Name: 一个综合大鼠模型，用于通过同时淋巴和血液采样评估肝脏运输通路 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-05-15T13:20:00.000+00:00
Duration: 7 min 56 s
Description: 了解大鼠肝脏运输通路的综合手术模型，通过同时采集肝淋巴、颈动脉和颈静脉血样，评估药物代谢、营养通量和免疫信号。该方法支持长达8小时的连续采样，为研究肝脏功能和疾病机制提供可靠平台。

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作者感谢 Preeti Yadav 和 Enyuan Cao 在 Yadav 等人（2018）及 Gracia 等人（2020）的研究中对肝脏和肠系膜淋巴液采集所做出的贡献，这些研究为本工作引用的基础数据提供了支持。本研究得到了美国高级研究项目局健康部门（ARPA-H）LIGHT 项目资助。本文所包含的观点和结论均为作者个人意见，不应被解释为代表美国政府的官方政策，无论明示或暗示。

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作者声明不存在可能影响本文报道工作的竞争性财务利益或个人关系。

肝淋巴管插管是一种技术上较为困难的操作，即使对于经验丰富的显微外科医生而言亦是如此。若干关键步骤可提高保持淋巴管完整性和实现稳定淋巴液流的可能性。在识别和分离肝淋巴管时（方案步骤5.7–5.10），首先应清除覆盖在门脉淋巴管及下腔静脉近肝淋巴管区域的结缔组织和脂肪组织。与较厚且不透明的门脉淋巴管相比，肝淋巴管呈半透明状且更为脆弱，若直接操作极易发生破裂。门脉淋巴管可作为重要的解剖学标志，因其表面组织清除后，位于其上方的肝淋巴管即可显露。由于肝淋巴管常存在弯曲或折叠，操作者应选择一段较平直的部位进行插管，并使导管方向与淋巴管自然走向平行，以最大限度降低阻塞或撕裂的风险（步骤5.11–5.14）。
插管操作本身是决定成功与否的最关键因素。在穿刺导管后（步骤5.13），可通过将镊子尖端插入开口并确认仅有一层血管壁覆盖在器械上方，从而直观地验证是否进入管腔内。若出现两层相对的管壁，则提示为贯穿性穿刺。一旦确认进入管腔，应沿相同角度将导管平稳推进导管内。操作时需注意避免损伤邻近血管结构，因为术区出血可能导致血液进入淋巴收集导管，污染样本并显著增加血凝块形成的风险。在建立淋巴液流后（步骤5.15），应将导管的收集端封闭，并小心涂抹兽用粘合剂，防止其进入管腔内部。同时还须检查导管内是否存在气泡，因为滞留的空气会增加回压，可能阻碍淋巴液流动。由于肝淋巴液是在低驱动压力下生成的，因此导管的收集端应始终置于手术部位水平以下，以利于通过重力作用促进引流。
成功的肝淋巴管插管以淋巴液立即开始流出为标志。一旦建立，肝淋巴通常以约 0.1 mL/h 的速度稳定流出数小时。流速可能因动物的解剖结构、生理状态及实验条件而有所变化。例如，本方案中淋巴液是在异氟烷麻醉下采集的。异氟烷麻醉可能影响与淋巴功能相关的生理参数，因此在解释淋巴生成速率时应考虑涉及麻醉的实验条件16。肝淋巴管插管需要开腹手术并对腹部淋巴管进行精细的显微外科操作，因此在此模型中无法从清醒大鼠采集淋巴液。既往比较麻醉与清醒状态下淋巴运输或使用不同麻醉方案的研究表明，麻醉可能轻微影响绝对淋巴流速，但不会显著改变整体淋巴运输模式4。因此，本模型中获得的淋巴流速数据应在麻醉实验条件下进行解读。
