Name: 采用端对侧吻合技术进行宫颈异位小鼠心脏移植研究移植免疫学 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-07-03T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: 学习小鼠宫颈异位心脏移植的端对侧血管吻合技术，保留受体颈动脉和颈外静脉以维持正常脑灌注。该方法手术成功率达96.7%，适用于移植免疫学研究及基因修饰小鼠模型。

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本工作得到国家自然科学基金（81700571）的支持。

动物护理遵循国际指南，所有实验操作均在中国华中科技大学同济医学院同济医院器官移植研究所进行。本研究已获得同济医院动物伦理委员会的伦理批准（批准编号：TJH-202310010）。本研究所使用的关键仪器列于材料表中。
1. 术前准备
<ol>
	<li>使用紫外灯对手术室进行30分钟的灭菌处理。用70%乙醇消毒手术台，并将所有手术器械在121 °C条件下高压蒸汽灭菌20分钟。</li>
	<li>使用成年雄性C57BL/6和BALB/c小鼠（体重20–25 g，8–10周龄）。进行同系移植时，供体和受体均使用C57BL/6小鼠；进行异基因移植时，供体使用BALB/c小鼠，受体使用C57BL/6小鼠。</li>
	<li>术前1小时，通过皮下注射给予受体小鼠布托啡诺（0.05 mg/kg）以实施术前镇痛。 
	注意：供体小鼠不进行术前镇痛，因其在心脏摘取后立即实施安乐死。</li>
	<li>配制含有氯胺酮（20 mg/mL）和赛拉嗪（2 mg/mL）的麻醉溶液。按5 μL/g体重剂量经腹腔注射进行麻醉，相当于氯胺酮100 mg/kg和赛拉嗪10 mg/kg。麻醉诱导后，在双眼涂抹眼用软膏以防止角膜干燥。通过观察呼吸缓慢且规律、翻正反射消失以及足底反射缺失来确认麻醉深度。&#160;</li>
	<li>剃除小鼠胸腹部毛发。将小鼠仰卧位固定于加热垫上以维持体温。用聚维酮碘和70%乙醇交替消毒手术区域，共进行三个循环。用6-0丝线向上牵拉上切牙以伸展颈部，从而获得最佳术野暴露。</li>
	<li>佩戴无菌外科手套。在无菌手术单上剪出一个略大于切口部位的椭圆形开口，然后将其覆盖于受体小鼠身上。</li>
</ol>
2. 供体心脏的获取
<ol>
	<li>做正中腹部切口，随后做横向（十字形）切口，以充分暴露腹腔。</li>
	<li>使用无菌棉签蘸取生理盐水，轻柔地将小肠向左牵拉，以暴露腹主动脉和下腔静脉（IVC）。</li>
	<li>向IVC内注射0.3 mL肝素化生理盐水（300 IU/mL），等待1分钟以实现全身肝素化。横断腹主动脉和IVC，使供体动物放血。</li>
	<li>用剪刀沿膈肌和前胸壁做U形切口，穿过肋骨笼，以暴露胸腔。</li>
	<li>通过胸内IVC向心脏注射2 mL冷生理盐水（4 °C），以冲洗残留血液。 
	注意：此步骤的主要目的是诱导低温并迅速使心脏停搏；次要目的是彻底冲洗心脏内的血液，尤其是冠状动脉中的血液。</li>
	<li>用一块浸有冷生理盐水（4 °C）的无菌纱布覆盖心脏。轻柔向下牵拉该纱布可获得主动脉和肺动脉（PA）的最佳暴露视野。此外，浸有冷生理盐水的纱布可在后续解剖过程中维持移植物的低温状态。</li>
	<li>识别并分离胸内IVC。使用6-0丝线结扎，并用显微剪刀在结扎远端将其横断。</li>
	<li>识别并切除胸腺，以暴露主动脉弓和肺动脉（PA）。识别并分离上腔静脉。使用6-0丝线结扎，并在其结扎远端横断。</li>
	<li>识别并分离升主动脉。在无名动脉近端横断主动脉，以最大化保留血管长度。</li>
	<li>识别并分离肺动脉（PA）。在其分叉处近端稍远处横断。使用6-0丝线结扎心脏后方的所有血管（肺静脉）。使用显微剪刀小心切除心脏。</li>
	<li>轻柔移动心脏，将其浸入置于冰上的冷生理盐水（4 °C）中保存，直至移植。</li>
</ol>
3. 受体操作
<ol>
	<li>受体血管的分离
	<ol>
		<li>在颈部右侧做一长约1 cm的纵行切口，从右锁骨中点上缘延伸至下颌骨下缘。</li>
		<li>切除右侧下颌下腺。横断右侧胸锁乳突肌，以形成足够空间用于供体心脏的植入。</li>
		<li>识别并分离右侧颈外静脉（EJV）和右侧颈总动脉（CCA）。通过电凝其分支游离EJV。随后将CCA从周围组织中分离。解剖CCA时应避免损伤伴行的迷走神经。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>动脉吻合
	<ol>
		<li>使用两个微血管夹同时阻断EJV和CCA，一个夹子夹闭两根血管的头端，另一个夹闭尾端。先夹闭头端，再夹闭尾端。 
		注意：微血管夹建议从鼠体右侧向左侧引入，夹子手柄置于右侧。此方向有利于后续血管吻合操作，并有助于减少对气管的压迫。</li>
		<li>将小鼠顺时针旋转90°。在CCA上做一纵行切口，切口长度应与供体升主动脉直径相匹配。用肝素化生理盐水冲洗管腔，彻底清除残留血栓。</li>
		<li>使用11-0缝线制作吻合窗。将针穿过血管壁，穿刺点距离约为供体血管直径，轻轻提起血管壁，然后用显微剪刀剪除一小段血管壁。</li>
		<li>将供体心脏置于颈部皮下腔隙中。在近端和远端各放置两针11-0带针缝线，将供体升主动脉固定于受体CCA上。将供体心脏置于受体右侧，并用湿无菌纱布覆盖。</li>
		<li>利用远端缝线，从远端向近端连续缝合后壁，共6–8针。</li>
		<li>完成后壁缝合后，将小鼠旋转180°。将供体心脏翻向受体左侧，并用湿无菌纱布覆盖。从前向后以6–8针连续缝合前壁，方向为近端至远端。在打最后一个结之前，用生理盐水冲洗管腔以排除气泡。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>静脉吻合
	<ol>
		<li>在EJV上做一纵行切口，切口直径应与供体肺动脉（PA）相匹配。用肝素化生理盐水冲洗管腔，彻底清除残留血栓。</li>
		<li>在近端和远端各放置两针11-0带针缝线，将供体PA固定于受体EJV上。</li>
		<li>利用近端缝线，从近端向远端连续缝合后壁，共5–7针。</li>
		<li>继续使用同一根缝线，从外侧向内侧、由远端向近端缝合前壁，共5–7针。在近端顶端打结。在打最后一个结之前，用生理盐水冲洗管腔以排除气泡。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>再灌注
	<ol>
		<li>先松开远端夹子，再松开近端夹子，以启动再灌注。再灌注后，心脏移植物应立即变为红色。正常节律和收缩通常在1–2分钟内恢复。</li>
		<li>确认止血后，小心将心脏移植物置于皮下腔隙内，确保血管无扭转。用5-0缝线缝合皮肤切口。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>术后护理
