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我们感谢 John Fuller、Nick Morgan 以及贝克曼库尔特生命科学公司（BCLS）在 ECHO 声波移液仪的后勤支持和方案开发方面提供的帮助。我们感谢哈佛医学院 ICCB-Longwood 筛选中心的 Mitchell Kozakoff 提供的基础设施和技术资源。感谢东北大学 KNMRC 设施提供的洁净室服务。作者谨此感谢 Keytech 公司的 Laura Shumate 以及 Shakotis Ltd. 团队。马萨诸塞州生命科学中心（Mass Life Sciences）慷慨资助了学生实习项目。本工作还部分得到了 MEDTEQ+ 的支持，其贡献推动了该平台的开发与验证。我们还感谢康考迪亚大学的 Steve S. Shih 博士。

本方案中使用的人源原代T细胞来自商业供应商，在供体知情同意下获取，并符合相关机构、伦理和监管规定。所有人源生物材料的操作均按照机构生物安全规程进行。实施本方案的研究人员有责任确保其使用人源原代细胞的行为符合当地机构审查委员会（IRB）或伦理委员会的要求、适用的生物安全法规，以及任何与人类生物材料使用相关的国家或地区法律法规。本研究中所用细胞材料未包含任何可识别患者身份的信息。
1. 初始人T细胞的制备与激活
<ol>
	<li>将冻存的原代人CD3⁺ T细胞在37 °C水浴中快速解冻。将细胞转移至预热的基础T细胞培养基中，于180 × g 离心10分钟。弃去上清液，将沉淀重悬于新鲜培养基中。</li>
	<li>使用自动细胞计数仪测定细胞浓度和活率。</li>
	<li>将细胞重悬于T细胞培养基中，调整密度为1 × 106 个细胞/mL，并添加可溶性四聚体抗体CD3/CD28 T细胞激活剂（按照试剂供应商说明书）以及200 IU/mL IL-2。于37 °C、5% CO₂条件下培养72小时。 
	注意：激活期间维持细胞密度在0.5–2 × 106 个细胞/mL之间。使用U型底96孔板进行激活，以优化细胞与激活剂的接触及激活效率。</li>
</ol>
2. 在数字微流控基底上制备向导RNA点样（声波分配器点样）
<ol>
	<li>用无核酸酶水将冻干的 sgRNA 重悬，配制成 100 µM 的储存液。另取一管，用无核酸酶水配制浓度为 100 mg/mL 的聚-L-谷氨酸（PGA，钠盐，分子量 15,000–50,000 Da）储存液。按 sgRNA:PGA 体积比 5:4 混合 sgRNA 与 PGA 储存液，使终浓度为 55.6 pmol/µL 的 sgRNA 和 44.4 mg/mL 的 PGA，溶剂为无核酸酶水。短暂涡旋混匀，1,000 × g 离心 30 秒，分装为单次使用量，未使用的分装样品于 −80 °C 保存，最长可保存 6 个月。 
	注意：避免反复冻融。</li>
	<li>将向导 RNA-PGA 混合物加入低残留体积的声波转移源板中，对应目标反应位点的排布位置。</li>
	<li>使用校准的声波分配仪，将 40 nL（相当于 2.2 pmol sgRNA）的向导 RNA-PGA 混合物转移至数字微流控（DMF）基底上的各个目标点样区域。 
	注意：在 55.6 pmol/µL 浓度下，40 nL 可提供每个位点 2.2 pmol 的 sgRNA（55.6 × 0.040 = 2.22 pmol）。干燥的向导 RNA 在芯片内液滴合并过程中重新溶解；通过各点位一致的编辑效率可确认完全重悬。</li>
	<li>在生物安全柜中，将点样的液滴在室温下自然风干至完全无可见液体残留（约需 5 分钟）。 
	注意：不得使用强制气流或加热，以免导致向导 RNA 脱落或降解。</li>
	<li>组装数字微流控（DMF）芯片。
	<ol>
		<li>在生物安全柜中，将上层板与已点样的基底对齐，通过上层板的非对称塑料卡扣结构与底层板的凹槽匹配，确保正确位置。沿短边均匀、同时施加压力，直至听到明显的机械卡合声，表明锁定结构已完全啮合。 
		注意：芯片设计为仅有一种正确组装方向；若组装错误则不会产生卡合声。操作时始终捏住基底边缘，避免污染或损伤功能表面，且不得使基底相互滑动，以防刮伤表面涂层。</li>
		<li>检查点：通过机械卡合声确认组装正确。 
		注意：涂层完整性的电学检测无预先运行提示；任何因组装不当导致的功能异常将在运行后由质量控制报告自动检测并提示。 
		暂停点：未使用的已组装芯片可在含干燥剂（硅胶包）的密封包装中室温保存，最长不超过 48 小时。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 细胞制备
<ol>
	<li>每次使用前新鲜配制1 mL完全转染缓冲液，按20:1（v/v）的比例（电穿孔缓冲液：表面活性剂）将适用于数字微流控（DMF）的电穿孔缓冲液与提供的生物相容性非离子型表面活性剂混合，使表面活性剂终浓度为0.05%（v/v）。轻柔混匀后置于冰上保存。 
	注意： 此处使用的适用于DMF的转染缓冲液是一种低电导率、等渗缓冲液（电导率：3.5 mS/cm，渗透压：305 mOsm/L）。若研究人员使用其他缓冲液，需验证其与DMF驱动及细胞活力的兼容性。该生物相容性非离子型表面活性剂用于减少液滴钉扎现象；若未使用所提供的表面活性剂，应选用合适的替代品。</li>
	<li>用转染缓冲液（不含表面活性剂）洗涤活化T细胞一次。在180 × g 条件下离心5分钟，吸除上清液，将细胞沉淀重悬于含表面活性剂的完全转染缓冲液中，调整细胞密度为1.0 × 107 个细胞/mL，每根 cartridge 使用总体积100 µL。置于冰上保存。</li>
	<li>在加载至cartridge前立即向100 µL T细胞悬液中直接加入Cas9核酸酶，通过轻柔移液混匀；保持在冰上。 
	注意：对于原代T细胞，每100 µL cartridge 体积加入Cas9的量为42 pmol（即0.42 pmol/µL）。每个电穿孔位点处理约1 µL细胞悬液，每次编辑递送0.42 pmol Cas9。在适配其他免疫细胞类型时，需优化此剂量（见表1）。</li>
</ol>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>组分</td>