在收集过程中，流量逐渐减少或停止通常是由于导管内形成血凝块所致，原因可能是血液污染或纤维蛋白沉积。有时可通过定位血凝块并用精细镊子轻轻夹捏导管，以机械方式破碎凝块，或通过导管的收集端轻轻抽吸以移除阻塞物，从而恢复流量。如果阻塞仅限于导管外部部分，可在血凝块近端将导管剪断，并使用无菌硅胶连接器重新连接至新的导管。如果血凝块在插管部位形成，则通常需要重新插管。在此类情况下，可尝试极其小心地去除粘合剂，以避免导管或邻近血管破裂。在重新尝试插管前必须实现止血，因为即使少量血液渗入导管，也会显著促进低压肝淋巴系统内的凝血。
生理因素也会影响淋巴液的流动和通畅性。即使在基础状态下，大鼠肝淋巴液的流速也天然慢于肠系膜或胸导管的淋巴流速17,18。此外，与清醒、自由活动的大鼠相比，全身麻醉可降低其他淋巴回路中的淋巴流速19。由于肝淋巴管插管需要麻醉和剖腹手术，这些因素可能导致在长时间收集过程中出现相对较低的流速以及更易发生凝血的现象。在收集期间通过颈静脉或胃肠道插管维持水化状态，有助于稳定淋巴流速并减少血凝块形成。在本模型中，通常可维持稳定的肝淋巴流速达2–3小时，此后流速可能下降，凝血风险也更高。然而，在最佳实验条件下，淋巴收集可维持更长时间，最长可持续约8小时4。
通过采集肝动脉和门静脉样本（图6&#160;和&#160;图7），可直接比较肝脏流入血、淋巴流出液与全身循环，从而拓展了该模型的应用范围。这一终末期采样步骤能够在单个动物体内同时评估肝微血管转运和间质清除情况。此类比较有助于深入理解溶质在肝血管系统与淋巴系统之间的分布特征，尤其适用于依赖间质扩散的大分子物质或亲脂性化合物。
尽管存在这些挑战，肝脏淋巴管插管模型仍是一种有价值且信息丰富的技术。肝脏贡献了全身淋巴液流量的很大一部分，而肝脏淋巴液中含有来源于肝间质液的蛋白质及其他成分。通过采集直接来自肝脏的淋巴液，该模型能够分析在经胸导管与肠系膜及体循环淋巴液混合稀释前离开肝脏的分子和细胞。对肝脏淋巴液的生化分析有助于了解肝间质代谢和脂质转运过程12，20。这补充了门静脉或体循环血液所提供的信息，后者反映的是肝代谢与肝外交换的综合效应。尤为重要的是，该实验设计结合了肝脏淋巴管、颈动脉和颈静脉插管，可动态评估肝脏流出物与血管流入物之间溶质梯度的变化，从而更全面地揭示肝脏的转运与清除过程。
既往利用该模型的研究表明，肝淋巴取样可实现对大分子治疗药物淋巴回流的评估，并可比较肝淋巴与全身循环之间的溶质转运。结合肝淋巴插管、同步血管取样及生化分析，该模型为研究肝微血管及间质动态提供了可靠的实验平台。该模型能够同时评估肝转运、代谢、脂质处理及免疫信号传导，并可经适当调整用于探究代谢相关脂肪性肝病（MASLD）或肝炎症等病理生理状态下的变化。
综上所述，这种经过优化的手术模型整合了肝淋巴管、肝动脉和门静脉通路，为研究肝脏物质转运途径提供了一种全面且可重复的方法。该模型可直接比较血管灌注、间质液流出及淋巴引流，有助于深入探究肝脏特异性的转运、代谢及药代动力学过程的机制。此外，采集肝淋巴液的能力为研究免疫细胞和抗原从肝脏的迁移提供了独特机会，对理解肝脏免疫监视、炎症反应及免疫耐受机制具有重要价值。

