中线稍偏右侧。切口上端位于下唇下方约 1 至 1.5 cm 处（参见 图 3B 中所示切口位置示例，图中使用直尺辅助测量）。</li>
</ol>
<img alt="啮齿类动物解剖装置；用于实验切口分析的尺子测量。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70217/70217fig3v2.jpg" data-altupdatedat="1780372819000" data-alt="图3"> 
图3：手术区域的准备。（A）对颈部区域进行剃毛，为切口做准备；（B）切口的大致长度和位置，由2.5 cm的虚线标示。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70217/70217fig3v2large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
4. 颈部淋巴管插管
<ol>
	<li>将大鼠头部朝向操作者放置。由于颈淋巴管直径相对较小，此步骤需使用显微镜进行。</li>
	<li>使用无菌手术刀，沿前述2.5 cm长的标记线小心切开颈肌浅层，切口方向几乎与中线平行（参见图4A中已打开的浅层皮肤）。</li>
	<li>轻柔分离剩余的肌肉层，主要是浅层颈筋膜，以暴露颈动脉，后者通常因其红色外观而易于识别。</li>
	<li>将胸锁乳突肌和下颌下腺牵开并小心移离手术区域，以利于识别颈淋巴管。使用组织扩张器维持手术视野，并用棉签暂时固定肌肉组织，以便定位淋巴结及其相关淋巴管。确保在整个插管过程中组织扩张器始终处于原位（参见图4B中放置了组织扩张器的开放手术窗口）。</li>
	<li>定位颈淋巴管（建议在显微镜下进行）：该管呈不透明、无色的管状结构，直径约为0.2至0.5 mm，紧邻颈总动脉平行走行。沿颈淋巴管走行处常可见一个或多个邻近的肉色深颈淋巴结（dCLNs）（参见图4C中暴露的深部颈淋巴管及邻近dCLN的显微图像）。 
	注：颈淋巴管颜色通常与周围组织极为相似，识别时常需仔细观察，尤其在脂肪组织较多的大鼠中更为困难。为便于手术练习（但不适用于药物或内源性物质淋巴转运研究），可在手术开始时于颈部皮下注射伊文思蓝染料，使染料经淋巴系统引流后更易观察到颈淋巴管。</li>
	<li>使用一对钝头镊子，轻柔穿过已分离的结缔组织，并保持镊子位置固定，以确保颈淋巴管在手术视野中清晰可见。</li>
	<li>通过钝性分离法小心将颈淋巴管从周围结缔组织和脂肪组织中游离出来，操作时需格外小心避免损伤，因该血管极为脆弱。</li>
	<li>使用显微剪刀在暴露的淋巴管上半部分做一小切口。切勿完全切断淋巴管；两部分应保持连接完整。</li>
	<li>检查并确认预先涂有抗凝剂溶液的导管（如步骤2.3所述）无气泡，可通过轻柔冲洗排除气泡。在插入前立即用镊子小心夹住导管远端，调整方向使斜面朝上。然后将导管经切口轻柔推进淋巴管内约2 mm，方向朝向头部（参见图4D中成功插管的示意图）。实际插入深度可能因个体大鼠而异。 
	注：由于本操作中导管插入较浅，可在周围区域增设一个固定点以增强稳定性。方法是使用剪刀在距手术窗口约1.5 cm处做一个小的辅助皮肤穿刺孔。该开口将在后续步骤中进一步加固（例如使用缝线或粘合剂）。图4E展示了使用组织粘合剂时的此步骤。导管应穿过该孔以辅助固定其位置。</li>
	<li>将胰岛素注射器连同导管近端较短（2 cm）的一段从整个导管组件上分离。随后可直接从较大直径中段导管暴露的近端收集淋巴液。观察该收集段远端末端1–2分钟。若可见缓慢而持续的淋巴液流出，则表明插管成功。</li>
	<li>确认插管成功后，使用移液器在淋巴管切口处及辅助固定孔处各滴加少量氰基丙烯酸酯组织粘合剂，以固定导管（参见图4E中导管固定的示例）。操作时需格外小心，避免堵塞血管或影响淋巴流动。</li>
	<li>观察淋巴流动数分钟，确认其稳定流出（通常一分钟内在导管末端会形成可见液滴）。确认无误后，小心移除手术窗口中的组织扩张器，并将下颌下腺复位至原始位置。</li>