	<ol>
		<li>将小鼠放入清洁笼中，并置于设定为34 °C的婴儿培养箱内以促进恢复。每1–2小时观察一次，直至小鼠自主苏醒，然后将其送回饲养笼。 
		注意：复温是必要的，可预防低温引起的呼吸抑制，并促进麻醉后恢复。</li>
		<li>术后48小时内，每12小时皮下注射一次布托啡诺（buprenorphine，0.05 mg/kg）以提供镇痛。</li>
		<li>每日观察心脏移植物的搏动情况，并记录移植物存活状态。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Slepicka, P. F., Yazdanifar, M., Bertaina, A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Harnessing+mechanisms+of+immune+tolerance+to+improve+outcomes+in+solid+organ+transplantation:+a+review.">Harnessing mechanisms of immune tolerance to improve outcomes in solid organ transplantation: a review.</a> Front Immunol. , (2021).</li><li>Cravedi, P., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advancing+mouse+models+for+transplantation+research.">Advancing mouse models for transplantation research.</a> Am J Transplant Off J Am Soc Transplant Am Soc Transpl Surg. , (2024).</li><li>McDaid, J., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+utility+of+animal+models+in+developing+immunosuppressive+agents.">The utility of animal models in developing immunosuppressive agents.</a> Eur J Pharmacol. , (2015).</li><li>Guo, Y., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+single-agent+immunosuppressive+regimens+in+a+murine+model+of+vascularized+composite+allotransplantation.">Efficacy of single-agent immunosuppressive regimens in a murine model of vascularized composite allotransplantation.</a> Transpl Int Off J Eur Soc Organ Transplant. , (2020).</li><li>Alegre, M. 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M., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+age+and+strain+on+ischemic+brain+injury+and+seizures+after+carotid+ligation+in+immature+mice.">Impact of age and strain on ischemic brain injury and seizures after carotid ligation in immature mice.</a> Int J Dev Neurosci. , (2009).</li><li>Ratschiller, T., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+cervical+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic cervical heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp Jove. , (2015).</li><li>Struys, T., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+evidence+for+long-term+vascular+remodeling+resulting+from+chronic+cerebral+hypoperfusion+in+mice.">In vivo evidence for long-term vascular remodeling resulting from chronic cerebral hypoperfusion in mice.</a> J Cereb Blood Flow Metab Off J Int Soc Cereb Blood Flow Metab. , (2017).</li><li>Dun, H., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cervical+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+using+a+novel+suture+technique.">Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique.</a> JHLT Open. , (2025).</li><li>Li, W., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+heterotopic+cervical+cardiac+transplantation+utilizing+vascular+cuffs.">Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs.</a> J Vis Exp. , (2022).</li><li>Lin, C. 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作者声明无利益冲突。

