Name: winogradsky column microbial layers and gradients
Uploaded: 2023-04-30T07:09:27.000Z
Duration: 8 min 8 s
Channel: JoVE

1. Einrichtung
<ol><li>Um eine Winogradsky-Spalte einzurichten, benötigen Sie einige Grundversorgungen:<ul>
<li>Schaufel, Eimer und Flasche, um die Proben im Feld zu sammeln</li>
		<li>Ein vertikales, transparentes Gefäß, z. B. ein abgestufter Zylinder oder eine Kunststoff-Wasserflasche von ca. 1L</li>
		<li>Kunststoffwickel und Gummibänder</li>
		<li>große Mischschüsseln und großer Löffel zum Rühren</li>
		<li>Eine Schwefelquelle (Eigelb oder Calciumsulfat)</li>
		<li>Eine Quelle von organischem Kohlenstoff (Zellulose, in Form einer geschredderten Zeitung)</li>
		<li>Eine Lichtquelle (sonniges Fenster oder Schreibtischlampe)</li>
		<li>Boden oder Schlamm aus einem Sumpf, Feuchtgebiet, Teich oder Bach gesammelt</li>
		<li>Wasser aus demselben Lebensraum</li>
		<li>OPTIONAL Für einige der in diesem Protokoll beschriebenen optionalen Experimente ist Folgendes erforderlich:<ul>
<li>Speisesalz</li>
			<li>Anders gefärbtes Zellophan</li>
			<li>Eine Eisenquelle (z. B. Nagel- oder Stahlwolle)</li>
			<li>Ein Kühlschrank mit Lichtquelle</li>
			<li>Ein Heizkörper in der Nähe einer Lichtquelle</li>
		</ul>
</li>
	</ul>
</li>
	<li>Wenn Sie eine Kunststoff-Wasserflasche verwenden, schneiden Sie den Halsbereich ab, so dass die Säule zylindrisch geformt ist. Entfernen Sie alle Wrapper, damit Licht durch den Kunststoff eindringen kann.</li>
	<li>Rohe Eier können Salmonellen enthalten und sollten mit Vorsicht behandelt werden. Richtige Handwaschtechniken sollten befolgt werden. Alternativ kann gekochtes Ei verwendet werden. Darüber hinaus gibt es keine Möglichkeit, sicher zu wissen, ob Schlamm oder Sediment mit Abwasser oder anderen schädlichen Substanzen kontaminiert ist. Beim Mischen des Schlamms und beim Aufstellen der Säule sollten Handschuhe verwendet werden.</li>
</ol>2. Montage einer Winogradsky-Säule
<ol><li>Mit der Schaufel graben und Schlamm in den Eimer sammeln. Die Sedimente sollten in der Nähe des Wasserrandes sein und vollständig mit Wasser gesättigt sein. Sie benötigen genug Schlamm, um jede Winogradsky-Säule zu füllen. Sammeln Sie etwas Wasser aus der gleichen Quelle in die Probenflasche (ca. 3000 ml pro Kolonne wird benötigt).</li>
	<li>Übertragen Sie im Labor genügend Schlamm in die erste Mischschüssel, um 75 % Ihrer 1-Liter-Volumensäule zu füllen. Als nächstes durchsieben, um große Felsen, Zweige oder Blätter zu entfernen, während Sie den Löffel verwenden, um Klumpen auseinander zu brechen.</li>
	<li>Fügen Sie etwas von dem Wasser, das Sie gesammelt haben, unter Rühren in die Rührschüssel. Hinzufügen, bis die Konsistenz der Wasser-Schlamm-Mischung wie ein Milchshake ist. Fahren Sie fort, um sicherzustellen, dass es keine Klumpen gibt.</li>
	<li>Etwa 1/3 des Wasserschlammmilchshakes in die zweite Schüssel geben. Fügen Sie das Eigelb und eine Handvoll geschredderte Zeitung und mischen.</li>
	<li>Fügen Sie die Mischung aus Schlamm, Eigelb und Zeitung in die Spalte, bis die Spalte etwa 1/4 voll ist.</li>
	<li>Fügen Sie das normale Wasser-Schlamm-Gemisch in die Säule ein, bis die Säule etwa 3/4 voll ist.</li>
	<li>Fügen Sie das zusätzliche Wasser in die Säule ein, sodass nur ein kleiner Raum (ca. 1,2 Zoll) Luft oben bleibt.</li>
	<li>Bedecken Sie die Säule mit Plastikfolie und sichern Sie sie mit einem Gummiband.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Säule im Licht bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Überwachen Sie in den nächsten 4 bis 8 Wochen Die Veränderungen in der Winogradsky-Säule für die Entwicklung unterschiedlicher farbiger Schichten und die Bildung von Blasen, wie in Tabelle 1 beschrieben. Darüber hinaus sollten Sie die Zeit aufzeichnen, die für die Entwicklung verschiedener Layer benötigt wird.</li>