	<li>将预先标记并涂有抗凝剂的微量离心管（见步骤2.6）连接至导管远端，用于收集自由流出的淋巴液。</li>
</ol>
<img alt="大鼠颈部淋巴结切除过程；包括测量、插管和识别。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70217/70217fig4.jpg" data-altupdatedat="1780372819000" data-alt="图 4"> 
图 4：颈部淋巴导管插管。（A）颈部区域的切口位置；（B）使用组织扩张器打开手术窗口，并将下颌下腺向右牵拉；（C）在显微镜下观察到颈部淋巴导管及一个深颈淋巴结（dCLN）；（D）成功插管，由绿色虚线标示（显微镜视野）；（E）在切口处涂抹组织粘合剂，并使用移液器进行二次皮肤穿刺。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70217/70217fig4large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
5. 术后阶段与药物给药
<ol>
	<li>完成颈淋巴管插管后，将所有肌层复位至其原始位置。随后用缝线和/或组织粘合剂关闭皮肤切口；通常，2.5 cm长的切口可使用8针妥善闭合（参见图5A，显示缝合关闭的手术窗口）。此步骤完成后，移除前肢上的约束橡胶带或手术胶带。</li>
	<li>通过适当途径将药物注入脑脊液（CSF），例如小脑延髓池注射（ICM）、脑室内注射（ICV）或腰椎鞘内注射（LIT）。以ICM给药为例，需定位位于颅底的小脑延髓池作为注射位点，该部位在背侧表面表现为唯一的柔软凹陷区域。根据需要剃除周围毛发以利于观察（参见图5B，显示标记出的适合ICM注射的区域）。 
	注意：为在ICM注射期间维持颅内压（ICP），通常在给药前先抽出等体积的脑脊液。建议使用新的预充式注射器进行注射。弯曲注射器针头可便于给药操作（参见图5C，演示使用弯曲针头进行ICM注射的过程）。</li>
	<li>注射后，将大鼠仰卧于加热的手术垫上（温度维持在37 °C），在整个样本采集期间保持其体温。</li>
</ol>
<img alt="用于颅脑研究的啮齿类动物手术装置；包括正在使用的切口缝合和立体定位仪。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70217/70217fig5.jpg" data-altupdatedat="1780372819000" data-alt="图 5"> 
图 5：术后管理。（A）使用丝线缝合的闭合切口部位。（B）小脑延髓池的大致位置，周围毛发已剃除。（C）使用带弯针的胰岛素注射器经小脑延髓池途径（ICM）给予候选药物。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70217/70217fig5large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
6. 淋巴样本的收集与分析
<ol>
	<li>使用抗凝剂包被的微量离心管持续收集淋巴液，并按预定时间间隔（通常为每小时）更换收集管。将收集的样品置于含冰袋的冷藏箱中保存。参见图6，了解微量离心管中收集的颈淋巴液样本。</li>
	<li>完成淋巴液收集后，根据适当的实验动物安乐死规程人道处死大鼠。</li>
	<li>通过测量每个预定时间间隔（每小时）内收集的淋巴液体积，计算淋巴流速。</li>
	<li>采用高效液相色谱（HPLC）、液相色谱-质谱联用（HPLC-MS）或市售检测试剂盒等适当的分析方法，测定淋巴液中药物（或目标物质）的浓度，以表征其通过淋巴系统从中枢神经系统清除的动力学过程。</li>
	<li>将测得的药物浓度乘以相应的淋巴液体积，计算药物经淋巴系统的质量转运量。</li>
</ol>