采用端侧吻合技术的颈部异体移植模型具有多项优势。与端端缝合或套管法相比，该方法完全保留了颈总动脉（CCA）和耳后静脉（EJV）的连续性，从而维持正常的脑血流动力学，有效避免与脑缺血相关的并发症。端侧吻合还可避免因供体与受体血管直径不匹配所引起的技术困难。与腹部异体移植相比，该方法对小鼠造成的创伤更小，术后恢复更快。因此，该模型特别适用于因基因修饰或药物诱导导致生理状况较差的实验动物。此外，对于需要进行二次异体移植或联合器官移植的实验，颈部成为唯一可行的移植部位。
尽管在技术上与腹部心脏移植相似，但颈部端侧吻合面临特定的挑战。在腹部移植中，手术视野宽阔，腹主动脉与下腔静脉位置邻近；而在颈部心脏移植中，手术空间受限，且颈外静脉（EJV）与颈总动脉（CCA）不仅相距较远，还位于不同的平面上，其中CCA的位置更深。为克服这些困难，双钳阻断法可使两条血管更接近，并调整至同一平面。这一关键调整解决了供体血管长度不足及吻合过程中张力过大的问题，也使我们的方法不同于Dun等人16所报道的技术。与他们采用的外翻–内翻联合技术不同，我们使用了完全外翻的动...