肝脏是一个核心的代谢和免疫器官，负责营养物质的处理、外源性物质的解毒以及免疫监视。肝脏是体内最大的淋巴液生成器官。在大型哺乳动物中的研究表明，肝脏贡献了全身总淋巴流量的25%–50%1,2。在啮齿类动物中，导管插管研究显示，大约10%–20%的总胸导管淋巴流量来源于肝脏3,4。肝淋巴液来源于血浆，经肝实质内窦状毛细血管的有孔内皮滤出。这种滤过液积聚在狄氏间隙（Disse腔），即肝细胞与窦状内皮细胞之间的间质腔隙。随后，滤过液穿过马尔（Mall）间隙，进入门脉淋巴毛细管，再汇入集合导管，最终引流至肝门和乳糜池5,6。
肝脏淋巴系统在解剖学上分为门静脉、被膜下和小叶下三级淋巴网络6,7。近期的容积成像研究表明，肝脏淋巴管形成一个高度分支的、血管内皮生长因子C（VEGF-C）依赖性的网络，主要局限于门管区。该网络主要由淋巴毛细血管组成，其引流方向为逆向朝向门静脉。另一方面，被膜下淋巴管和小叶下淋巴管分别沿肝脏表面和中央静脉区域分布，构成额外的引流通路。人类尸体成像进一步揭示沿肝静脉走行存在密集的淋巴管网络，表明门周区与肝静脉周围的淋巴管共同调控肝脏淋巴液的流出8。
肝淋巴液是一种来源于血浆的超滤液，能够反映机体的代谢和免疫过程9,10。生化分析表明，肝淋巴液中含有白蛋白、脂蛋白、细胞因子以及来源于肝实质细胞活动的代谢产物3,4,6，这与在其他组织中报道的淋巴液总体蛋白质组谱特征一致10。早期研究表明，肝淋巴液中含有不同类型的脂蛋白，其中高密度脂蛋白（HDL）占主导地位，这与肝脏在HDL合成与重塑中的核心作用相符11。值得注意的是，近期研究发现，与肠系膜淋巴液相比，肝淋巴液中富含HDL和胆固醇酯，凸显其在脂质转运和胆固醇逆向转运中的独特作用3。此外，肝淋巴液还作为免疫传导通路，携带免疫介质、抗原呈递细胞以及细胞外囊泡，将肝脏微环境与全身免疫系统相连接9。
肝淋巴液的生成与引流异常是肝脏疾病的关键特征。在肝硬化和门静脉高压中，升高的窦状隙压力可导致淋巴液生成数倍增加，当引流能力达到极限后，可引发淋巴管扩张、纤维化及腹水。慢性肝损伤还可促进由VEGF-C/VEGFR-3介导的淋巴管生成，过度或异常的淋巴系统重塑会加剧肝脏炎症、水肿及脂质蓄积9，12。此外，在代谢功能障碍相关性脂肪性肝病（MASLD）和肝细胞癌中，肝内淋巴管密度的增加已被证实与疾病进展及转移相关13，14。
尽管肝淋巴在生理和临床上具有核心作用，但由于技术上的挑战难以分离出纯净的肝淋巴，目前在实验研究中仍缺乏充分的研究和探索。胸导管和肠系膜淋巴采集模型已有较广泛的描述，但这些方法仅能间接反映肝脏的转运机制。为解决该领域的局限性，研究人员建立了一种大鼠肝淋巴导管插管模型，实现了肝淋巴的直接采集4。利用该方法发现，静脉注射治疗性蛋白质的大部分淋巴摄取发生在肝脏和肠系膜。这些结果表明，肝淋巴是血液与淋巴系统之间大分子交换的关键途径，对生物制剂的药代动力学和体内分布具有重要意义4。
为弥补现有研究空白，本研究描述了一种全面的大鼠模型，通过肝淋巴管、颈动脉和颈外静脉插管，实现肝淋巴和全身血液的同时取样。via 该方法可实时评估溶质在肝间质与全身各室之间的跨室转运与交换，为在生理和病理条件下研究肝脏转运、代谢、免疫信号传导及药物分布提供了一个可靠的实验平台。该模型还包括可选的终末取样步骤，即取肝动脉和门静脉血样，以实现对肝脏流入、流出及淋巴引流的直接比较。
<img alt="Rodent cardiovascular anatomy diagram; blood and lymphatic sampling sites for experimental infusion." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70986/70986fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Figure 1"> 
图1多插管模型示意图，用于同时采集淋巴液和血液样本。 一种全面的插管模型，可同时从颈动脉、颈静脉、肝动脉、肝淋巴管和门静脉采样。A颈动脉插管用于间歇性采血。B通过插管外颈静脉进行持续生理盐水输注，以维持水合作用并补偿采样过程中的液体丢失。C沿肝淋巴管走行的肝总动脉被插管，用于终末血液采样。D肝淋巴管被插管以持续收集淋巴液。E) 进入门静脉 通过 针刺法用于终末期采血。（所示操作步骤见于A), (B），以及（D在终末取样前进行，随后是（C肝动脉采样，随后（E) 门静脉采样。缩写：EJV，颈外静脉；CA，颈动脉；SVC，上腔静脉；IVC，下腔静脉；Ao，主动脉；CHA，肝总动脉；HL，肝淋巴管；ML，肠系膜淋巴管；SMA，肠系膜上动脉；PV，门静脉。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70986/70986fig1largev2.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>