			<td>每次编辑的最终浓度</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cas9</td>
			<td>约 1 µL 液滴中含 0.42 pmol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sgRNA</td>
			<td>2.1 pmol（来自 40 nL 点样）</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PGA</td>
			<td>点样混合液中储存浓度为 44.4 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>表面活性剂</td>
			<td>0.05%（v/v）</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>细胞投入量</td>
			<td>约 10,000 个细胞</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1：各转染液滴中最终浓度的汇总表。
4. 在 DMF-ection 平台上进行转染
<ol>
	<li>使用多通道移液器，将 10 µL T 细胞/Cas9 混合物加入每个细胞加样孔（共 8 个），并将 10 µL 完全转染缓冲液加入 16 个液体电极加样孔中（如图 1所示）。</li>
	<li>将电压设为500 V，脉冲持续时间为 3 ms，脉冲次数为 2。根据仪器平台说明启动电穿孔程序。
	<ol>
		<li>检查点：运行结束后立即查看质控报告。零星的失败（&#60;10% 的位点）无需干预。若失败为系统性，应更换为提供的质控板，运行系统健康检查（约 2 分钟），若问题仍然存在，请联系技术支持。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 编辑后T细胞的卸载与回收
<ol>
	<li>使用液体处理仪，将每个反应位点的电穿孔细胞转移至含有150 µL预热的基础T细胞培养基（添加200 IU/mL IL-2）的96孔U型底板中。</li>
	<li>将细胞在37 °C、5% CO₂条件下孵育72小时，以允许蛋白质 turnover 及细胞表面受体表达发生变化。</li>
</ol>
6. 流式细胞术分析 TRAC 敲除
<ol>
	<li>将细胞转移至无菌的96孔圆底板中，以减少洗涤过程中的细胞损失。用流式细胞术缓冲液（1× PBS、2% FBS、2 mM EDTA）洗涤细胞两次：每次在400 × g 离心5分钟，然后轻轻翻转圆底板以吸除上清液。细胞将保留在孔底沉淀中。</li>
	<li>在流式细胞术缓冲液中配制表面染色主混合液，包含抗CD4、抗CD8和抗TCRα/β抗体，浓度按制造商推荐。每孔加入25 µL主混合液，在4 °C避光孵育20分钟。用1× PBS（不含FBS）洗涤两次，每次在400 × g 离心5分钟。将细胞重悬于100 µL含活力染料（1:1,000，v/v）的1× PBS中，在室温避光孵育10分钟。 
	注意：圆底板有助于有效沉淀细胞；请确保在每一步操作中细胞充分重悬。</li>
	<li>用流式细胞术缓冲液洗涤细胞两次，每样本以150–200 µL重悬，用于上机检测。</li>
	<li>根据所用荧光染料配置流式细胞仪的合适激光线和滤光片组合（例如，活力染料使用488 nm激发；表面标记物根据需要使用405 nm或488 nm激发）。使用单染补偿对照样本和未染色样本设置电压。每样本至少采集5,000个活单细胞事件。依次设门：散射光单细胞 → 活细胞（活力染料阴性） → CD4⁺ 或 CD8⁺ → TCRα/β表达情况。 
	注意：在标准条件下，考虑到洗涤和染色过程中的损失以及细胞增殖时间，每样本采集到的总活细胞事件数通常在5,000至10,000以上。</li>
	<li>通过检测CD4⁺和CD8⁺细胞群中TCRα/β阴性细胞的比例，确定TRAC基因的破坏效率。以各亚群中TCRα/β阴性细胞占活单细胞门的比例百分比报告基因敲除效率。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Roth, T. L., Puig-Saus, C., Yu, R., Shifrut, E., Carnevale, J., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reprogramming+human+T+cell+function+and+specificity+with+non-viral+genome+targeting.">Reprogramming human T cell function and specificity with non-viral genome targeting.</a> Nat Biotechnol. 36 (4), 285-297 (2018).</li><li>Li, L. H., McCarthy, P., Hui, S. W. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-efficiency+electrotransfection+of+human+primary+hematopoietic+stem+cells.">High-efficiency electrotransfection of human primary hematopoietic stem cells.</a> FASEB J. 15 (1), 159-167 (2001).</li><li>Parnas, O., Jovanovic, M., Eisenhaure, T. M., Herbst, R. H., Dixit, A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genome-wide+CRISPR+screen+in+primary+immune+cells+to+dissect+regulatory+networks.">A genome-wide CRISPR screen in primary immune cells to dissect regulatory networks.