在过去半个世纪中，移植免疫学一直是免疫学家和移植专家的核心研究领域。如今，实体器官移植已得到广泛应用，是终末期器官疾病最有效的治疗方法。然而，移植物排斥反应尚未得到根本解决，仍然是移植领域的主要障碍之一，也是导致移植物丢失的主要原因1。因此，如何在减少或避免全身性免疫抑制的同时克服或减轻排斥反应，仍是该领域的重要挑战和关键研究目标。
带血管的动物器官移植模型，尤其是小鼠模型，在推动移植免疫学发展方面发挥了关键作用，并为临床转化提供了重要的科学基础2。例如，目前临床上使用的许多免疫抑制剂——如环孢素、他克莫司和雷帕霉素——最初均是在小鼠移植模型中成功验证的3,4。
小鼠异位心脏移植（HT）模型是最广泛使用的临床前模型之一，因其具有丰富的可获得遗传品系和研究试剂，且手术操作相对简便，术后监测容易，因而备受青睐。因此，该模型成为研究急性排斥反应机制、诱导免疫耐受以及在体内评估新型免疫抑制剂的关键平台in vivo5,6。
1973年，Corry等人7首次建立了小鼠异位心脏移植（HT）模型。在该模型中，供体心脏被置于受体的腹腔内，移植物的主动脉和肺动脉（PA）分别以端对侧方式吻合至受体的腹主动脉和下腔静脉（IVC）。该方法数十年来一直是腹部心脏移植的标准技术。由于在耐受性研究中需要容纳第三方同种移植物，研究人员探索了心脏移植的第二个部位，从而发展出小鼠颈部心脏移植模型。该模型具有多种优势，例如可直接视觉评估移植物存活情况、手术创伤更小以及术后感染风险更低5,8,9。1991年，Chen等人8首次描述了一种小鼠颈部异位心脏移植模型，该模型将供体主动脉和肺动脉分别以端对端手工缝合的方式吻合至受体的颈总动脉（CCA）和颈外静脉（EJV）。然而，由于供体主动脉与受体颈总动脉之间存在显著的管径不匹配，导致血管吻合极为困难，因此该模型并未得到广泛采用。
同样在1991年，Matsuura 等人9在颈部心脏移植（HT）模型中引入了一种无需缝合的套管技术用于血管吻合。该方法通过省去技术要求较高的手工血管缝合步骤，简化了手术流程，更易于掌握。此后，针对套管技术的多种技术改进相继被报道10,11。目前，套管法在颈部心脏移植中被广泛应用，尤其适用于缺乏显微血管缝合经验的研究人员。然而，套管技术引入了人工材料，可能引发局部炎症反应，干扰免疫学评估，同时在小口径血管中也存在技术挑战5,6。最近，Liao 等人12提出了一种无套管的袖状技术用于颈部心脏移植，该方法通过袖状连接直接吻合供体与受体血管。由于避免了人工材料的使用，并可适应小血管，该技术为二次心脏移植提供了一个生理性和可重复性良好的实验平台。
然而，端对端缝合技术和无缝合套袖技术均需要永久结扎受体单侧颈总动脉（CCA）和颈外静脉（EJV）。这会损害中枢神经系统单侧的脑血供，可能导致方向障碍和偏瘫等神经学并发症13,14,15。此外，这些端对端吻合方法还可能引起血流动力学改变，例如高速动脉射流，并增加血栓形成和狭窄的风险，不利于移植物的长期存活。而且，套袖技术本身由于存在套袖结构，也具有较高的血栓形成风险。
为解决这些局限性，我们采用了一种改进的端侧手动缝合技术，将供体的升主动脉和肺动脉分别与受体的颈总动脉和颈外静脉进行吻合。该方法保留了受体主要颈血管的完整性和连续性，从而维持正常的脑部灌注，并符合动物实验的“3R原则”（替代、减少与优化）。采用该技术，我们实现了约96.7%的手术成功率（30例中29例成功，仅1例因出血死亡）。术后未观察到任何受体小鼠出现与脑缺血相关的并发症。该方法与标准腹部移植模型高度相似，尤其适用于具备血管缝合经验的外科医生建立颈段异位心脏移植模型。