<table><tbody><tr><td>抗凝溶液（EDTA 0.1%）</td><td>Invitrogen</td><td>AM9261</td><td>防止导管和采集样本中形成血凝块</td></tr><tr><td>抗凝溶液（肝素 20 IU/mL）</td><td>Pfizer</td><td>00409-2723-01</td><td>防止导管和采集样本中形成血凝块</td></tr><tr><td>氯己定（0.5%）</td><td>McFarlane Medical</td><td>12120-OR</td><td>用于手术部位消毒</td></tr><tr><td>收集管（微量离心管）</td><td>Greiner Bio-One</td><td>616201</td><td>用于淋巴液和血液采集</td></tr><tr><td>棉纱布</td><td>Winc Australia</td><td>18874125</td><td>用于器官操作和保持湿润</td></tr><tr><td>棉签</td><td>Pacific Laboratory</td><td>1005199</td><td>用于手术过程中器官复位</td></tr><tr><td>弯型虹膜镊</td><td>Macquarie Medical Systems</td><td>TTP5002-5</td><td>用于血管分离和组织操作</td></tr><tr><td>Dumont 镊子</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>用于打开并稳定肝动脉管腔，以便插入导管</td></tr><tr><td>乙醇（70%）</td><td>Ajax</td><td>AJA214-2.5PL</td><td>用于手术部位消毒</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito 止血钳</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td>用于弯曲25G针头，以穿刺肝淋巴管</td></tr><tr><td>加热手术垫（37 &amp;deg;C）</td><td>Ratek</td><td>IC-WT1</td><td>维持手术期间的体温</td></tr><tr><td>诱导室</td><td>Darvall</td><td>1859</td><td>用于初始麻醉诱导</td></tr><tr><td>输注泵</td><td>Adelab Scientific</td><td>NE-300</td><td>通过导管提供受控的生理盐水输注</td></tr><tr><td>虹膜剪刀</td><td>Stark Medical</td><td>E-AC985-11</td><td>用于皮肤和肌肉切口</td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Provet Pty Ltd</td><td>ISOF07</td><td>吸入性麻醉剂，用于麻醉诱导和维持</td></tr><tr><td>Kelman-McPherson 眼科镊</td><td>ProSciTech</td><td>TY-1301</td><td>用于打开并稳定颈静脉和颈动脉管腔，以便插入导管</td></tr><tr><td>针头（23G &amp;times; 1&quot;）</td><td>Livingstone</td><td>DN23GX1.0LV</td><td>用于门静脉穿刺和采血</td></tr><tr><td>针头（25G &amp;times; 1&quot;）</td><td>Livingstone</td><td>DN25GX1.0LV</td><td>用于导管冲洗和肝淋巴管穿刺</td></tr><tr><td>鼻罩麻醉系统</td><td>Darvall</td><td>7885</td><td>维持手术期间的麻醉状态</td></tr><tr><td>带流量计的氧气供应装置</td><td>BOC</td><td>400NE</td><td>异氟烷麻醉的载气</td></tr><tr><td>聚乙烯导管（外径 0.8 mm，内径 0.5 mm）</td><td>Microtube Extrusions</td><td>PE8050</td><td>用于颈动脉、颈静脉和肝淋巴管插管</td></tr><tr><td>聚乙烯导管（外径 0.61 mm，内径 0.28 mm）</td><td>Microtube Extrusions</td><td>PIV6128</td><td>用于肝动脉插管</td></tr><tr><td>丝线缝合线（4-0）</td><td>SMI AG</td><td>SM8015</td><td>用于固定血管和导管</td></tr><tr><td>戊巴比妥钠</td><td>Lyppard Australia Pty Ltd</td><td>LETH250</td><td>用于安乐死（&gt;100 mg/kg）</td></tr><tr><td>无菌生理盐水（0.9% NaCl）</td><td>FreeFlex</td><td>K690531</td><td>用于再水化和冲洗</td></tr><tr><td>直型Graefe镊</td><td>Fine Science Tools</td><td>11150-10</td><td>用于精细的血管分离</td></tr><tr><td>手术显微镜</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000-CS</td><td>用于肝淋巴管插管过程中的可视化操作</td></tr><tr><td>无菌手术刀片（用于手术刀）</td><td>Livingstone</td><td>SBLDCL15</td><td>用于制备导管尖端斜面</td></tr><tr><td>注射器（1 mL）</td><td>Terumo</td><td>19032-TE</td><td>用于冲洗导管</td></tr><tr><td>注射器（3 mL）</td><td>Terumo</td><td>19048-TE</td><td>用于采血</td></tr><tr><td>注射器（30 mL）</td><td>Terumo</td><td>19034-TE</td><td>用于生理盐水输注</td></tr><tr><td>Vannas剪刀</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td>用于血管切口</td></tr><tr><td>兽用组织粘合剂</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td>用于固定肝淋巴管导管</td></tr></tbody></table>

