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A.P. 获得了美国国防部（HT9425-23-1-0351 和 HT9425-23-1-0232）、美国国立卫生研究院（R03CA282712）、辛辛那提大都会区卵巢癌联盟基金（PRIV0201 和 PRIV0219）以及马里兰大学格林baum综合癌症中心美国癌症协会机构研究基金（IRG-18-160-16）的支持。A.P. 还获得了马里兰大学巴尔的摩分校临床研究所资助项目的资助。 &amp;#38; 转化研究（ICTR），部分资金来自国家转化科学促进中心（NCATS）临床转化科学奖（CTSA）项目 UM1TR004926。本文还获得了美国国家癌症研究所癌症中心支持基金（CCSG）P30CA134274 的资助。A.O. 部分由 NIH 资助项目 T32 GM158458 支持。&#160;

<ol>
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作者无须申报利益冲突。

模拟肿瘤细胞、微环境与系统性因素之间复杂相互作用的能力，使得小鼠模型成为研究卵巢癌进展的宝贵资源12。除了加深我们对驱动卵巢癌进展和转移因素的理解之外，体内小鼠模型在转移性卵巢癌的小分子药物和治疗策略的临床前评估中也发挥着重要作用12,15。鉴于这些优势，目前已开发出多种用于研究转移性卵巢癌的体内小鼠模型12,15。了解每种模型的优势与局限性，对于确定何种模型适用于特定研究问题至关重要。
尽管基因工程小鼠模型（GEMMs）极大地促进了我们对驱动卵巢癌进展因素的理解，但其构建过程复杂且成本较高10。此外，这些模型中肿瘤发展存在潜伏期，导致实验耗时且资源消耗大10。由于这些原因，可移植性肿瘤模型在研究驱动卵巢癌进...