</a> Cell. 162 (3), 675-686 (2015).</li><li>Geng, T., Lu, C. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+electroporation+for+cellular+analysis+and+delivery.">Microfluidic electroporation for cellular analysis and delivery.</a> Lab Chip. 13 (19), 3803-3821 (2013).</li><li>Pollack, M. G., Fair, R. B., Shenderov, A. D. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrowetting-based+actuation+of+liquid+droplets+for+microfluidic+applications.">Electrowetting-based actuation of liquid droplets for microfluidic applications.</a> Appl Phys Lett. 77 (11), 1725-1726 (2000).</li><li>Sinha, H., Quach, A. B. V., Vo, P. Q. N., Shih, S. C. C. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+automated+microfluidic+gene-editing+platform+for+deciphering+cancer+genes.">An automated microfluidic gene-editing platform for deciphering cancer genes.</a> Lab Chip. 18 (21), 3291-3301 (2018).</li><li>Little, S. R., Rizzetto, S., Sherwood, C. A., Quach, A. B. V., Shih, S. C. C. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+tri-droplet+liquid+structure+for+highly+efficient+intracellular+delivery+in+primary+mammalian+cells+using+digital+microfluidics.">A tri-droplet liquid structure for highly efficient intracellular delivery in primary mammalian cells using digital microfluidics.</a> Adv Mater Technol. 8 (11), 2300719 (2023).</li><li>Little, S. R., Vo, P. Q. N., Sinha, H., Shih, S. C. C. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+digital+microfluidic+platform+for+the+microscale+production+of+functional+immune+cell+therapies.">A digital microfluidic platform for the microscale production of functional immune cell therapies.</a> Anal Chem. 97 (21), 11026-11034 (2025).</li><li>Patel, M. A., Boribong, B. P., Sinha, H., Xiao, B., Xie, K., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Miniaturized+scalable+arrayed+CRISPR+screening+in+primary+cells+enables+discovery+at+the+single+donor+resolution.">Miniaturized scalable arrayed CRISPR screening in primary cells enables discovery at the single donor resolution.</a> Sci Rep. 15, 29350 (2025).</li><li>Schindelin, J., Arganda-Carreras, I., Frise, E., Kaynig, V., Longair, M., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fiji:+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis.">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li><li>Nguyen, D. N., Roth, T. L., Li, P. J., Chen, P. A., Apathy, R., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polymer-stabilized+Cas9+nanoparticles+and+modified+repair+templates+increase+genome+editing+efficiency.">Polymer-stabilized Cas9 nanoparticles and modified repair templates increase genome editing efficiency.</a> Nat Biotechnol. 38 (1), 44-49 (2020).</li></ol>