一种通过同时采集淋巴管和血管血液评估肝脏转运通路的综合性大鼠模型

A Comprehensive Rat Model For Assessing Hepatic Transport Pathways Through Simultaneous Lymphatic And Blood Vascular Sampling

肝脏是代谢和免疫的核心枢纽，负责处理营养物质、外源性物质以及循环中的免疫介质。这些物质通过血液循环到达肝细胞及其他肝内细胞 通过 接收来自肠道血液的窦状毛细血管 通过 门静脉及体循环 通过 肝动脉。来自肝窦毛细血管的血浆滤液流入狄氏间隙（Disse腔），在此可发生代谢转化、参与免疫监视，或进入淋巴管形成肝淋巴液。采集肝淋巴液和血液有助于深入分析肝脏的物质转运、代谢过程及免疫活性。本文描述了一种大鼠手术模型，可通过三个独立的插管部位同时采集肝淋巴液和全身血液：肝淋巴导管、颈动脉和颈静脉。肝淋巴管和动脉插管可实现连续取样，而颈静脉插管可用于持续补液和液体支持，或用于静脉血采集，从而实现动脉血与静脉血的对比分析。成功插管后，在麻醉大鼠中可获得约0.1 mL/h的肝淋巴液流速，支持持续采集肝淋巴液长达8小时，同时进行动脉和静脉血液取样。该实验装置可直接比较全身动脉血与肝淋巴液流出物，从而全面研究肝脏的物质转运与清除功能，以及代谢和免疫信号传导过程。为进一步拓展该模型，可在实验结束时进行肝动脉和门静脉的终末取样，以实现对肝脏流入血、流出血及淋巴引流的直接比较。最终，这些技术为在多种病理生理条件下评估肝脏功能提供了灵活的平台，包括药物药代动力学、营养物质通量与代谢，以及肝脏特异性反应等。