</ol>3. Optionale Änderungen an der klassischen Winogradsky-Säule
<ol><li>Vor dem Hinzufügen von Wasser und Rühren 25-50g Salz pro 1L Winogradsky-Säule in den gesammelten Schlamm geben (Schritt 2.3). Die Zugabe von Salz wählt für halophile (salzliebende) Bakterien.</li>
	<li>Alternative Substrate, wie Eisen, in Form eines Nagels oder einer Stahlwolle, können der Säule zusammen mit dem Eigelb und der geschredderten Zeitung hinzugefügt werden (Schritt 2.4). Dies wird eisenoxidierende Bakterien, wie Gallionella,anreichern und als rostfarbene Schicht erscheinen.</li>
	<li>Anstelle der Raumtemperatur (Schritt 2.9) kann die Säule in der Nähe eines Heizkörpers zur Auswahl für thermophile (wärmeliebende) Bakterien oder in einem Kühlschrank mit einer Lichtquelle zur Auswahl für psychophile (kaltliebende) Bakterien inkubiert werden.</li>
	<li>Die Lichtmenge, die eine Säule beim Inkubieren erhält (Schritt 2.9), kann auch variiert werden, indem verschiedene Säulen in hohes Licht, schwaches Licht oder Dunkelheit platziert werden.</li>
	<li>Die Wellenlänge des einfallenden Lichts kann begrenzt werden, indem die Säule mit unterschiedlich schattierten Zellophanen bedeckt wird, während sie inkubiert (Schritt 2.9), um zu bestimmen, welche Farben für verschiedene Bakteriengruppen ausgewählt werden.</li>
</ol>4. Datenanalyse
<ol><li>Nach 1-3 Wochen sollte eine grüne Färbung auf der Oberseite der Schlammschicht der klassischen Winogradsky-Säule sichtbar sein (Abb. 2A). Dies sind die ersten Anzeichen für das Wachstum der cyanobakteriellen Schicht.</li>
	<li>Im Laufe der Zeit, weiterhin das Aussehen und die Entwicklung der verschiedenen Schichten zu überwachen, jede Indiz für die verschiedenen Bakterientypen. HINWEIS: Lesen Sie die Konzepte und Tabelle 1, um zu verstehen, welche Bakterien zu den verschiedenen Schichten beitragen.</li>
</ol><img alt="Figure 2A" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/10506/10506fig2a.jpg"> Abbildung 2A: Ein Foto einer klassischen Winogradsky-Säule, die 21 Tage lang bei Raumtemperatur inkubiert wurde. Beachten Sie das grüne Sediment, das auf Cyanobakterien hinweist, im oberen Teil der Säule.
<ol start="3"><li>Wenn auch Änderungen an der klassischen Winogradsky-Säule vorbereitet wurden, vergleichen Sie die Ergebnisse der einzelnen Spalten.<ol>
<li>Beobachten Sie die Layer in jeder der modifizierten Winogradsky-Spalten. Beachten Sie Folgendes:<ul>
<li>Weisen die Spalten die gleiche Anzahl von Ebenen auf?</li>
			<li>Sind die Schichten die gleiche Farbe und Dicke?</li>
			<li>Treten die Schichten in den gleichen Tiefen auf?</li>
			<li>Wie lange hat die Entwicklung jeder Spalte gedauert?</li>
			<li>Hat sich eine Spalte langsamer entwickelt als die andere?</li>
		</ul>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Die Winogradsky-Säule ist ein Beispiel für ein interdependentes mikrobielles Ökosystem. Nach dem Mischen von Schlamm, Wasser und zusätzlichen Kohlenstoff- und Schwefelsubstraten in einer vertikalen Säule sollte sich das geschichtete Ökosystem über mehrere Wochen in getrennte, stabile Zonen stabilisieren. Diese Zonen werden von verschiedenen Mikroorganismen besetzt, die an einer bestimmten Stelle entlang des Gradienten zwischen dem sulfidreichen Sediment im Boden und dem sauerstoffreichen Sediment an der Spitze gedeihen. ...