<table><tbody><tr><td>1 mL 注射器</td><td>Becton Dickinson Medical Devices Co., Ltd</td><td>B309628</td><td></td></tr><tr><td>11-0 带针缝线</td><td>Jinhuan Medical Products Co., Ltd.</td><td>H1101</td><td>用于血管吻合</td></tr><tr><td>3 mL注射器</td><td>Becton Dickinson Medical Devices Co., Ltd</td><td>B309657</td><td></td></tr><tr><td>带针的5-0缝合线</td><td>Jinhuan Medical Products Co., Ltd.</td><td>CR537</td><td>用于皮肤缝合</td></tr><tr><td>6-0 丝线缝合线</td><td>Jinhuan Medical Products Co., Ltd.</td><td>2650182</td><td></td></tr><tr><td>止血电凝器</td><td>&lt;a 名称=&quot;RANGE!B7&quot;&gt;宁波舜业医疗科技有限公司&lt;/a&gt;</td><td>BDD-YE-DT-1</td><td></td></tr><tr><td>布托啡诺</td><td>天津药物研究院 pharmaceutical Co., Ltd</td><td>H12020275</td><td>止痛药</td></tr><tr><td>棉签</td><td>富清健康 &amp;和综合医疗</td><td>20230R</td><td></td></tr><tr><td>弯头显微镊</td><td>RWD life Science Co.</td><td>F11031-11</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>弯头显微剪刀</td><td>66 Vision Tech Co., Ltd.</td><td>54108B</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>纱布块</td><td>Yubei Medical Materials Co., LTD</td><td>21080274</td><td></td></tr><tr><td>肝素钠注射液</td><td>华北制药股份有限公司</td><td>2101131-2</td><td></td></tr><tr><td>微型持针器</td><td>World Precision Instruments Co., Ltd.</td><td>555408NT</td><td>手术器械</td></tr><tr><td>微型血管夹</td><td>Roboz外科器械公司</td><td>RS-5481T</td><td></td></tr><tr><td>微型血管夹施加器</td><td>Roboz外科器械公司</td><td>RS-5480</td><td></td></tr><tr><td>持针器</td><td>RWD life Science Co.</td><td>F31025-13</td><td>腹部关闭</td></tr><tr><td>生理盐水</td><td>浙江天瑞制药有限公司</td><td>716092103</td><td></td></tr><tr><td>直头显微镊</td><td>RWD life Science Co.</td><td>F11029-11</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>手术显微镜</td><td>Leica</td><td>M650</td><td></td></tr><tr><td>手术平台</td><td></td><td></td><td>定制磁性</td></tr><tr><td>组织镊</td><td>RWD life Science Co.</td><td>F12002-12</td><td>手术工具</td></tr><tr><td>组织剪</td><td>瑞沃德生命科学有限公司</td><td>S12003-09</td><td>手术工具</td></tr></tbody></table>

采用端侧吻合技术进行颈部异位小鼠心脏移植以研究移植免疫学

Cervical Heterotopic Mouse Heart Transplantation using End-to-side Anastomosis Technique to Study Transplant Immunology

小鼠异位心脏移植是移植研究中一个关键的临床前模型。小鼠颈部异位心脏移植具有显著优势，包括可直接视觉观察和触诊评估移植物存活情况、减少手术创伤以及术后恢复更快。因此，该模型已成为研究移植免疫学日益重要的平台，尤其适用于因基因修饰或药物诱导导致生理状况较差的动物，以及需要进行二次或联合器官移植的实验，此时颈部区域往往成为唯一可行的移植部位。传统的颈部移植技术，无论是采用端对端缝合还是套管法，均需永久结扎受体的颈总动脉和颈外静脉，这可能损害脑部灌注，并引入异物材料或造成血流动力学紊乱。为克服这些局限性，本文详细介绍了一种改进的颈部心脏移植技术，采用端对侧血管吻合方式。该方法保留了受体的颈总动脉和颈外静脉，维持正常的脑灌注，避免了因血管永久结扎所致的并发症。本方案详细阐述了从供体心脏获取、受体血管吻合到术后护理的各个步骤。代表性结果表明手术成功率高（96.7%），且该模型在研究同种异体移植物排斥反应方面具有良好的有效性。该技术为移植免疫学研究者提供了一个生理相关性强且技术上易于实施的实验模型。

采用该改良模型共完成了30例手术，手术成功率为96.7%（29/30）。仅1例因术中出血导致死亡。其余29例被纳入手术时间及移植物效果的分析。所有受体术后均未出现与脑缺血相关的并发症。供体心脏获取时间为6.4 ± 0.7分钟，受体手术时间为28.7 ± 1.2分钟。具体而言，血管准备、动脉吻合和静脉吻合时间分别为6.1 ± 1.4分钟、8.4 ± 1.2分钟和6.1 ± 1.0分钟（图1）。
在29例成功的移植中，16例为同系移植（C57BL/6至C57BL/6），13例为同种异体移植（BALB/c至C57BL/6）。在生存分析中，通过观察心脏移植物的搏动情况，对10例同系移植受体和10例同种异体移植受体进行每日监测。如图2所示，同系移植物能够存活超过100天，且收缩节律和强度正常。相比之下，同种异体移植物通常在移植后6–8天内被排斥。其余9例受体（6例同系移植和3例同种异体移植）被安排在术后不同时间点进行计划中的组织学评估。如<strong class="xfi...