尽管在了解驱动卵巢癌进展的因素方面已取得显著进展，但卵巢癌在美国仍然是第二大致命的妇科恶性肿瘤1。由于缺乏明显的症状以及可靠的早期诊断标志物，超过70%的卵巢癌患者在确诊时已处于晚期转移性疾病阶段2,3。目前的治疗方法对转移性卵巢癌疗效有限，因此，晚期疾病患者的5年生存率仍低于30%4。治疗失败的一个主要原因是化疗耐药性的出现5。因此，迫切需要识别驱动卵巢癌转移和化疗耐药的因素。填补这一知识空白对于开发更有效的治疗策略以应对该疾病至关重要。为实现这些目标，我们需要能够准确模拟卵巢癌进展关键步骤的体内模型。
尽管卵巢癌细胞系和三维体外模型极大地促进了我们对影响转移和治疗反应因素的理解，但这些模型存在若干局限性6,7,8。例如，这些模型未考虑肿瘤微环境中存在的多种非癌细胞，也无法再现肿瘤微环境中发生的复杂相互作用6,7,8。此外，利用体外模型研究系统性因素及其对肿瘤进展和药物反应的影响极具挑战性6,7,8。这些体外模型的局限性凸显了建立能够准确模拟卵巢癌转移各个步骤的体内模型的必要性，包括与微环境中其他细胞类型及因子的复杂相互作用。
基因工程小鼠模型（GEMMs）提供了一种体内平台，可在具有完整免疫系统的自然微环境中使肿瘤自发产生9。然而，GEMMs 的构建和维持耗时长、技术难度高且成本昂贵10。大多数卵巢癌 GEMMs 还具有较长的肿瘤发生潜伏期，这使得即使在模型构建完成后，其实验操作依然耗时且成本高昂10。可移植模型（如异种移植和同种移植模型）在生物学相关性与实验操作便利性之间提供了良好平衡，且其构建成本通常远低于 GEMMs11。此外，相较于 GEMMs，这些模型具有更短的潜伏期，且肿瘤细胞可在体外方便地进行遗传修饰，使其成为研究不同遗传因素如何影响肿瘤进展的便捷而适用的工具10。由于上述优势，可移植肿瘤模型已成为卵巢癌基础与转化研究中的重要工具。
在本报告中，我们描述了建立两种广泛用于研究转移性卵巢癌的可移植小鼠肿瘤模型的实验方案：（1）腹腔内模型和（2）原位或囊内模型。这两种模型均可构建为异种移植或同种移植模型。在腹腔内模型中，将癌细胞注射至小鼠的腹腔内。将卵巢癌细胞引入腹腔腔隙可模拟卵巢癌转移过程中的一个阶段，即转移性卵巢癌细胞从原发肿瘤脱落并进入腹腔。类似于人类的转移过程，这些移植的卵巢癌细胞需要适应恶劣的腹腔微环境，附着并侵入覆盖腹腔的间皮层，并在腹腔内器官和组织（如大网膜、肠系膜、肝脏和膈肌）上形成转移病灶。根据用于构建腹腔内模型的癌细胞系不同，转移性肿瘤可能伴随腹水产生，这与人类晚期疾病中的表现相似。因此，腹腔内模型已被广泛用于研究驱动卵巢癌转移及其进展至晚期疾病的相关因素12。这些模型也有助于评估针对转移性卵巢癌的新治疗策略的有效性12。在囊内或原位模型中，癌细胞被植入包绕小鼠卵巢的膜状结构——卵巢囊中。该模型可模拟卵巢肿瘤发生和转移的早期阶段。在此阶段，癌细胞仍局限于输卵管和卵巢。癌细胞从这些部位脱落进入腹腔，最终转移至其他器官。因此，囊内模型适用于研究卵巢肿瘤发生的早期阶段以及随后通过腹腔进行跨体腔转移的相关事件12。
因此，尽管腹腔内注射模型和卵巢囊内注射模型均为研究卵巢癌转移及治疗反应的优良工具，但二者所模拟的转移过程的具体阶段有所不同。由于卵巢囊内模型能够模拟卵巢癌从转移过程的早期到晚期的进展，但该过程存在潜伏期，因此通常用于研究卵巢癌转移的早期事件。而对于聚焦于卵巢癌转移晚期阶段的研究，腹腔内注射模型则更为合适。此外，与腹腔内注射模型相比，卵巢囊内注射模型在技术上建立起来也更具挑战性12。建立卵巢囊内模型需要进入配备显微外科设备的手术室，以便将癌细胞精确地注射至卵巢囊内。此外，与腹腔内模型相比，卵巢囊内模型中癌细胞形成肿瘤的能力（即“成瘤率”或“移植成功率”）通常也较低。而且，由于在原位或腹腔内注射后难以直接观察肿瘤，通常需采用非侵入性的生物发光成像技术来监测肿瘤进展。因此，无论是腹腔内模型还是卵巢囊内模型，均需要配备能够实现肿瘤非侵入性成像的额外设备12。最终，实验目标、资源可及性以及技术能力将决定每项研究中所采用的模型类型。
本报告详细描述了使用人卵巢癌细胞系建立腹腔内和包膜内小鼠异种移植模型的逐步实验方案。这些模型可通过将细胞移植到免疫缺陷小鼠品系（如NSG（NOD.Cg-Prkdcscid&#160;Il2rgtm1Wjl/SzJ）或Foxn1裸鼠（B6.Cg-Foxn1 nu/J））中来建立。该方法也可经调整用于构建同种移植（同源性）模型。在建立同种移植模型时，将小鼠卵巢癌细胞植入具有相同遗传背景的免疫健全小鼠体内。由于同种移植模型使用免疫健全小鼠，因此可用于研究不同因素如何调控卵巢肿瘤微环境、免疫系统在卵巢癌进展中的作用以及免疫治疗的效果。除了介绍腹腔内和包膜内异种移植小鼠模型的建立方法外，本报告还描述了如何利用生物发光成像技术对这些模型中的肿瘤进展进行无创监测。