erstellen einer winogradsky-säule: eine methode zur anreicherung der mikrobiellen spezies in einer sedimentprobe

Creating a Winogradsky Column: A Method to Enrich the Microbial Species in a Sediment Sample

Quelle: Elizabeth Suter1, Christopher Corbo1, Jonathan Blaize1 1 Department of Biological Sciences, Wagner College, 1 Campus Road, Staten Island NY, 10301
Die Winogradsky-Säule ist ein miniaturiges, geschlossenes Ökosystem, das zur Anreicherung von mikrobiellen Sedimentgemeinschaften verwendet wird, insbesondere solche, die am Schwefelkreislauf beteiligt sind. Die Säule wurde erstmals von Sergei Winogradsky in den 1880er Jahren verwendet und wurde seitdem in der Untersuchung von vielen verschiedenen Mikroorganismen in der Biogeochemie, wie Photosynthesizer, Schwefeloxidatoren, Sulfat-Reduzierer, Methanogene, Eisenoxidizer, Stickstoff angewendet Cycler und mehr (1,2).
Die Mehrheit der Mikroorganismen auf der Erde gilt als unkultiierbar,was bedeutet, dass sie nicht in einem Reagenzglas oder auf einer Petrischale isoliert werden können (3). Dies ist auf viele Faktoren zurückzuführen, einschließlich, dass Mikroorganismen von anderen für bestimmte Stoffwechselprodukte abhängen. Die Bedingungen in einer Winogradsky-Säule imitieren den natürlichen Lebensraum eines Mikroorganismus, einschließlich ihrer Wechselwirkungen mit anderen Organismen, und ermöglichen es, sie in einem Labor zu wachsen. Daher ermöglicht diese Technik Wissenschaftlern, diese Organismen zu untersuchen und zu verstehen, wie wichtig sie für die biogeochemischen Zyklen der Erde sind, ohne sie isoliert anbauen zu müssen.
Die Umgebungen der Erde sind voll von Mikroorganismen, die in allen Arten von Lebensräumengedeihen, wie Böden, Meerwasser, Wolken und Tiefseesedimente. In allen Lebensräumen sind Mikroorganismen voneinander abhängig. Wenn ein Mikroorganismus wächst, verbraucht er bestimmte Substrate,einschließlich kohlenstoffreicher Brennstoffe wie Zucker sowie Nährstoffe, Vitamine und Atemgase wie Sauerstoff. Wenn diese wichtigen Ressourcen auslaufen, können verschiedene Mikroorganismen mit unterschiedlichen Stoffwechselbedürfnissen blühen und gedeihen. In der Winogradsky-Säule verbrauchen Mikroben beispielsweise zuerst das zugesetzte organische Material, während sie den Sauerstoff in den unteren Schichten der Säule aufbrauchen. Sobald der Sauerstoff verbraucht ist, können anaerobe Organismen dann verschiedene organische Materialien übernehmen und verbrauchen. Diese konsekutive Entwicklung verschiedener mikrobieller Gemeinschaften im Laufe der Zeit wird Als Nachfolge bezeichnet (4). Die mikrobielle Abfolge ist wichtig in einer Winogradsky-Säule, wo die mikrobielle Aktivität die Chemie des Sediments verändert, was dann die Aktivität anderer Mikroben und so weiter beeinflusst. Viele Mikroorganismen in Böden und Sedimenten leben auch entlang Vonsteigen,die Übergangszonen zwischen zwei verschiedenen Arten von Lebensräumen sind, basierend auf den Konzentrationen von Substraten (5). An der richtigen Stelle im Gradienten kann eine Mikrobe optimale Mengen an verschiedenen Substraten erhalten. Mit der Entwicklung einer Winogradsky-Säule beginnt sie, diese natürlichen Gradienten, insbesondere in Sauerstoff und Sulfid, nachzuahmen (Abb. 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/10506/10506fig1.jpg"> Abbildung 1: Eine Darstellung der Sauerstoff - O2) und Sulfid (H2S) Gradienten, die sich in einer Winogradsky-Säule entwickeln.
In einer Winogradsky-Säule werden Schlamm und Wasser aus einem Teich oder Feuchtgebiet in einer transparenten Säule vermischt und inkubieren, typischerweise im Licht. Zusätzliche Substrate werden der Säule hinzugefügt, um der Gemeinschaft Kohlenstoffquellen zu geben, in der Regel in Form von Zellulose und Schwefel. Photosynthesizer beginnen in der Regel in den oberen Schichten des Sediments zu wachsen. Diese photosynthetischen Mikroorganismen bestehen größtenteils aus Cyanobakterien,die Sauerstoff produzieren und als grüne oder rotbraune Schicht erscheinen (Abb. 2, Tabelle 1). Während die Photosynthese Sauerstoff produziert, ist Sauerstoff in Wasser nicht sehr löslich und unter dieser Schicht abnimmt (Abb. 1). Dadurch entsteht ein Sauerstoffgradient, der von hohen Sauerstoffkonzentrationen in den oberen Schichten bis zu Nullsauerstoff in den unteren Schichten reicht. Die sauerstoffhaltige Schicht wird die aerobe Schicht und die Schicht ohne Sauerstoff als anaerobe Schicht bezeichnet.