方案部分所述的手术入路可清晰识别位于右肾内侧、并与腹腔干和肝动脉平行走行的肝淋巴管，这与先前报道一致4。典型的解剖结构和插管操作如图5所示。成功插管的标志是立即出现从澄清至微浊的淋巴液，且无乳糜微粒引起的乳白色污染，提示其与肠系膜淋巴液混合极少。该观察结果与已报道的肝淋巴液特征相符3。肝淋巴液的鉴定依据其相对于肝动脉和下腔静脉的解剖位置，以及其特有的澄清外观，与通常呈不透明或乳白色的肠系膜淋巴液形成明显区别。
在整个采集期间，肝淋巴液流量应保持稳定，平均速率约为 0.1 mL/h3,4,11。在麻醉条件下，肝淋巴液流量通常在插管后约 2–3 小时内保持最稳定，但在理想的实验条件下，采集时间可能延长至约 6–8 小时。以往研究中报道的代表性淋巴液流量值4汇总于表 1。肝淋巴液流量通常低于麻醉大鼠肠系膜淋巴管和胸导管淋巴液流量的报道值。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>淋巴部位（清醒状态）</td>
			<td>平均淋巴流速（mL/h）</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>胸导管淋巴（清醒）</td>
			<td>1.74 ± 0.33</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>胸导管淋巴（麻醉）</td>
			<td>0.65 ± 0.10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>肠系膜淋巴（麻醉）</td>
			<td>0.45 ± 0.11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>肝淋巴（麻醉）</td>
			<td>0.12 ± 0.02</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1：清醒和麻醉大鼠经胸导管、肠系膜和肝淋巴管插管的平均淋巴流速（mL/h）。 数据以均值 ± 标准误（SEM）表示，n = 3–5 只大鼠。改编自 Yadav 等（2018）4 的表3。
展示大分子淋巴转运的代表性结果如图所示 图8这些实例表明，该模型可用于评估治疗性大分子静脉给药后淋巴系统的恢复情况，所用分子包括约60 kDa的聚乙二醇化干扰素α2a（IFN-PEG40）、约31 kDa的聚乙二醇化干扰素α2b（IFN-PEG12）以及单克隆抗体曲妥珠单抗（trastuzumab），提示肝脏是大分子治疗药物外渗并进入淋巴系统的主要部位4.
<img alt="柱状图；胸段、肝段、肠系膜区域的曲妥珠单抗、IFN-PEG40、IFN-PEG12 剂量回收率。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70986/70986fig8.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Figure 8"> 
图8：静脉注射大分子治疗药物在胸导管、肠系膜和肝淋巴中的淋巴回收情况。 静脉注射不同分子量的聚乙二醇化干扰素（IFN-PEG12 和 IFN-PEG40）及一种单克隆抗体（曲妥珠单抗）后，在胸导管、肠系膜和肝淋巴中回收的总剂量百分比。数据表示8小时内剂量回收的平均值 ± 标准误（SEM）。 改编自 Yadav 等（2018）4。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70986/70986fig8large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
该模型还可实现对肝淋巴液的详细脂蛋白谱分析3。图9展示了淋巴液脂质组成的代表性分析结果。与胸导管淋巴液和肠系膜淋巴液相比，肝淋巴液的总脂质含量显著较低，但其蛋白质浓度与其他来源的淋巴液相当。肝淋巴液的脂蛋白分析突显了肝脏在脂质转运和胆固醇逆向转运中的独特作用。代表性脂质组成数据汇总于表2。肝淋巴液的高密度脂蛋白（HDL）富含胆固醇酯，肠系膜淋巴液的HDL以富含甘油三酯为主，而胸导管淋巴液的HDL则含有相对较高的磷脂含量。这些组成差异表明不同淋巴来源在脂质代谢与转运中具有各自独特的作用。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td colspan="4">质量百分比（%wt/wt）</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>组分</td>