<img alt="戴手套的手持微型离心管，展示实验中的样品制备过程。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70217/70217fig6.jpg" data-altupdatedat="1780372819000" data-alt="图6"> 
图6：淋巴液样品采集。 微型离心管中一个已采集的样品（约100 µL）的照片。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70217/70217fig6large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
7. 术后处理与废弃物处置
<ol>
	<li>将安乐死处理后的大鼠暂时存放在专用冷藏区域（如冰箱）内的指定医疗废物容器中，直至由专业的医疗废物处理团队收集并进行处置。</li>
	<li>将所有废弃的锐器放入指定的锐器容器中，与其他各类废物分开存放。</li>
	<li>实验中使用过的所有非锐器类物品（如棉签、橡胶圈、聚乙烯导管）应丢弃于医疗废物垃圾袋中，不得与生活垃圾或普通垃圾混合处理。确保该垃圾袋中不含有任何锐器。</li>
	<li>按照实验室规程对所有可重复使用的器械进行清洁和消毒处理。</li>
</ol>

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作者声明，他们不存在任何已知的相互竞争的经济利益或可能被认为影响本文所报告工作的个人关系。

本方案建立了一种可重复的大鼠颈淋巴管插管方法，能够实现长时间连续淋巴液采集。在具备充分显微外科训练的基础上，该操作可高效完成，并在持续麻醉维持的稳定生理条件下获得一致的淋巴样本，适用于常规实验应用。熟练掌握后，手术过程通常需时约40至50分钟，可在单次实验中处理多只动物。此外，相较于单时间点取样，连续采集可在较长时间内更详细地定量分析源自中枢神经系统的物质（如蛋白质、药物、免疫标志物和脂质）经淋巴系统的转运情况。深颈淋巴管通常被认为是中枢神经系统来源淋巴液的主要运输通路，尽管表层与深层引流路径的相对贡献可能随不同病理生理状态而变化。27,28,29迄今为止，尚难以确定其他可替代的插管部位以获得同样适用于收集中枢神经系统来源淋巴液的实验可行性，而&#160;基于成像和共振的方法可用于&#160;作为互补方法。尽管可根据特定实验需求采用非侵入性和非动物性方法，颈淋巴管仍是目前最实用且可靠的插管部位，是研究中枢神经系统来源淋巴过程的主要通道。
<p ...

遍布全身的淋巴系统对于维持体液稳态、调节免疫反应以及促进营养物质和信号分子的运输至关重要1。外周淋巴系统起始于淋巴毛细管，这些毛细管收集组织间液及其溶质，并汇入具有周围平滑肌层的较大集合淋巴管（LVs），后者将淋巴液输送至局部淋巴结进行免疫处理2,3。引流头部区域的淋巴网络对颅内（如脑组织）和颅外（如鼻腔和口腔）器官的稳态均具有重要意义。颅外淋巴网络的结构与组织被认为与全身其他部位的外周淋巴系统相似，而颅内淋巴系统则表现出独特的解剖和功能特征（参见图1中大鼠模型的详细示意图）4,5。尽管典型的淋巴管（LVs）并不存在于脑实质内，但一种特殊的胶质依赖性淋巴样转运系统（即类淋巴系统，glymphatic system）介导了类似淋巴功能，促进脑脊液（CSF）与组织间液（ISF）之间的交换6。类淋巴系统实现了脑实质内ISF与CSF的混合，而脑膜、血管周围以及鼻咽部的淋巴管则负责将溶质从CSF中转运出颅腔。具体而言，脑膜淋巴通路将蛛网膜下腔的CSF导入脑膜淋巴管，从而将颅内液体动力学与外周淋巴清除机制相连接7。与此同时，神经周围通路使CSF及其相关溶质沿颅神经和脊神经鞘膜外流，尤其通过嗅神经进入鼻咽部淋巴丛最为显著5,8。这些系统的协同作用共同维持脑内的液体稳态6,7,8。近年来，关于中枢神经系统引流淋巴系统的深入认识为脑生理与病理生理机制提供了新的见解，这些发现可能为中枢神经系统疾病的治疗干预开辟新途径9。