M.A.P、H.S、P.Q.N.V、A.B.C、A.E、M.W 和 A.H 是 DropGenie 的现任或前任员工或股东。M.S. 是 FIDA Biosciences 的现任或前任员工或股东。其他作者声明无利益冲突。

本方案描述了一种微型化的数字微流控电穿孔工作流程，可利用纳升级液滴实现向原代人T细胞的高效细胞内递送。该方法的一个核心优势在于，每个反应仅需10,000个细胞即可完成CRISPR–Cas9基因组编辑，与传统电穿孔相比，显著降低了材料需求。基于液滴的架构支持自动化，确保在多个平行位点上试剂操作和反应体系构建的可重复性。
在先前的研究中，将 DMF-ection 平台与一种广泛使用的系统进行直接对比表明，在每编辑 10,000 个细胞的条件下，传统核转染产生的 GFP 阳性 T 细胞不足 2%，而 DMF-ection 平台在相同低输入条件下实现了 &#62;90% 的转染效率。对于包含 192 个条件的阵列式筛选，DMF 平台每个条件所需的细胞数量比传统方法少 25 倍，Cas9 用量约为传统方法的 50 分之一9。这些比较凸显了微型化数字微流控电穿孔技术在低输入量和高通量筛选应用中的材料优势
关键步骤与故障排除 
多个步骤对成功至关重要...