In der anaeroben Schicht können sich viele verschiedene mikrobielle Gemeinschaften vermehren, abhängig von der Art und Menge der verfügbaren Substrate, der Quelle der ersten Mikroben und der Porosität des Sediments. Am unteren Rand der Säule können Organismen gedeihen, die anaerobe organische Materie abbauen. Die mikrobielle Fermentation produziert organische Säuren aus dem Abbau von Zellulose. Diese organischen Säuren können dann von Sulfat-Reduzierernverwendet werden, die diese organischen Stoffe mit Sulfat oxidieren und Sulfid als Nebenprodukt produzieren. Die Aktivität von Sulfat-Reduzierern wird angezeigt, wenn das Sediment schwarz wird, da Eisen und Sulfid auf schwarze Eisen-Sulfid-Mineralien reagieren (Abb. 2, Tabelle 1). Der Sulfid diffundiert auch nach oben, wodurch ein weiterer Gradient entsteht, bei dem die Sulfidkonzentrationen im unteren Rand der Säule hoch und oben in der Säule niedrig sind (Abb. 1).
In der Mitte der Säule nutzen Schwefeloxidatoren die Sauerstoffzufuhr von oben und Sulfid von unten. Mit der richtigen Lichtmenge können sich in diesen Schichten photosynthetische Schwefeloxidatoren entwickeln. Diese Organismen sind als grüne und violette Schwefelbakterienbekannt und erscheinen oft als grüne, lila oder lila-rote Filamente und Flecken (Abb. 2, Tabelle 1). Grüne Schwefelbakterien haben eine höhere Toleranz für Sulfid und entwickeln sich in der Regel in der Schicht direkt unter violetten Schwefelbakterien. Oberhalb der violetten Schwefelbakterien können sich auch violette Nicht-Schwefelbakterien entwickeln. Diese Organismen photosynthetisieren mit organischen Säuren als Elektronenspender anstelle von Sulfid und erscheinen oft als rote, lila, orange oder braune Schicht. Nichtphotosynthetische Schwefeloxidatoren können sich oberhalb der violetten Nichtschwefelbakterien entwickeln, die in der Regel als weiße Filamente erscheinen (Abb. 2, Tabelle 1). Darüber hinaus können sich auch Blasen in der Winogradsky-Spalte bilden. Blasen in den aeroben Schichten zeigen die Produktion von Sauerstoff durch die Cyanobakterien an. Blasen in den anaeroben Schichten sind wahrscheinlich auf die Aktivität von Methanogenenzurückzuführen, Organismen, die organische Stoffe anaeroben zerlegen und Methan als Nebenprodukt bilden.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Position in Spalte</td>
			<td>Funktionsgruppe</td>
			<td>Organismus Beispiele</td>
			<td>Visueller Indikator</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nach oben</td>
			<td>Photosynthesizer</td>
			<td>Cyanobakterien</td>
			<td>Grüne oder rötlich-braune Schicht. Manchmal Blasen von Sauerstoff.</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="5"></td>
			<td>Nichtphotosynthetische Schwefeloxidatoren</td>
			<td>Beggiatoa</td>
			<td>Weiße Schicht.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Violette Nicht-Schwefelbakterien</td>
			<td>Rhodomicrobium, Rhodospirilum, Rhodopseuodmonas</td>
			<td>Rote, lila, orange oder braune Schicht.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Violettschwefelbakterien</td>
			<td>Chromatium</td>
			<td>Lila oder lila-rote Schicht.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Grüne Schwefelbakterien</td>
			<td>Chlorobium</td>
			<td>Grüne Schicht.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Sulfat reduzierende Bakterien</td>
			<td>Desulfovibrio, Desulfotomaculum, Desulfobacter, Desulfuromonas</td>
			<td>Schwarze Schicht.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Unteres</td>
			<td>Methanogens</td>
			<td>Methanococcus</td>
			<td>Manchmal Blasen von Methan.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Die wichtigsten Gruppen von Bakterien, die in einer klassischen Winogradsky-Säule erscheinen können, von oben nach unten. Es werden Beispiele für Organismen aus jeder Gruppe gegeben, und die visuellen Indikatoren jeder Schicht von Organismen werden aufgelistet. Basierend auf Perry et al. (2002) und Rogan et al. (2005).