<img alt="类淋巴通路示意图；啮齿类动物脑淋巴系统，显示静脉、动脉和淋巴流动。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70217/70217fig1.jpg" data-altupdatedat="1780372819000" data-alt="图1"> 
图1：中枢神经系统淋巴清除通路的示意图。这些通路包括（A）通过血管周围间隙的类淋巴通路；（B）鼻咽部淋巴通路；以及（C）脑膜淋巴管。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70217/70217fig1large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
从头部和中枢神经系统引流的淋巴网络汇聚至颈部的颈淋巴管，淋巴液在此处经由颈淋巴结过滤后进入体循环。根据其在颈部的解剖位置，颈淋巴结可分为浅表颈淋巴结（sCLNs）和深部颈淋巴结（dCLNs）。颈淋巴管内淋巴液成分的变化被认为反映了大脑潜在的病理生理改变，阿尔茨海默病（AD）、帕金森病（PD）、创伤性脑损伤（TBI）以及卒中后认知障碍（PSCI）是其中的典型代表9,10,11,12,13。值得注意的是，在AD中，通过这些淋巴通路清除淀粉样蛋白-β（Aβ）和磷酸化tau蛋白（P-tau）的能力受损，被认为是促进疾病进展的因素之一9,10,14。通过将淋巴管直接连接至邻近静脉以重新引导淋巴引流，淋巴-静脉吻合术（LVA）正在动物和人类中被研究作为一种治疗策略，旨在增强中枢神经系统淋巴液的流出，从而促进脑内Aβ的清除，并可能延缓AD的进展6,15,16。该通路的重要性进一步体现在对小鼠进行颈淋巴结切除术（淋巴结切除）后的观察结果中：此类手术导致颈淋巴清除能力下降，清除功能受损会引起Aβ和P-tau的毒性积聚，并继发激活病理性激酶信号通路。这些变化与AD样tau蛋白病的进行性加重以及焦虑样和抑郁样行为风险增加相关14,16。此外，基于脑脊液的研究表明，中枢神经系统肿瘤（如脑淋巴瘤）可能通过物理阻塞深部颈淋巴管而干扰淋巴清除，同时导致脑脊液中癌蛋白浓度升高9,17,18。来自中枢神经系统炎症相关研究的证据还表明，起源于脑膜的细胞可通过脑膜淋巴管（LVs）迁移至颈淋巴结8,19。这些细胞主要为淋巴细胞，还包括少量树突状细胞、巨噬细胞和内皮细胞19,20。在炎症状态下，或中枢神经系统损伤或手术后，淋巴系统的免疫细胞迁移明显增强，并伴随细胞因子、趋化因子及其他炎症介质等免疫生物标志物水平的升高21。
除了其病理生理学作用外，颈部淋巴网络 increasingly 被认为是药物分布的重要通路。既往动物研究表明，多种设计用于中枢神经系统（CNS）给药的药物制剂可通过颈部淋巴管和淋巴结从脑部清除（程度各异），例如脑内给药的基于纳米颗粒的制剂（如拉莫三嗪、他拉唑帕利）和生物制剂（如单克隆抗体、放射性标记的示踪蛋白）22,23,24,25。在人体中，MRI 成像研究显示，某些分子（如钆布醇）可从类淋巴系统主动转运至颈部淋巴管26。
如前所述，颈部淋巴结（包括浅表颈淋巴结和深部颈淋巴结）引流头部不同区域的淋巴液；然而，各个淋巴结具体引流的颅区范围仍不明确27,28。引流区域的重叠、个体间解剖结构的差异以及潜在的物种间结构差异，进一步增加了在动物和人类中描述颈部淋巴引流模式的复杂性29。在复杂的颈部淋巴网络中，深部颈淋巴管已被确认为脑脊液（CSF）的主要流出通路，位于鼻咽部和软脑膜淋巴管的下游8。与浅表颈淋巴管相比，深部颈淋巴管在小动物模型中更易于操作且更具实用性，可用于收集中枢神经系统来源的淋巴液；浅表颈淋巴管则在皮下组织中形成细密且多变的网络，且在不同个体大鼠之间其大小和分支模式差异显著20,30。因此，本实验方案的重点是建立一种可靠的方法，用于从深部颈淋巴管收集淋巴液。