原代人类细胞中的基因编辑在治疗开发和基础研究中正变得越来越重要，包括在免疫工程、罕见病建模和功能基因组学中的应用1。尽管电穿孔技术能够实现高效的基因组编辑，但传统的基于比色皿的系统通常每个实验条件需要&#160;多达数百万个细胞，限制了其在患者来源样本和稀有免疫细胞群体中的应用2。此外，由于通量、自动化程度和试剂消耗方面的限制，这些系统也不适合大规模筛选3。
微流控电穿孔已成为一种有前景的低样本量基因组编辑方法4。然而，大多数现有平台依赖于连续流动架构，涉及复杂的流体操作，试剂混合灵活性有限，且每实验条件所需的细胞数量相对较多。相比之下，&#160;数字微流控&#160;(DMF)&#160;能够在平面电极阵列上主动操控离散的纳升级液滴，实现对反应组分、反应时间和空间定位的精确控制。这种即插即用的液滴式平台非常适合需要节约原代细胞和试剂的低体积、高通量实验流程5。
近期研究已证明，基于数字微流控（DMF）的三液滴电穿孔结构可用于细胞内递送，该结构可产生局部、低电流的电场，实现高效的核糖核蛋白（RNP）和信使RNA（mRNA）递送，同时最大限度地减少热效应和电化学应力6,7,8。在此基础上，研究人员开发出下一代DMF电穿孔平台，命名为“DMF-ection”，该平台具有&#160;48个独立可寻址的反应位点，兼容全自动化操作，并可实现可扩展的卡盒式制造9（图1）。DMF卡盒由底部的印刷电路板（PCB）和顶部的塑料板组成，两者通过垫圈隔开，并通过定位卡扣实现单一正确方向的组装（图1A）。48重布局被划分为八个相同的家族（图1A–H），每个家族包含六个独立可寻址的电穿孔位点，每张卡盒最多可支持48种并行基因编辑条件（图1B）。在卡盒组装前，使用声波分配器将向导RNA文库点样至基底表面。在全部48个位点上验证了点样的位置准确性，液滴位置与电极中点的偏差均在亚毫米范围内（图1C），从而确保卡盒内RNP组装的可靠性。点样完成后，细胞和液体电极液滴在卡盒内被驱动，形成三液滴电穿孔结构（图1D）。电穿孔完成后，细胞被转移至培养板中进行恢复及后续分析，包括流式细胞术、测序和显微镜观察（图1E）。该系统能够实现高效基因组编辑，所需细胞数量比标准比色皿法少达100倍&#160;，显著拓展了在低细胞输入量和高通量应用场景中基因组工程的可及性&#160;。
本研究通过递送多种生物分子货物（包括mRNA和CRISPR-Cas9核糖核蛋白（RNP）复合物），实现了高效的转染和基因敲除，从而评估了该平台的性能。除了原代T细胞外，数字微流控电转染（DMF-ection）还为向复杂的多细胞结构中递送核酸提供了一种可推广的框架。三维（3D）球状体和类器官模型由于其结构和脆弱性，对试剂渗透构成了显著障碍，而传统的电穿孔方法通常会破坏其形态或导致递送不均一。为了评估用于T细胞编辑的相同微型化电穿孔原理是否可扩展至结构化组织，研究人员将DMF工作流程应用于3D HEK293T球状体。实验结果表明，基于DMF的电润湿技术能够轻柔地将完整的球状体定位在三液滴几何结构中，并在保持结构完整性和生长能力的同时实现均匀的mRNA递送。尽管这些结果超出了本文所述的原代T细胞实验方案，但它们展示了可编程DMF电穿孔技术在新兴的3D细胞系统中的广泛应用前景，这些系统与药物发现和疾病建模密切相关。