<table><tbody><tr><td>0.22 µm 注射器无菌滤器，33 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-720-004</td><td></td></tr><tr><td>1 ml TB 注射器</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>21G，1 英寸针头</td><td>BD</td><td>305167</td><td></td></tr><tr><td>30G，&amp;frac12; 英寸针头</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>5 英寸弯头精细镊子</td><td>Fisher Scientific</td><td>1631</td><td></td></tr><tr><td>6-0 可吸收单丝缝线</td><td>Maxon&lt;sup&gt;TM&amp;nbsp;&lt;/sup&gt;</td><td>6532-11</td><td></td></tr><tr><td>酒精棉片（70% 异丙醇）</td><td>Dukal Corp</td><td>80003156</td><td></td></tr><tr><td>聚维酮碘（1% 碘溶液）</td><td>Purdue Products</td><td>367618150085</td><td></td></tr><tr><td>卡洛芬注射液，50 mg/ml</td><td>Levafen</td><td>RXLEVA50-20INJ</td><td></td></tr><tr><td>离心机&amp;nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>5702</td><td></td></tr><tr><td>D-荧光素</td><td>Syd Labs</td><td>MB000102-R70170</td><td></td></tr><tr><td>精细尖头珠宝镊（解剖用）</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-953E</td><td></td></tr><tr><td>眼膏</td><td>Medvet</td><td>11897</td><td></td></tr><tr><td>精细剪刀</td><td>Fisher Scientific</td><td>8940</td><td></td></tr><tr><td>加热垫</td><td>Sunbeam</td><td>731-500</td><td></td></tr><tr><td>精细尖头解剖镊</td><td>Fisher Scientific</td><td>S08096</td><td></td></tr><tr><td>胰岛素注射器 3/10 ml</td><td>BD</td><td>328438</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Fluriso</td><td>Fluriso250</td><td></td></tr><tr><td>IVIS 成像系统</td><td>Perkin Elmer</td><td>IVISLMIII</td><td></td></tr><tr><td>梅奥-黑格直型持针器</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-966</td><td></td></tr><tr><td>无钙镁的无菌 1× PBS</td><td>Corning</td><td>21-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>无菌棉签</td><td>Mckeesson</td><td>24-106-1S</td><td></td></tr><tr><td>无菌纱布</td><td>Kendall</td><td>3033</td><td></td></tr><tr><td>无菌垫/毛巾/手术单，无孔</td><td>Henry-Schein</td><td>100-9687</td><td></td></tr><tr><td>三重抗生素软膏</td><td>Globe</td><td>4006-4SL</td><td></td></tr><tr><td>胰蛋白酶-EDTA（0.25%），含酚红</td><td>Gibco</td><td>25200-056</td><td></td></tr></tbody></table>

用于研究小鼠转移性卵巢癌及治疗反应的临床相关可移植肿瘤模型

Clinically Relevant Transplantable Tumor Models for Studying Metastatic Ovarian Cancer and Therapeutic Response in Mouse

转移性卵巢癌是一种致死性极高的妇科恶性肿瘤，目前缺乏有效的治疗手段。开发可用于临床转化的卵巢癌治疗策略，依赖于对驱动卵巢癌转移因素的深入理解。尽管大多数实体瘤主要通过血行转移，但卵巢癌细胞主要经腹膜腔途径扩散。该过程包括癌细胞从原发肿瘤脱落并释放到腹膜腔内，随后获得抵抗失巢凋亡的能力，并形成多细胞聚集体。这些细胞聚集体继而附着并侵入腹膜的间皮层，形成转移病灶。临床上相关的体内模型对于研究细胞因子和肿瘤微环境如何影响转移过程中的各个步骤，以及评估新型治疗策略至关重要。目前广泛用于研究卵巢癌转移及治疗反应的两种可移植性小鼠肿瘤模型是腹膜内模型和囊内模型。本文中，我们详细描述了建立这两种模型的逐步操作方法，并阐述其优势与局限性。此外，我们还介绍了如何利用生物发光成像技术，通过这些模型无创地监测肿瘤的进展过程。

使用荧光素酶标记的OVCAR8细胞在免疫缺陷型Foxn1裸鼠中建立的腹腔内卵巢癌模型的代表性数据如下所示 图4在这些细胞中稳定表达的荧光素酶使得能够通过IVIS成像仪进行非侵入性生物发光成像，从而对肿瘤进展进行长期监测，具体方法如第三节所述。将500万OVCAR8-荧光素酶细胞经腹腔注射至Foxn1裸鼠体内后，可在腹腔内形成转移性肿瘤，成瘤率为100%图4）。肿瘤进展迅速，导致肿瘤负荷显著增加并出现腹水（图4A，B）。活体成像显示，在将500万OVCAR8-luciferase细胞腹腔接种至Foxn1裸鼠后29天内，出现显著的肿瘤负荷图4C）。为了探究腹腔内注射的卵巢癌细胞数量差异对小鼠肿瘤进展动力学和生存期的影响，我们比较了腹腔注射500万个OVCAR8-荧光素酶细胞的小鼠与腹腔注射100万个OVCAR8-荧光素酶细胞的小鼠随时间推移的肿瘤负荷。与注射500万个OV...

本文介绍了一种建立腹腔内和包膜内肿瘤模型的逐步实验方案，用于研究卵巢癌的进展、转移及治疗反应。此外，我们还描述了如何在这些模型中利用基于荧光素酶的非侵入性活体成像技术，在小鼠体内监测肿瘤的进展。

转移性卵巢癌是一种极具致命性的妇科恶性肿瘤，目前缺乏有效的治疗手段。临床可转化的...