			<td>磷脂</td>
			<td>游离胆固醇</td>
			<td>胆固醇酯</td>
			<td>甘油三酯</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>肠系膜淋巴液</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-HDL</td>
			<td>20 ± 3</td>
			<td>1 ± 0</td>
			<td>5 ± 1</td>
			<td>16 ± 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-HDL</td>
			<td>21 ± 4</td>
			<td>2 ± 0</td>
			<td>8 ± 2</td>
			<td>23 ± 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>肝淋巴液</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-HDL</td>
			<td>24 ± 1</td>
			<td>3 ± 0</td>
			<td>12 ± 3</td>
			<td>8 ± 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-HDL</td>
			<td>23 ± 1</td>
			<td>6 ± 1</td>
			<td>13 ± 2</td>
			<td>14 ± 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>胸导管淋巴液</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-HDL</td>
			<td>25 ± 1</td>
			<td>1 ± 0</td>
			<td>7 ± 0</td>
			<td>11 ± 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-HDL</td>
			<td>29 ± 1</td>
			<td>2 ± 0</td>
			<td>11 ± 1</td>
			<td>11 ± 0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>血浆</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-HDL</td>
			<td>29 ± 2</td>
			<td>2 ± 0</td>
			<td>20 ± 3</td>
			<td>2 ± 0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-HDL</td>
			<td>36 ± 6</td>
			<td>2 ± 0</td>
			<td>18 ± 3</td>
			<td>4 ± 1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表2：从肠系膜、肝脏和胸导管淋巴液及血浆中分离出的密度高密度脂蛋白（D-HDL）和轻度高密度脂蛋白（L-HDL）组分的脂质组成。数值表示磷脂、游离胆固醇、胆固醇酯和甘油三酯占总脂质组分的重量百分比（% wt/wt）。数据以均值±标准误（SEM）表示。改编自Gracia等（2020）3的表1。
<img alt="淋巴液中的蛋白质与脂质比例；三张饼图分别显示肠系膜、肝和胸导管淋巴液。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70986/70986fig9.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="图9"> 
图9：肠系膜、肝和胸导管淋巴液的蛋白质与脂质组成。 肠系膜、肝和胸导管淋巴液中蛋白质与总脂质的比例含量。脂质含量包括磷脂（PL）、甘油三酯（TG）、胆固醇酯（CE）和游离胆固醇（FC），以脂质重量占蛋白质和脂质总重量的百分比表示。数据以均值 ± 标准误表示。 改编自 Gracia 等（2020）3。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70986/70986fig9large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>