In diesem Experiment wurden Wasser und Sedimente aus einem Süßwasserlebensraum gesammelt. Zwei Winogradsky-Säulen wurden konstruiert und konnten sich entwickeln: eine klassische Winogradsky-Säule, die bei Raumtemperatur im Licht inkubiert wurde (Abb. 2A) und eine Winogradsky-Säule, die im Dunkeln bei Raumtemperatur inkubiert wurde (Abb. 2B).
<img alt="Figure 2B" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/10506/10506fig2b.jpg"> Abbildung 2B: Ein Foto der klassischen Winogradsky-...

Erstellen einer Winogradsky-Säule: Eine Methode zur Anreicherung der mikrobiellen Spezies in einer Sedimentprobe

Source: Elizabeth Suter1, Christopher Corbo1, Jonathan Blaize1
1 Department of Biological Sciences, Wagner College, 1 Campus Road, Staten Island NY, 
...

Die meisten Mikroorganismen der Erde können nicht in einem Labor kultiviert werden, oft weil sie auf andere Mikroben in ihren natürlichen Lebensgemeinschaften angewiesen sind. Eine Winogradsky-Säule, benannt nach ihrem Erfinder Sergei Winogradsky, ist ein miniaturisiertes, geschlossenes Ökosystem, das die mikrobiellen Gemeinschaften in einer Sedimentprobe anreichert und es den Wissenschaftlern ermöglicht, viele der Mikroben zu untersuchen, die eine wichtige Rolle in den biogeochemischen Prozessen der Erde spielen, ohne sie einzeln isolieren und kultivieren zu müssen. Typischerweise werden Schlamm und Wasser aus einem Ökosystem, wie einem Teich oder einem Sumpf, vermischt. Als optionaler Versuch kann dieser Mischung Salz zugesetzt werden, um verschiedene halophile Spezies anzureichern. Als nächstes wird ein kleiner Teil der Mischung mit Kohlenstoff ergänzt, normalerweise in Form von Zellulose aus Zeitungspapier, und Schwefel, normalerweise aus einem Eigelb. Für ein weiteres optionales Experiment kann dieser Mischung ein Nagel hinzugefügt werden, um bestimmte Gallionellenarten anzureichern. Diese neue Mischung wird dann in eine transparente Säule gegeben, so dass die Säule zu einem Viertel gefüllt ist. Zum Schluss wird der Rest der Schlammmischung und mehr Wasser in die Säule gegeben, bis sie größtenteils gefüllt ist. Die Sukzession, die sich auf die aufeinanderfolgende Entwicklung verschiedener mikrobieller Gemeinschaften im Laufe der Zeit bezieht, kann mit einer Winogradsky-Säule in Echtzeit beobachtet werden. Wenn Mikroben in der Säule wachsen, verbrauchen sie bestimmte Substrate und verändern die Chemie ihrer Umgebung. Wenn ihre Substrate erschöpft sind, sterben die ursprünglichen Mikroben ab und Mikroben mit unterschiedlichen Stoffwechselbedürfnissen können in der veränderten Umgebung gedeihen. Im Laufe der Zeit beginnen sich sichtbar unterschiedliche Schichten zu bilden, die jeweils Teile einer Bakteriengemeinschaft mit unterschiedlichen Mikroumgebungsbedürfnissen enthalten. Zum Beispiel bilden photosynthetische Mikroben, die größtenteils aus Cyanobakterien bestehen, grüne oder rotbraune Schichten am oberen Rand der Säule. Da bei der Photosynthese Sauerstoff produziert wird, der oft als Blasen im oberen Teil der Säule zu sehen ist, bildet sich ein Gradient mit den höchsten Sauerstoffkonzentrationen im oberen und den niedrigsten im unteren Bereich. Abhängig von den verfügbaren Substraten können unterschiedliche mikrobielle Gemeinschaften in der anaeroben Bodenschicht wachsen. Blasen in dieser Schicht können auf das Vorhandensein von Methanogenen hinweisen, die durch Fermentation Metherdas erzeugen. Hier entstehen durch die mikrobielle Fermentation von Cellulose organische Säuren. Sulfatreduzierer oxidieren diese Säuren zu Sulfid, und ihre Aktivität wird durch schwarzes Sediment angezeigt. Sulfid diffundiert in der Säule nach oben, wodurch ein weiterer Gradient entsteht, bei dem die Sulfidkonzentrationen am unteren Rand der Säule am höchsten und am oberen am niedrigsten sind. In der Mitte der Säule nutzen Schwefeloxidierer den Sauerstoff von oben und das Sulfid von unten. Bei ausreichendem Licht entwickeln sich photosynthetische Schwefeloxidierer, wie z. B. grüne und violette Schwefelbakterien. Grüne Schwefelbakterien vertragen höhere Sulfidkonzentrationen. So wachsen sie direkt unter den violetten Schwefelbakterien. Direkt über dieser Schicht bilden violette, nicht schwefelhaltige Bakterien eine rot-orange Schicht. Nicht-photosynthetische