本方案介绍了一种简化的、端对侧缝合吻合技术，用于小鼠颈部心脏移植，为研究移植免疫学提供了一个稳定且可重复的模型。

小鼠异位心脏移植是移植研究中重要的临床前模型。小鼠颈部异位心脏移植……

我们采用改良的小鼠颈部心脏移植模型（端侧吻合）研究移植免疫学。与传统的套管法相比，我们的端侧吻合技术避免了异物残留，保留了绿色吲哚菁，且提高了移植物的长期存活率。首先，暴露麻醉供体小鼠的腹腔，并用无菌手术纱布覆盖。回撤小肠后，暴露腹主动脉和下腔静脉。向下腔静脉注射 0.3 毫升肝素化生理盐水，并等待一分钟以实现全身肝素化。使用剪刀横断腹主动脉和下腔静脉，使供体放血。 使用剪刀沿膈肌及前胸壁进行切开，形成穿过肋骨的U形切口，以暴露胸腔。通过胸腔内下腔静脉向心脏注入2毫升4摄氏度的冷生理盐水，以冲洗残留血液。用浸有冰冻生理盐水的碎冰和纱布覆盖心脏，并持续用额外的冰冻生理盐水保持纱布湿润，以维持低温状态。识别并分离胸腔内的下腔静脉。使用6-0丝线结扎该血管。使用显微剪刀在结扎部位远端横断该血管。识别并移除胸腺，以暴露主动脉弓和肺动脉。识别并分离上腔静脉，使用6-0丝线结扎，并在结扎远端切断。接下来，识别并分离升主动脉。在无名动脉近端横断主动脉，以最大化血管长度。识别并分离肺动脉。在分叉处近端进行横断。使用6-0丝线结扎心脏后方的所有血管，包括肺静脉。用显微剪仔细切除心脏。去除附着的肺组织及周围多余组织。将心脏轻柔转移至置于冰上的冷生理盐水中保存，直至移植。通过麻醉受体小鼠的纵行颈部切口，使用镊子和微型电凝笔小心切除右侧下颌下腺。接下来，通过烧灼其分支来游离外颈静脉。横断右侧胸锁乳突肌，以创建足够的受体心脏植入腔隙。分离颈总动脉，同时避免损伤迷走神经。使用两个微血管夹，先夹闭血管的头端，再夹闭尾端，以同时阻断外颈静脉和颈总动脉，便于吻合，并减少对气管的压迫。将小鼠顺时针旋转90度后，使用11-0缝线将针穿过血管壁，并在距离约等于供体血管直径处提起血管壁。使用显微剪切除一小部分血管壁，以形成吻合窗。用肝素化生理盐水冲洗管腔，以清除残留的血凝块。再次旋转小鼠，将供体心脏置于颈部皮袋中。使用两根11-0缝线分别在近端和远端将供体升主动脉固定于受体颈总动脉。将心脏置于右侧，并用湿润的无菌纱布覆盖。使用远端缝线，从远端向近端方向在后壁连续缝合6到8针。将小鼠旋转180度。将供体心脏向左侧翻转，并用湿的无菌纱布覆盖。用生理盐水冲洗管腔。以近端至远端的方向，使用六到八针缝合完成前壁吻合。沿颈外静脉做一纵向切口，切口直径与供体肺动脉相匹配。用肝素化生理盐水冲洗管腔，彻底清除残留血液。在近端和远端分别使用两根11-0缝线将供体肺动脉固定于受体颈外静脉上。使用近端缝线，从近端向远端方向连续缝合后壁，缝合5至7针。然后从外部开始，由远端向近端方向继续缝合前壁，用生理盐水冲洗管腔后，在近端顶端打结。用无菌棉覆盖缝合处后，旋转小鼠，先松开远端夹钳，再松开近端夹钳，以启动再灌注。观察心脏移植物在1至2分钟内变为红色，并恢复正常的节律和收缩。确认止血完全，将心脏移植物置于皮下囊袋中。使用5-0缝线关闭皮肤切口。对10只同基因型和10只异基因型受体的生存分析显示，接受同基因型移植物的受体存活超过100天，且心肌收缩节律和强度正常。相比之下，接受异基因型移植物的受体在移植后6至8天内出现典型的排斥反应。组织学评估显示，在术后第7天和第100天，同基因型移植物保持完整的心肌结构，无炎症或移植物血管病变。相反，术后第7天的同种异体移植物表现出严重的急性细胞排斥反应，其特征是大量淋巴细胞浸润、心肌细胞水肿和坏死。该方案特别适用于基因修饰或药物诱导的FRET小鼠，以及二次移植或联合移植。手工缝合细小的颈部血管在技术上具有较大挑战性。该方法具有明确的腹部心脏移植表现，结果十分可靠。未来的研究可探索耐受机制、二次移植、联合器官移植模型以及新型免疫抑制策略。