过去十年中，仅有少数研究描述了采集颈淋巴液以研究中枢神经系统疾病或分析药物分布的方法。先前一项研究通过冲洗或挤压分离的组织切片（例如单个深颈淋巴结附近的组织）来测定颈淋巴液中的药物浓度31。然而，在小型实验动物（尤其是大鼠）中持续采集颈淋巴管淋巴液的实验方案仍不完善。本方案建立了一种易于操作且可重复的导管插管技术，用于（大鼠）颈淋巴管插管，以实现淋巴液的连续采集，并用于研究中枢神经系统淋巴转运、免疫反应及药代动力学。该方法的关键优势在于能够定量测定特定时间间隔内的淋巴流量及其成分，从而实现对药物、脂质、脂肪酸及细胞成分的定量分析。特别是，该模型能够捕捉到仅通过血浆/脑脊液取样或成像技术无法充分反映的淋巴转运过程，为中枢神经系统药物分布、脂质与营养物质转运以及免疫信号传递提供了新的研究视角20。

<table><tbody><tr><td>30 号针头</td><td>Yushou Health</td><td></td><td>用于连接套管近端（0503）与肝素注射器</td></tr><tr><td>带挥发器的麻醉机</td><td>YYUN Instrument Company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>钝头镊子</td><td>RWD Life Science</td><td>F22002-10&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>棉签</td><td>青岛舒茨生物技术有限公司</td><td>MQ-02</td><td>用于暂时固定肌肉组织</td></tr><tr><td>加热手术垫</td><td>上海屹虹仪器有限公司</td><td></td><td>尺寸为 15 &amp;times; 20 cm</td></tr><tr><td>肝素钠</td><td>上海阿拉丁生化科技股份有限公司</td><td>H123383</td><td>使用前需稀释</td></tr><tr><td>胰岛素注射器（1 mL）</td><td>Yushou Health</td><td>U100-1ML</td><td>仅用于肝素预包被</td></tr><tr><td>吸入用异氟烷溶液</td><td>RWD Life Science</td><td>R510-22-10</td><td>通过挥发器用于麻醉</td></tr><tr><td>记号笔</td><td>任意品牌</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>微量离心管（1.5 mL）</td><td>南通海瑞实验设备有限公司</td><td>HR10003</td><td>用于收集淋巴液</td></tr><tr><td>显微剪刀</td><td>RWD Life Science</td><td>GD234BA0007925</td><td></td></tr><tr><td>尼龙外科缝线&amp;nbsp;</td><td>上海屹虹仪器有限公司</td><td>4-0 35 cm</td><td></td></tr><tr><td>移液器（可调体积，量程 5 至 50 &amp;mu;L）</td><td>Dragon Laboratory Instruments Limited</td><td>7030301006</td><td>仅用于测量组织粘合剂</td></tr><tr><td>移液器吸头&amp;nbsp;</td><td>Biosharp Life Sciences</td><td>BS-10-T</td><td>仅用于转移组织粘合剂，无特定体积要求</td></tr><tr><td>聚乙烯（PE）套管 0.5 mm 外径，0.3 mm 内径（0503）</td><td>安莱立生科学仪器（宁波）有限公司</td><td>PE-0503</td><td></td></tr><tr><td>聚乙烯（PE）套管 0.6 mm 外径，0.5 mm 内径（0605）</td><td>安莱立生科学仪器（宁波）有限公司</td><td>PE-0605</td><td></td></tr><tr><td>剃须刀片</td><td>吉列上海</td><td>Q31/0115000301C004</td><td>仅用于剃除毛发</td></tr><tr><td>橡胶带</td><td>任意品牌</td><td>N/A</td><td>用于固定大鼠前肢</td></tr><tr><td>直尺</td><td>任意品牌</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>手术刀片（#23）</td><td>RWD