<table><tbody><tr><td>12 通道 VOYAGER 可调枪头间距移液器</td><td>Integra</td><td>4732</td><td>仪器设备</td></tr><tr><td>1× PBS</td><td>Gibco</td><td></td><td>流式缓冲液&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>96 孔板，Sphera 低吸附表面</td><td>Thermo Fisher</td><td>174927</td><td>类球体实验方案</td></tr><tr><td>96 孔圆底板&amp;nbsp;</td><td>Sarstedt</td><td>82.1583.001</td><td>类球体实验方案</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 抗人 CD4 抗体</td><td>Biolegend</td><td>357421</td><td>1:200 稀释，克隆号 A161A1</td></tr><tr><td>Attune 流式细胞仪</td><td>ThermoFisher</td><td></td><td>仪器设备</td></tr><tr><td>DMEM 培养基</td><td>Gibco</td><td>10564011</td><td>培养基补充剂—类球体培养</td></tr><tr><td>适用于 DMF 的缓冲液</td><td>DropGenie</td><td></td><td>转染</td></tr><tr><td>DropGenie 转染系统</td><td>DropGenie</td><td></td><td>仪器设备</td></tr><tr><td>Echo&amp;nbsp;声波移液器 650 系列</td><td>Beckman Coulter Life Scienes</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Echo&amp;nbsp;认证的 384 孔低残留体积板</td><td>Beckman Coulter Life Scienes</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>流式缓冲液</td></tr><tr><td>EGFP mRNA</td><td>Trilink</td><td>L-7201</td><td></td></tr><tr><td>EVOS 荧光显微镜</td><td>ThermoFisher</td><td></td><td>仪器设备</td></tr><tr><td>胎牛血清</td><td>Gibco</td><td>16000044</td><td>培养基补充剂—类球体培养</td></tr><tr><td>Fida 1 仪器及 Fida Neo 480 nm 检测器</td><td>Fida Biosystems ApS</td><td></td><td>仪器设备</td></tr><tr><td>Ghost Dye Violet 510</td><td>Cytek Biosciences</td><td>13-0870</td><td></td></tr><tr><td>HEK293T 细胞</td><td>ATCC</td><td></td><td>类球体实验方案</td></tr><tr><td>人 IL-2 重组蛋白</td><td>Peprotech</td><td>200-02 50ug</td><td>T 细胞培养基补充剂</td></tr><tr><td>人原代泛 CD3+ T 细胞</td><td>All Cells</td><td></td><td>外周血，冷冻保存，泛 CD3+ 辅助 T 细胞，阴性筛选</td></tr><tr><td>Immunocult CD3/CD28 激活剂</td><td>StemCell Technologies</td><td>10970</td><td>T 细胞激活培养基</td></tr><tr><td>Immunocult 扩增培养基</td><td>StemCell Technologies</td><td>10981</td><td>T 细胞激活培养基</td></tr><tr><td>Incucyte 活细胞分析系统</td><td>Sartorius</td><td></td><td>仪器设备</td></tr><tr><td>INTEGRA ASSIST PLUS 移液机器人</td><td>Integra</td><td>4505, 4 位竖直支架（货号 4521）&amp;nbsp;</td><td>仪器设备</td></tr><tr><td>非靶向合成向导 RNA</td><td>Synthego</td><td></td><td>5&amp;rsquo; GCACTACCAGAGCTAACTCA 3'</td></tr><tr><td>NucleoCounter NC-202</td><td>Chemometec</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE 抗人 TCR &amp;alpha;/&amp;beta; 重组抗体</td><td>Biolegend</td><td>380805</td><td>1:200 稀释，克隆号 QA20B12&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>PE-Cy 7 抗人 CD8</td><td>BD Pharmingen</td><td>557750</td><td>1:200 稀释，克隆号 RPA-T8</td></tr><tr><td>青霉素-链霉素（10,000 U/mL）</td><td>Gibco</td><td>15140122</td><td>培养基补充剂—类球体培养</td></tr><tr><td>聚-L-谷氨酸（PGA）</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P4761-100MG</td><td>使用浓度为 100 mg/mL</td></tr><tr><td>Prism 版本 8.0.0</td><td>GraphPad Software, Inc.</td><td></td><td>软件</td></tr><tr><td>sNLS-SpCas9-sNLS 核酸酶</td><td>IDT</td><td>10017687</td><td></td></tr><tr><td>类球体微孔板</td><td>Corning</td><td>3830</td><td>类球体实验方案</td></tr><tr><td>表面活性剂 F</td><td>DropGenie</td><td></td><td>转染—在 DMF 兼容缓冲液中以 1:20 比例使用，配制完整的转染缓冲液</td></tr><tr><td>TRAC 合成向导 RNA</td><td>Synthego</td><td></td><td>5&amp;rsquo; AGAGTCTCTCAGCTGGTACA 3'</td></tr><tr><td>胰蛋白酶-EDTA（0.05%），含酚红</td><td>Gibco</td><td>25-300-062</td><td>类球体实验方案</td></tr></tbody></table>