本实验方案描述了一种肝淋巴管插管大鼠模型，可实现对肝脏淋巴系统和血管系统引流的直接且定量的评估。该模型能够同时采集肝淋巴液和全身血液，用于研究肝脏物质转运、代谢及免疫信号传导，支持药物药代动力学和肝脏特异性生物学的研究。

肝脏是营养物质、异生物质和循环免疫介质代谢与免疫反应的核心枢纽。这些物质通过...

本实验室研究淋巴系统在炎症性和心脑代谢性疾病中的作用，并开发靶向淋巴系统的药物递送策略以治疗这些疾病。该方案可实现对肝脏过程的评估，包括药物代谢、营养物质流动、免疫信号传导以及肝脏在不同条件下的应答反应。首先，将一只已通过颈动脉和颈外静脉成功插管、体重约为250–300克的雄性Sprague-Dawley大鼠，在麻醉状态下置于背卧位，并置于手术显微镜下。从正中线向右侧 flank 处做一长度为 4-5 厘米的横向皮肤切口，位置大约在肋缘下 1.5-2 厘米处。牵开皮肤后，在腹外斜肌和腹内斜肌上做相应的切口。术中遇到的任何较大血管应予以电凝或结扎。使用生理盐水浸湿的棉签将肝脏推向膈肌，胃向左移动，小肠向下移动。用浸有生理盐水的纱布保持器官处于牵拉状态。辨认沿肝动脉走行、略偏尾侧、位于右肾内侧并紧邻下腔静脉的肝淋巴管。利用较大且不透明或呈白色的肠系膜淋巴管作为解剖标志，以识别位于其尾侧的半透明且较细的肝淋巴管。使用直型格拉夫镊去除覆盖在淋巴管和下腔静脉表面的结缔组织。将镊子从右肾下方的脂肪组织中穿过，在下腔静脉下方建立一条隧道。将镊子向前推进，直至其尖端在下腔静脉对侧与肝淋巴管平行的位置穿出。用镊子夹住预先准备好的套管外端，将套管拉过隧道，直至其尖端从对侧穿出。使用哈尔斯泰德蚊式止血镊弯曲一支25号针头的尖端，使其弯曲角度约为90度。使用弯针，小心刺穿靠近操作者一侧的右侧肝淋巴管。检查预先装有抗凝剂溶液的导管，如有气泡则将其排出。将斜面端插入导管内约2毫米。确认导管外端的淋巴液流速约为每小时100微升。若未观察到液体流动，应调整或重新插入导管。在收集端堵塞导管，然后在插入部位滴加少量兽用粘合剂以固定。待粘合剂干燥后，确认淋巴液是否通过导管流动。随后移除纱布，将器官复位。将含有抗凝溶液的收集管置于套管出口下方，并确认淋巴液正以滴状流入管中。然后依次缝合腹内斜肌、腹外斜肌和皮肤层，关闭腹壁。肝淋巴管插管后，立即通过颈静脉插管以每小时1.5–3.0毫升的速度输注无菌生理盐水，开始补液。通过鼻罩维持麻醉，同时监测呼吸和反射。 通过颈静脉插管进行治疗剂量给药后，将肝淋巴液持续收集至含有抗凝溶液的试管中。每小时或根据需要更换收集管。在预定时间点采集颈动脉血样，终末取样前总采血量应低于估计循环血量的10%。在维持深度麻醉和呼吸稳定的同时，重新打开腹部切口以暴露上腹部腔隙。使用生理盐水浸湿的纱布轻轻将肝脏向上推至膈肌处，胃向左牵拉，小肠向下牵拉。辨认与肠系膜淋巴管相邻的肝淋巴管旁与之平行走行的肝动脉。取一根外径为0.61毫米、内径为0.28毫米的聚乙烯导管，预先充满抗凝溶液，并去除所有气泡。使用弯头虹膜镊分离一小段肝动脉。将一根4-0丝线缝合线置于动脉下方。轻轻提起动脉，在第一根缝线远端放置第二根缝线。结扎远端缝线以控制回血，同时保持近端缝线不打结，用于后续闭合。使用尖头显微剪刀，在两根缝线之间的动脉壁上做一个约0.5毫米的横向切口。使用杜蒙镊的尖端提起血管瓣，以稳定血管管腔，便于插入套管。将聚乙烯套管的斜面端插入开口，并将套管向前推进约2-3毫米。通过在血管和套管周围结扎近端缝线来固定套管。通过轻柔抽吸少量鲜红色动脉血，确认位置正确。将0.5-1毫升血液收集至预先标记并含有抗凝剂的试管中。静脉给予的大分子治疗药物在胸导管、肝淋巴和肠系膜淋巴中的回收情况，表明该模型在评估淋巴转运方面的实用性。肝脏淋巴液的总脂质含量显著低于胸导管和肠系膜淋巴液，而其蛋白质浓度与其他来源的淋巴液相当。本方案可实现肝脏淋巴液与血液的同步采集，用于评估包括药物、营养物质和信号分子在内的各类分子的转运、代谢与清除。肝脏淋巴管插管技术难度较高，需要精确的解剖定位和熟练的手术操作。未来的研究可利用该技术绘制肝脏转运、清除和代谢图谱，从而加深对肝脏疾病及靶向治疗的理解。

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Research

科研

JoVE Journal

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