Schwefeloxidierer werden durch das Vorhandensein von weißen Filamenten angezeigt. Bedingungen wie Licht und Temperatur können auch variiert werden, um andere Gemeinschaften zu bereichern. In diesem Video erfahren Sie, wie Sie eine Winogradsky-Säule konstruieren und die Wachstumsbedingungen und Substrate variieren, um bestimmte mikrobielle Gemeinschaften anzureichern. Suchen Sie zunächst ein geeignetes aquatisches Ökosystem, z. B. einen Teich oder einen Sumpf. Die Sedimentproben sollten aus dem Bereich in der Nähe des Wasserrandes stammen und vollständig mit Wasser gesättigt sein. Verwenden Sie dann eine Schaufel und einen Eimer, um ein bis zwei Liter des gesättigten Schlamms zu sammeln. Holen Sie sich dann etwa drei Liter frisches Wasser aus derselben Quelle und kehren Sie mit den Feldproben zum Labor zurück. Ziehen Sie im Labor die entsprechende persönliche Schutzausrüstung an, einschließlich eines Laborkittels und Handschuhe. Füllen Sie nun etwa 750 Milliliter Schlamm in eine Rührschüssel um. Sieben Sie dann den Schlamm, um große Steine, Zweige oder Blätter zu entfernen, und brechen Sie mit einem Löffel alle Klumpen auf. Geben Sie dann etwas frisches Wasser in die Rührschüssel und rühren Sie mit einem großen Löffel um. Wasser hinzufügen, bis die Konsistenz des Wasser-Schlamm-Gemisches ähnlich wie bei einem Milchshake ist. Vergewissern Sie sich weiterhin, dass keine Klumpen vorhanden sind. Als optionales Experiment können Sie für halophile Bakterien selektieren, indem Sie der Schlammmischung 25 bis 50 Milligramm Salz hinzufügen. Dann ca. 1/3 der Wasser-Schlamm-Mischung in eine zweite Rührschüssel geben. Gib ein Eigelb und eine Handvoll zerkleinertes Zeitungspapier in die Schüssel. Als nächstes gibst du diese Mischung in die Spalte, bis sie etwa zu 1/4 gefüllt ist. Als nächstes gibst du die Wasser-Schlamm-Mischung ohne Ei und Zeitungspapier in die Spalte, bis sie etwa zu 3/4 gefüllt ist. Geben Sie dann mehr Wasser in die Säule und lassen Sie oben einen 1/2 Zoll Platz. Decken Sie die Säule mit Frischhaltefolie ab und sichern Sie sie mit einem Gummiband. Inkubieren Sie die Säule für die nächsten vier bis acht Wochen im Licht in der Nähe eines Fensters bei Raumtemperatur. Während der gesamten Inkubationszeit ist die Veränderung der Winogradsky-Säule mindestens einmal pro Woche auf die Entwicklung verschiedenfarbiger Schichten und die Bildung von Blasen zu überwachen. Notieren Sie außerdem die Zeit, die benötigt wird, um verschiedene Schichten zu entwickeln. Eine weitere Modifikation, die vorgenommen werden kann, besteht darin, die Säule in der Nähe eines Heizkörpers zu inkubieren, um nach thermophilen Bakterien zu selektieren, oder in einem Kühlschrank, um nach psychrophilen Bakterien zu selektieren. Variieren Sie die Lichtverhältnisse, indem Sie verschiedene Säulen zum Inkubieren bei starkem Licht, schwachem Licht oder Dunkelheit platzieren. Alternativ können Sie die Wellenlänge des einfallenden Lichts begrenzen, indem Sie die Säule mit verschiedenen Zellophantönen bedecken, um zu bestimmen, welche Farben für verschiedene Bakteriengruppen ausgewählt werden. Für ein weiteres optionales Experiment, um eisenoxidierende Bakterien anzureichern, fügen Sie der Schlamm-Wasser-Mischung einen Nagel hinzu, bevor Sie Zeitungspapier und ein Eigelb hinzufügen. Nach ein bis zwei Wochen wird das Wachstum der Cyanobakterienschicht durch einen grünen oder rotbraunen Film auf der Schlammschicht der klassischen Winogradsky-Säule angezeigt. Im Laufe der Zeit wird das Aussehen und die Entwicklung der verschiedenen Schichten überwacht, die jeweils auf die verschiedenen Arten von Bakterien hinweisen. Wenn wir eine im Dunkeln gezüchtete Säule mit einer herkömmlichen Winogradsky-Säule vergleichen, sehen wir, dass die dunkle Behandlung die schwarze Schicht am unteren Rand der Säule ergibt, die auf sulfatreduzierende Bakterien hinweist. Die dunkle Säule kann auch andere Schichten hervorbringen, abhängig von anderen Inkubationsbedingungen. Darüber hinaus ergibt die dunkle Säule weder die grüne Cyanobakterienschicht noch die roten, violetten oder grünen Schichten, die auf violette Nicht-Schwefel-, violette Schwefel- bzw. grüne Schwefelbakterien hinweisen. Diese Gruppen sind für ihr Wachstum auf Licht angewiesen.