一种用于悬浮t细胞和三维细胞模型中低量crispr基因组编辑与mrna转染的数字微流控电穿孔平台

A Digital Microfluidic Electroporation Platform for Low-Input CRISPR Genome Editing and mRNA Transfection In Suspension T Cells and 3D Cell Models

数字微流控（DMF）电穿孔技术能够在显著减少细胞用量（最多减少100倍）并保持高细胞活性的同时，实现对哺乳动物细胞的精确、低体积遗传操作。本研究展示了一种基于DMF的高通量转染工作流程，可用于CRISPR介导的原代人悬浮T细胞中TRAC位点的敲除，以及三维HEK293T球状体的mRNA转染。通过空间定位沉积的CRISPR向导RNA和在芯片上组装核糖核蛋白（RNP）复合物，仅使用每组10,000个细胞，即可在CD4⁺和CD8⁺ T细胞群体中实现高效的TRAC位点破坏，编辑后细胞存活率超过85%。通过流致扩散和泰勒扩散分析进行的生物物理表征表明，在电穿孔缓冲液条件下，聚合物添加剂可稳定Cas9–sgRNA复合物，从而支持在亚微升级体积下的可重复基因编辑。该工作流程进一步被优化用于三维应用，通过将EGFP mRNA递送至完整的HEK293T球状体，实现了强烈且空间分布均匀的荧光表达，同时不影响球状体的生长或形态。综上所述，这些结果表明，DMF电穿孔技术可高效实现悬浮免疫细胞和多细胞球状体的基因组编辑与mRNA递送。该平台为&#160;CAR-T细胞治疗、功能基因组学以及先进的三维细胞模型等应用提供了可扩展且低样本输入的解决方案。

预期结果 
每种条件下对 10,000 个活化 T 细胞进行电穿孔通常可导致 &#62;85% TRAC 敲除效率与 &#62;转染后72小时存活率为95%。流式细胞术显示TCR明显丢失&#945;/&#946; 在TRAC靶向条件下，相对于非靶向sgRNA对照（NTC）以及未施加任何电场的对照组，观察到染色情况的变化。除非另有说明，n代表在不同日期进行的独立DMF电转实验次数。来自同一芯片的多次技术重复在统计分析前已取均值，不单独计入n值。本文报道的所有T细胞实验均使用来自单一健康供体的冻存细胞进行。相同平台下不同供体间的变异情况将在后续进一步表征。9.
由于阴离子聚合物添加剂的存在，Cas9–sgRNA核糖核蛋白在电穿孔条件下的稳定性得到提升 
数字微流控技术的一项核心设计要求是具备高度疏水的表面，以使液滴在电润湿过程中能够自由滑动。尽管这一特性对于液滴运动和精确操控至关重要，但它给试剂加载带来了挑战。在阵列筛选应用中，必须能...

本方案描述了使用“DMF-ection”（一种数字微流控（DMF）电穿孔平台）对原代人T细胞中的TCRα/β受体进行微型化的CRISPR–Cas9基因组编辑。该方法可实现并行、低样本输入的高效基因编辑，并保持高细胞活力，还可进一步适用于将mRNA递送至多细胞3D球状体。

一种用于悬浮T细胞和三维细胞模型中低量CRISPR基因组编辑与mRNA转染的数字微流控电穿孔平台

数字微流控（DMF）电穿孔技术能够在显著减少哺乳动物细胞用量的同时，实现对微量样本的精确基因操作。

Our research develops automated digital microfluidic platforms for efficient low input transfection and CRISPR gene editing. Standard electrocuration requires millions of cells. This platform achieves efficient editing with only 10, 000 cells per condition.To begin, obtain a T75 flask from the incubator containing CD3 positive human primary T cells. In the tissue culture hood, transfer the cells to a 15 milliliter falcon tube and centrifuge at a relative centrifugal force of 200 for five minutes. Discard the supernatant and re-suspend the pellet in five milliliters of fresh medium.Pipette 10 microliters of cell suspension into a counter cell counting chamber. Using an automated cell counter, determine the cell concentration and viability. Pipette 100, 000 cells into four to five wells of a V-bottom well plate and place on ice.Reconstitute one lyophilized track knockout targeting single guide RNA or other sgRNA and one lyophilized non-targeting control, or NTC sgRNA, in nucleus free water to a stock concentration of 100 micromolar. After preparing a 100 milligram per milliliter stock solution of polyL-glutamic acid, or PGA, in nucleus free water in two tubes, label the tubes as, tra