Life Science</td><td>S31010-01</td><td></td></tr><tr><td>氯化钠（0.9%）输注液</td><td>石家庄第四制药厂</td><td>H20066533（批准文号）</td><td>仅用于冲洗毛发</td></tr><tr><td>Sprague-Dawley 大鼠</td><td>北京维通利华实验动物技术有限公司</td><td>101</td><td>体重 220 至 250 克，无年龄要求</td></tr><tr><td>手术灯</td><td>北京赫欧生物科技有限公司</td><td>XHA011-1</td><td></td></tr><tr><td>手术显微镜</td><td>上海测维光电技术有限公司</td><td>SMZ755T</td><td>无机械载物台的解剖显微镜，可配备可伸缩支架</td></tr><tr><td>组织粘合剂</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>主要成分为氰基丙烯酸酯&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>组织扩张器（Colibri）</td><td>RWD Life Science</td><td>R22029-04</td><td>扩张范围 20 mm/4 cm</td></tr></tbody></table>

用于评估头颈部及脑部淋巴转运的颈淋巴管插管大鼠模型

Cervical Lymph Duct-Cannulated Rat Model for Assessing Lymphatic Transport from the Head and Brain

淋巴液从中枢神经系统（CNS）通过一系列淋巴管（LVs）和淋巴结汇流至颈淋巴管。除了维持体液平衡外，这些淋巴管在运输多种物质中发挥关键作用，包括内源性代谢物、信号分子、免疫细胞以及小分子和大分子药物。这对于颅内（如脑）和颅外区域（如鼻腔和口腔）的生理稳态及免疫功能至关重要。脑部淋巴引流功能受损已 increasingly 被证实与多种神经及神经退行性疾病相关。颈淋巴管插管技术可实现头颈部及脑部引流淋巴液的采集，从而测定各类物质经淋巴系统运输的浓度与速率。此外，还可评估不同刺激因素（如药物、应激、创伤）和疾病状态（如脑卒中、感染、阿尔茨海默病）下这些参数的变化。本文介绍一种麻醉状态下建立的深部颈淋巴管插管大鼠模型，可在术后持续数小时收集淋巴液。该方法可与成像技术和多组学技术联合应用，用于检测淋巴液中多种目标参数，有助于开展头颈部区域的基础生理与病理生理研究，以及药物的药代动力学/药效动力学研究，尤其适用于中枢神经系统疾病治疗药物的评估。

采用颈淋巴管插管模型获得了一组具有代表性的每小时淋巴流量（mL/h）数据集（相应图表见图7）。本实验共使用三只（n = 3）研究大鼠，淋巴液被持续收集至微量离心管中，并在6小时期间内每小时更换一次收集管。
<img alt="淋巴流速随时间变化图，以 mL/h 为单位绘制 8 小时内的变化，显示峰值后的流速下降。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70217/70217fig7.jpg" data-altupdatedat="1780372819000" data-alt="Figure 7"> 
图 7：颈部淋巴流随时间的变化。该图表展示了随时间变化的颈部淋巴流速（mL/h）的代表性数据。图中数据为 6 小时内三次（n = 3）成功实验的平均测量值（实心圆点，●）。<a href="https://www.jov...