creating-winogradsky-column-method-to-enrich-microbial-species

Education

Lehre

JoVE Science Education

Advanced Biology

Fortgeschrittene Biologie

Microbiology

Mikrobiologie

winogradsky column microbial layers and gradients

A Winogradsky column shows how microbial layers form in mud and water over time. It is a clear, enclosed ecosystem that helps scientists grow sediment microbes that are hard to culture in a test tube or on a petri dish. By keeping conditions close to a microbe’s natural habitat, the column makes it possible to study organisms that help drive Earth’s biogeochemical cycles.

The column is built from pond or wetland sediment mixed with water in a transparent container. Extra sources of carbon, usually cellulose, and sulfur are added, and the column is incubated in light. As microbes use these resources, they go through succession, which means one community replaces another as conditions change. This activity also creates gradients, or zones with changing chemical levels, especially for oxygen and sulfide.

At the top of the column, photosynthesizers grow first. These are mostly cyanobacteria, which make oxygen and often appear as a green or reddish-brown layer. Because oxygen is not very soluble in water, its concentration drops quickly below this zone. That creates an aerobic layer with oxygen at the top and an anaerobic layer with no oxygen below.

Deeper in the column, microbes that do not need oxygen can become active. At the bottom, organisms break down organic matter without oxygen, and fermentation of cellulose produces organic acids. Sulfate reducers then use these organics with sulfate and release sulfide. When iron reacts with sulfide, the sediment turns black and forms iron-sulfide minerals.

Sulfide also moves upward, so the middle of the column becomes a place where oxygen from above and sulfide from below meet. With enough light, sulfur-using photosynthesizers grow here. Green sulfur bacteria and purple sulfur bacteria often form green, purple, or purple-red layers. Green sulfur bacteria usually sit below purple sulfur bacteria because they tolerate more sulfide.

Above the purple sulfur bacteria, purple nonsulfur bacteria may form red, purple, orange, or brown layers. These microbes use organic acids as electron donors instead of sulfide. Higher up, nonphotosynthetic sulfur oxidizers can appear as white filaments. Bubbles may also form in the column. Oxygen bubbles in the aerobic layers come from cyanobacteria, while methane bubbles in the anaerobic layers are likely made by methanogens.

A mature Winogradsky column can show several microbial groups from top to bottom. Cyanobacteria are at the top, followed by nonphotosynthetic sulfur oxidizers, purple nonsulfur bacteria, purple sulfur bacteria, green sulfur bacteria, sulfate-reducing bacteria, and methanogens near the bottom. The visible colors, filaments, black sediment, and bubbles make the column a useful model for studying how microbes depend on one another in layered environments.

Winogradsky Column Microbial Layers and Gradients

winogradsky-column-microbial-layers-and-gradients

creating a winogradsky column: a method to enrich the microbial species in a sediment sample

A Winogradsky column shows how microbial layers form in mud and water over time. It is a clear, enclosed ecosystem that helps scientists grow sediment microbes that are hard to culture in a test tube or on a petri dish. By keeping conditions close to a microbe’s natural habitat, the column makes it possible to study organisms that help drive Earth’s biogeochemical cycles. The column is built from pond or wetland sediment mixed with water in a transparent container. Extra sources of carbon,...

serial dilutions and plating: microbial enumeration

serial-dilutions-and-plating-microbial-enumeration

Counting Bacteria with Dilution Plates

Counting bacteria with dilution plates helps microbiologists estimate how many cells are in a sample. Because bacteria can grow quickly and may be hard to count directly, serial dilution and plating make the concentration easier to measure. These methods have been used for more than a century to study bacterial and viral loads in clinical, industrial, pharmaceutical, and academic labs. Serial dilution reduces a sample in steps. A small volume of the original solution is moved into a fixed...

enrichment cultures: culturing aerobic and anaerobic microbes on selective and differential medias

enrichment-cultures-culturing-aerobic-anaerobic-microbes-on-selective

Selective Media for Bacterial Isolation

Selective media help scientists isolate bacteria by supporting some microbes and blocking others. This lab also uses differential media, which reveal a visible chemical trait in the organism being grown. Together, these methods help identify bacteria from mixed samples. Prokaryotic cells live in almost every environment on Earth. They also show wide metabolic diversity, so the growth medium must supply the molecules they need for energy. Some microbes are extremophiles, meaning they live in...

pure cultures and streak plating: isolation of single bacterial colonies from a mixed sample

pure-cultures-streak-plating-isolation-single-bacterial-colonies-from

Streak Plate Method for Isolating Bacteria

The streak plate method is used to isolate single bacterial colonies from a mixed sample. It helps separate one bacterial type from another so a pure culture can be grown. This is important in both clinical and research settings, where bacteria often grow together in mixed cultures. Pure cultures are needed for later genetic and protein studies. They are also used to check whether a sample is pure and to identify infectious agents from clinical samples. Because different strains can affect...