我们的研究重点是鉴定驱动卵巢癌进展和治疗耐药的分子因素。该模型可用于研究各种因素对卵巢癌进展的影响，同时测试新的治疗策略。首先，获取卵巢癌细胞培养物。当细胞融合度达到80%至85%时，吸去培养板中的培养基。用无钙镁的无菌1×PBS缓冲液洗涤贴壁细胞两次。吸去培养板中的PBS缓冲液。向组织培养板中加入0.05%胰蛋白酶-EDTA。将含有细胞的培养板转移至用于组织培养的37摄氏度水套式二氧化碳培养箱中，孵育1至5分钟。待细胞脱落后，向组织培养板中加入含胎牛血清（FBS）的培养基，每使用1毫升胰蛋白酶，加入6毫升培养基。轻轻吹打使细胞从组织培养板上脱落，并将其解离成单细胞悬液。将细胞收集至锥形管中，在室温下以400G离心5分钟。弃去含胰蛋白酶的上清液后，用含新鲜胎牛血清（FBS）的细胞培养基重新悬浮细胞沉淀。使用血细胞计数板对经台盼蓝染色的细胞进行计数。将细胞重悬于一定体积的无菌1×PBS（pH 7.4）中，调整至所需细胞浓度。细胞悬液置于冰上保存，直至准备注射至小鼠体内。使用1000微升移液器轻轻重悬细胞，确保细胞悬液保持单细胞状态。将500微升细胞悬液吸入1毫升注射器中。将一根21号、1英寸长的针头连接到注射器上，并确保其中无气泡。将小鼠从笼中取出后，将其置于粗糙或金属网状表面上以进行固定。用非惯用手轻轻抓住小鼠颈部基部的松弛皮肤以固定小鼠。轻轻提起小鼠后，使其腹部朝上放置。用手指固定尾巴。在腹部中线处画一条假想线。在右下象限，于中线与两侧乳头之间定义一个假想的三角形区域。在该假想三角形的中心位置确定注射点。将小鼠头部略微朝向地面并低于其后躯，使其倾斜。用无菌酒精棉片清洁注射区域后，用惯用手以45度或更低的角度将针头插入注射部位。将针头推进0.5英寸，且推进深度不得超过其总长度的一半。缓慢而稳定地将细胞注入小鼠腹腔。拔针时保持与进针相同的角度，拔出后立即在注射部位覆盖无菌纱布。在将小鼠放回笼子前进行耳标标记。麻醉小鼠后，通过检查趾夹反射是否消失来确认麻醉效果。将小鼠转移至置于恒温37摄氏度啮齿类动物加热垫上的无菌手术巾上。迅速安装鼻罩，并在手术过程中持续维持麻醉，每15分钟通过脚趾夹捏确认麻醉深度。根据需要调整异氟烷剂量，以确保麻醉期间呼吸频率保持缓慢平稳。将小鼠摆放为待行卵巢癌细胞包内移植的一侧朝上。将眼膏涂抹于小鼠双眼后，使用无菌手术巾覆盖小鼠，仅暴露其下半身。用肥皂洗手并戴上一副新的无菌外科手套后，使用无菌棉签以顺时针方向从内向外环形涂抹手术部位的聚维酮碘溶液。接着，用无菌酒精棉片以类似方式清洁同一区域，并重复此步骤两次。待酒精干燥后，找到小鼠后肢上方约1.5厘米、距肋骨约5毫米的位置。使用弯头镊子提起该部位的皮肤，用尖头剪刀做一长约5毫米的垂直切口。用尖头显微镊夹住一侧皮肤，并在同一位置的皮下组织做切口。在皮下组织下方识别出可见的腹膜层后，使用尖端精细

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科研

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Cancer Research

癌症研究

临床相关的移植肿瘤模型，用于研究小鼠转移性卵巢癌及其治疗反应

本实验方案演示了如何在果蝇（Drosophila）眼/触角成虫盘（EAD）中生成带有荧光标记且遗传背景明确的克隆肿瘤。方案详细描述了如何从三龄幼虫中解剖出EAD和脑组织，并对其进行处理，以观察和定量基因表达变化及肿瘤侵袭性。...

Drosophila 幼虫盘肿瘤模型：利用遗传镶嵌体可视化与定量分析基因表达及肿瘤侵袭性

本文旨在详细描述肺转移检测（PuMA）实验方案。该模型允许研究人员利用宽场荧光显微镜或共聚焦激光扫描显微镜，在肺组织中研究转移性骨肉瘤（OS）细胞的生长情况。...

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University of Maryland Baltimore County.  本文介绍了建立腹膜内和滑囊内肿瘤模型的逐步方案，以研究卵巢癌的进展、转移及治疗反应。此外，我们描述了如何在这些模型中使用基于荧光素酶的非侵入性体内成像技术监测小鼠肿瘤进展。

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