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采用端对侧吻合技术进行宫颈异位小鼠心脏移植研究移植免疫学

小鼠异位心脏移植模型已被众多研究者证实为研究排斥反应和免疫应答机制的重要方法。然而，相关技术操作仍具挑战性。通过改进标准技术，我们已成功完成超过1000例移植手术。...

小鼠异位心脏移植

小鼠颈部心脏移植模型非常适合用于免疫学以及缺血再灌注损伤的研究。我们采用了一种无缝线套管技术对该手术方法进行了改良，并利用该技术成功完成了1000多例移植手术。<br...

采用改良套管技术的小鼠颈部心脏移植模型

本文演示了一种小鼠心脏异位移植的显微外科技术，包括简化的供体心脏获取和受体血管吻合方法。...

一种改良的小鼠异位心脏移植方法

该论文描述了在小鼠中进行异位心脏移植所需的步骤。...

小鼠异位心脏移植技术

套管技术通过避免对小血管进行技术难度较高的缝合吻合，从而缩短并简化了小鼠异位颈部心脏移植模型的建立过程。本视频论文中展示的技术细节应有助于研究人员在其实验室中成功建立该模型。...

小鼠异位颈部心脏移植

为了研究联合实体器官与血管化复合异体移植，我们描述了一种新的小鼠异位整块胸壁、胸腺和心脏移植模型，该模型采用颈部无缝合套管技术。...

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腹部小鼠心脏移植模型中的血液回路重建

在本实验方案中，采用小鼠心脏移植模型来研究心脏同种异体移植物排斥反应的机制。在此异位心脏移植模型中，通过改良的套管技术进行颈部端对端吻合式心脏移植，可提高手术效率，并确保心脏移植物的存活。...

一种改良的套管法小鼠颈部异位心脏移植模型

小鼠心脏移植模型是研究移植免疫学的重要研究工具。本方案详细介绍了小鼠异位颈部心脏移植技术，该技术涉及在受体的颈总动脉和供体的肺动脉干上放置套管，以实现层流血流。...

利用血管套环的小鼠异位颈部心脏移植

本方案介绍了一种无需使用套管、基于缝合的鼠类颈部异位心脏移植技术，旨在通过生理条件下最小化异物材料干扰，可靠地植入第二个异位心脏移植物，以评估供体特异性免疫耐受。...

用于评估小鼠供体特异性免疫耐受的免套管缝合式颈部异位心脏移植模型

学习小鼠宫颈异位心脏移植的端对侧血管吻合技术，保留受体颈动脉和颈外静脉以维持正常脑灌注。该方法手术成功率达96.7%，适用于移植免疫学研究及基因修饰小鼠模型。

采用端侧吻合技术进行颈部异位小鼠心脏移植以研究移植免疫学

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