16s rrna sequencing: a pcr-based technique to identify bacterial species

16s-rrna-sequencing-pcr-based-technique-to-identify-bacterial

Bacterial ID with 16S rRNA Gene Sequencing

Bacterial identification with 16S rRNA gene sequencing helps scientists tell bacterial species apart. It is used in microbial ecology to study biodiversity in environmental samples and in medical microbiology to help diagnose infected patients. Traditional methods include microscopy, growth on specific media, biochemical and serological tests, and antibiotic sensitivity assays. Molecular methods have changed how bacteria are identified. 16S ribosomal RNA (rRNA) gene sequencing is often faster...

growth curves: generating growth curves using colony forming units and optical density measurements

growth-curves-generating-growth-curves-using-colony-forming-units

Bacterial Growth Stages and Cell Counts

Bacterial growth stages and cell counts show how a culture changes over time. This page follows a batch culture as it moves through lag, exponential, stationary, and death phases. It also shows how colony forming units, or CFU, and optical density can be used to measure that growth. Lag phase is the time bacteria need to adjust to a new environment before fast division begins. During exponential phase, cells grow and divide at the fastest rate, and DNA replication, RNA transcription, and...

antibiotic susceptibility testing: epsilometer tests to determine mic values of two antibiotics and evaluate antibiotic synergy

antibiotic-susceptibility-testing-epsilometer-tests-to-determine-mic

Measuring Bacterial Resistance with E-Tests

Measuring bacterial resistance with E-tests helps show how strongly an antibiotic can stop growth. The method is used to find the minimal inhibitory concentration, or MIC, which is the lowest antibiotic level that prevents visible bacterial growth. It is a practical way to study resistance in bacteria and compare how different antibiotics perform. The E-test uses a plastic strip that contains a built-in antibiotic gradient. The strip is placed on an agar plate that has been inoculated with...

microscopy and staining: gram, capsule, and endospore staining

microscopy-and-staining-gram-capsule-and-endospore-staining

Bacterial Stains for Cell Walls and Spores

Bacterial stains help scientists see cell walls, capsules, and endospores with a compound light microscope. Many bacteria are hard to tell apart with light alone because they are small, colorless, and can look similar under the lens. Staining makes these hidden features visible and helps identify different bacteria. A compound microscope uses more than one lens to magnify a sample. Its objective lens collects light near the specimen, and the eyepiece enlarges the image. Many compound...

plaque assay: a method to determine viral titer as plaque forming units (pfu)

plaque-assay-method-to-determine-viral-titer-as-plaque-forming-units

Phage Plaque Test for Counting Viruses

Bacteriophages, or phages, are viruses that infect prokaryotic cells. The plaque assay is a classic way to count these viruses by measuring viral titer, which is the amount of virus in a sample. It was first described in 1952 and is still one of the most reliable methods for determining viral titer. Phages were identified in the early 20th century by Twort and d'Hérelle. They have since been recognized for their therapeutic value and for their role in human and global ecosystems. Interest in...

transformation of e. coli cells using an adapted calcium chloride procedure

transformation-e-coli-cells-using-an-adapted-calcium-chloride

Calcium Chloride DNA Uptake in E. coli

Calcium chloride treatment can help E. coli take up foreign DNA. This chemical transformation method is used in molecular biology to move a plasmid into bacterial cells and then identify the cells that received it. The protocol described here uses chemically competent E. coli DH5α cells and the plasmid pUC19 to measure transformation efficiency. Bacteria can exchange genetic material through horizontal gene transfer. The three main routes are transformation, transduction, and conjugation.

conjugation: a method to transfer ampicillin resistance from donor to recipient e. coli

conjugation-method-to-transfer-ampicillin-resistance-from-donor-to

Bacterial Gene Transfer by Conjugation in E. coli

Bacterial conjugation is a form of horizontal gene transfer in E. coli that moves DNA from one cell to another through direct contact. It was first discovered by Lederberg and Tatum in 1946. Unlike transformation or transduction, conjugation is a natural, one-way transfer of DNA from a donor cell to a recipient cell. This process can increase bacterial genetic diversity. It is often described as a type of bacterial mating. It has also helped drive the spread of antibiotic-resistant bacteria.

phage transduction: a method to transfer ampicillin resistance from donor to recipient e. coli

phage-transduction-method-to-transfer-ampicillin-resistance-from

Using P1 Phage to Move Antibiotic Resistance in E. coli

Bacteriophage transduction moves DNA between bacteria by using a phage, or bacterial virus, as the carrier. In this process, a phage can deliver genetic material from one bacterium to another. The method is a form of horizontal gene transfer and is important in both bacterial evolution and laboratory genetics. Phages were first described in the early 1900s, and transduction was named in 1951 by Norton Zinder and Joshua Lederberg. The transcript describes two main phage classes. Lytic phages...

microbiology

Diese Sammlung zeigt die wichtigsten Werkzeuge der mikrobiologischen Forschung, einschließlich steriler Arbeitstechniken und Ausplattierung, der Verwendung von selektiven Medien und Anreicherung von Proben sowie Kultivierungsmethoden für gemischte oder reine Proben. Darüber hinaus werden gängige Methoden zur Identifizierung von mikrobiellen Isolaten sowie Verfahren zur genetischen Manipulation von Bakterien gezeigt.

Explore how a Winogradsky column forms microbial layers, oxygen and sulfide gradients, and visible signs of cyanobacteria, sulfur bacteria, and methanogens.

Winogradsky Column Microbial Layers and Gradients

Description

Transcript

Tags