a-digital-microfluidic-electroporation-platform-for-low-input-crispr

Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

一个用于低输入CRISPR基因组编辑和mRNA转染的数字微流控电穿孔平台，应用于悬浮T细胞和三维细胞模型

我们演示了一种简单微流控装置的制备方法，该装置可与标准的电生理实验系统集成，以精确控制的方式将脑切片的微尺度表面暴露于不同的神经递质中。...

使用微流控网络与标准灌流室刺激脑切片

使用一次性微流控芯片捕获CD4+ T淋巴细胞用于HIV研究

本文介绍了通过胎内（in utero）和离体（ex...

in utero 和 ex vivo 电穿孔法用于小鼠视网膜神经节细胞中的基因表达

该方法可实现高产量 体外 从含有线性化质粒的模板合成带帽和无帽mRNA 高斯荧光素酶 荧光素酶（GLuc）基因。RNA经纯化后，取部分未加帽RNA通过酶法加帽 痘苗病毒...

体外 转录与Gaussia荧光素酶mRNA加帽及其后续的HeLa细胞转染

病毒颗粒附着于表面是通过超分辨率荧光成像或原子力显微镜（AFM）进行单病毒颗粒成像的前提条件。本文展示了一种用于实现病毒颗粒在玻璃表面可控黏附的样品制备方法，适用于原子力显微镜和超分辨率荧光成像。...

单病毒颗粒原子力显微镜与超分辨率荧光成像的样品制备

利用适当的翻译后修饰在实验室规模生产真核蛋白仍面临重大障碍。本文提供了一种基于哺乳动物表达系统的蛋白质表达方案，具有建立迅速、周期短的优点。该系统支持氨基酸选择性标记、蛋白质选择性标记以及糖链组成的小分子调节剂。...

悬浮培养HEK293细胞瞬时转染实现人源重组蛋白的高效表达

利用基因组编辑技术，现在可以在多种生物体中实现基因靶向诱变。本文以Astyanax...

使用转录激活因子样效应物核酸酶（TALENs）对墨西哥盲鱼（Astyanax mexicanus）进行基因组编辑

本文介绍了一种用于制备和培育CRISPR/Cas9基因组敲除电鱼的实验方案。详细阐述了开展该实验所需的分子生物学操作、繁育条件和饲养要求，适用于一种裸背电鳗目（gymnotiform）和一种长颌鱼科（mormyrid）电鱼，并介绍了通过显微注射技术获得Cas9诱导的F0代插入缺失（indel）幼鱼的方法。...

沉默电火花：利用CRISPR/Cas9在弱电鱼中进行基因组编辑

本文提供了一种基于CRISPR/Cas9的原代人B细胞基因组编辑的详细分步实验方案，用于基因敲除（KO）和敲入（KI），以研究基因在B细胞中的生物学功能以及B细胞治疗药物的开发。...

使用 CRISPR/Cas9 对原代人 B 细胞进行基因组编辑

本文介绍了对华金小蜂（Nasonia...

蛹期与成虫期显微注射用于Nasonia vitripennis的RNAi与CRISPR基因编辑

DropGenie.  该方案描述了利用“DMF-ection”——一种数字微流控（DMF）电穿孔平台——对原发性人类T细胞中TCRα/β受体进行微型化CRISPR–Cas9基因组编辑。该方法实现了并行、低输入的基因编辑，具有高存活率，并进一步适用于mRNA向多细胞三维球体递送。

一种用于悬浮T细胞和三维细胞模型中低量CRISPR基因组编辑与mRNA转染的数字微流控电穿孔平台

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