本实验方案展示了一种深部颈淋巴管插管大鼠模型，可实现对头部区域淋巴引流的直接且定量的评估。该模型有助于深入分析中枢神经系统（CNS）来源的溶质、免疫细胞群体，以及靶向中枢神经系统的治疗药物的分布与清除情况。

淋巴液从中枢神经系统（CNS）通过一系列淋巴管（LVs）和淋巴结流动，最终汇入颈淋巴管。在……

本项目通过鉴定从大脑排出的物质，研究脑淋巴系统与中枢神经系统疾病（如阿尔茨海默病、中风和神经炎症）之间的关系。现有方法缺乏理论上的取样和定量中枢神经系统来源淋巴液流出的方案和可靠手段，而本方案弥补了这一空白。首先，将约0.7毫升稀释的抗凝剂溶液预装入一支1毫升无菌胰岛素注射器中（配30号针头），用于涂覆聚乙烯导管的内表面。将预装的注射器在无菌条件下保存至使用。准备套管时，末端部分使用外径0.5毫米、内径0.3毫米的管路，中间部分使用外径0.6毫米、内径0.5毫米的管路。使用剪刀将套管各段裁剪为以下长度：近端连接注射器针头的部分为2厘米，中间部分为40厘米，远端用于插管的部分为8厘米。将套管组装成头尾相连的构型。然后将套管组件远端以约45度角进行切割并形成斜面，以利于顺利插入颈淋巴管。通过将预装的注射器连接至组装好的套管近端，检查每根套管的通畅性。轻轻释放少量溶液以冲洗套管。确保溶液从远端平滑流出，无渗漏迹象。将麻醉后的大鼠仰卧于维持在37摄氏度的加热手术垫上。必要时使用小的支撑枕头倾斜头部并伸展颈部，以充分暴露颈区。使用橡皮筋或手术胶带轻轻固定前肢，以尽量减少动物移动。用无菌生理盐水冲洗颈区毛发，以便剃毛。然后彻底剃除整个手术区域的毛发，以确保在切口前完全清除毛发。通过绘制一条2.5厘米的虚线标记手术部位，以确认初始切口的长度。将切口的上端置于下唇下方约1至1.5厘米处。通过脚趾夹捏反射确认麻醉深度后，沿标记线小心切开颈部肌肉的浅层。然后轻柔分离其余的肌肉层，主要是浅层颈筋膜，以暴露颈动脉。将胸锁乳突肌和下颌下腺牵开，并移离手术区域，以便识别颈淋巴管。使用组织扩张器维持手术视野。用棉签暂时拨开肌肉组织，以定位淋巴结及其相关的淋巴管。找到与颈动脉平行的不透明无色颈淋巴管。使用钝头镊子轻轻穿过分离的结缔组织，并保持镊子位置固定。通过钝性分离法仔细将颈淋巴管从周围的结缔组织和脂肪组织中分离出来。然后在暴露的血管上半部分做一个小切口。可在距手术窗口约1.5厘米处制造一个较小的辅助皮肤穿刺点，作为导管的额外固定点。将导管经第二个开口插入，用镊子夹住其远端，并确保其斜面朝上。然后，将导管远端经切口轻轻插入淋巴管内约两毫米，并使其朝向头部方向。观察套管近端1至2分钟。通过观察到淋巴液缓慢而稳定地流出，确认插管成功。使用移液管在切口处及辅助固定孔处滴加少量氰基丙烯酸酯组织粘合剂，以固定套管。观察淋巴液流动数分钟，以确认流出稳定。然后小心移除组织扩张器，并将下颌下腺复位至其原始位置。将预先标记并涂有抗凝剂的微量离心管连接至导管的远端末端。然后将所有肌层复位至原始位置，并用缝线和/或组织粘合剂关闭皮肤切口。使用涂有抗凝剂的微量离心管持续收集淋巴液，并按预定时间间隔（通常为每小时）更换收集管。确保大鼠在整个收集期间保持麻醉状态。将收集的样本与冰袋一起存放于保温箱中。在成功插管的大鼠中，连续六小时采集期间测得的每小时淋巴流速为 0.09 至 0.13 毫升/小时。在健康大鼠中，经尾状核注射的氚标记白蛋白的累积淋巴转运在前两小时内可忽略不计，之后显著增加。比较淋巴液与血浆中氚标记白蛋白的浓度，显示在健康大鼠中随时间呈现不同的浓度变化特征。通过腹腔注射大肠杆菌脂多糖诱导神经炎症后，大鼠8小时内的总体淋巴流速略有降低，转运至淋巴液中的总剂量比例几乎减少了一倍。健康大鼠与神经炎症大鼠的淋巴液-血浆浓度比无显著差异，表明两组间颈淋巴清除特征相似。该方案实现了对脑源性淋巴液的直接生物学取样，将间接的外部成像或树脂法与可测量的中枢神经系统外流方法相结合。本方案可用于研究经中枢给药后药物通过淋巴途径的清除过程，从而能够测量引流路径及清除速率。未来的研究可进一步探讨中枢神经系统疾病状态如何影响淋巴清除功能，并利用这些知识优化药物设计，以恢复脑部淋巴功能，用于疾病治疗。

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