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Analyse von pluripotenten Stammzellen mit Kryoschnitte von Embryoid Bodies

DOI:

10.3791/2344

December 8th, 2010

In This Article

Summary

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Pluripotenten Stammzellen in Suspension wachsende Differenzierung in Embryoidkörpern (EBS). Hier zeigen wir, wie eine hohe Qualität EB Kryoschnitten nützlich für die Untersuchung zellulärer und molekularer Aspekte der Embryogenese zu erhalten, unter Wahrung ihrer Organisation als Aggregate.

Abstract

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Embryonale Stammzellen (ES-Zellen) sind pluripotente Zellen aus der inneren Zellmasse der Blastozyste-Phase Anfang Säugerembryonen 1 abgeleitet. Eine entscheidende Etappe in der Differenzierung von ES-Zellen ist die Bildung von Embryoidkörpern (EVG) Aggregate 2, 3. EB Bildung ist auf spontane Aggregation basiert, wenn ES-Zellen in nicht haftenden Platten kultiviert. Ektoderm, Mesoderm und Endoderm 4: Dreidimensionale EB rekapituliert viele Aspekte der frühen Embryogenese von Säugetieren und in die drei Keimblätter differenzieren.

Immunfluoreszenz und in situ-Hybridisierung sind allgemein Techniken für die Detektion von Target-Proteinen und mRNA in Zellen eines Gewebes § 5, 6, 7 verwendet. Hier präsentieren wir Ihnen eine einfache Technik, um qualitativ hochwertige Gefrierschnitte von Embryoidkörpern generieren. Dieser Ansatz stützt sich auf die räumliche Orientierung der EB Einbettung in OCT gefolgt von den Gefrier-Technik. Die daraus resultierenden Abschnitte können auf eine Vielzahl von analytischen Verfahren unterzogen werden, um Populationen von Zellen, die bestimmte Proteine, RNA oder DNA zu charakterisieren. In diesem Sinne sind die Herstellung von EB Kryoschnitten (10 um) wesentliche Instrumente für die Histologie Färbung Analyse (zB Hämatoxilin und Eosin, DAPI), Immunfluoreszenz (zB Oct4, Nestin) oder in-situ-Hybridisierung. Diese Technik kann auch dazu beitragen, Aspekte der Embryogenese in Bezug auf die Aufrechterhaltung des dreidimensionalen sphärischen Struktur des EBs zu verstehen.

Protocol

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1. Fixation und Kryokonservierung

Pluripotenten Stammzellen wurden auf embryonalen Maus-Fibroblasten (MEF) mit Mitomycin C inaktiviert und gepflegt in DMEM/F12 ergänzt mit 20% Knockout Serumersatz (KSR) und 8ng / ml Fibroblasten-Wachstumsfaktor (FGF-2) kultiviert. Um EB induzieren H9-Zellen wurden auf nicht-haftenden Schalen überführt und kultiviert für 7 Tage, in DMEM/F12 mit 15% KSR 8 ergänzt gepflegt.

Hinweis (!): Diese Technik kann für EBs aus allen embryonalen und induzierten pluripotenten Stammzellen abgeleitet werden.

  1. Sammeln Sie die EBs aus der Kulturschale mit einer Pipette.
  2. Transfer-EBs in ein 15 ml konischen Rohr und warten, bis das Material sinkt auf den Boden des Röhrchens.
  3. Nehmen Sie mittel-und fix EBs mit 4% Paraformaldehyd (PFA)-Lösung in PBS für 30 Minuten bei Raumtemperatur.
    Hinweis (!): Für in-situ-Hybridisierung Antigen Erholung sollte getan werden, um Cross-Link-Reaktion mit Antikörpern durch den Einsatz von PFA 6,7 zu vermeiden.
  4. Entfernen PFA-Lösung und Waschen mit PBS für 5 min.
  5. EBs sollte in Verdünnungsreihe PBS-gepufferte Saccharose-Lösungen (10, 20 und 30%, in Folge) bei 25-28 ° C gelegt, jede Lösung muss alle 30 min ersetzt werden. Das Material kann dann in der 30% Saccharose-Lösung bei 4 ° C, bis die Einbettung Schritt mit OCT gelagert werden.

2. Tissue Embedding, Ausrichtungs-und Gefrieren

  1. Sorgfältig sammeln EBs aus der Tube. Discharge so viel Saccharose-Lösung wie möglich.

    Hinweis (!): Es ist wichtig, an der inneren Wand der Spitze mit Saccharose-Lösung vor dem Sammeln der EBs nass. Dieser Vorgang kann zu vermeiden EB an der Spitze befestigt werden.
  2. Legen Sie EBs in der Form und Beseitigung fortbestehender Saccharose-Lösung mit Filterpapier.

    Hinweis (!): Es ist wichtig, nicht die Form mit EBs zu füllen, um Überschneidungen zu vermeiden.
  3. Fill Form mit OCT langsam, dabei nicht zu resuspendieren EBs. Danach legen alle EB in der Mitte der Form und entfernen Sie Luftblasen mit der Pipette.
  4. Mild für 15 Minuten rühren.
  5. Surround die Form mit zerkleinertem Trockeneis, um die Probe einfrieren. Oktober sollte komplett eingefroren werden. An dieser Stelle Blöcke können bei -70 ° C gelagert werden, für mindestens 1 Jahr.

3. Kryoschneiden Technik

  1. Entfernen Sie den gefrorenen Block von -70 ° C und am Kryostaten zuvor bei einer Temperatur zwischen -18 und -21 ° C abgekühlt

    Hinweis (!): Temperaturen außerhalb dieses Bereichs kann Schwierigkeiten Abschnitte Eisstockschießen, Schmelz-oder Rissbildung.
  2. Trennen Sie das OAT-Block aus der Form und legen Sie sie in den Kryostaten Unterstützung durch Hinzufügen weiterer Oktober
  3. Es ist wichtig zur Orientierung der Block richtig aufstellen und parallel zum Rand des Blattes.

    Hinweis (!): Wie EBs kleiner als andere Gewebeproben, ist dieser Schritt sehr wichtig, um den Verlust von Material zu minimieren.
  4. Oktober Blöcke sollten im Schnitt nur oberflächlich, bis die Oberfläche Ebene erhalten. Dünne Schnitte (10 um) der Gewebeprobe zu achten und montiert werden auf Glas-Objektträger zuvor mit 200 mg / mL Poly-L Lysin (10 l pro Folie) 9,10 beschichtet.

    Hinweis (!): Um torned Abschnitte zu vermeiden achten Sie auf eventuelle Schäden an der Klinge.
  5. Alle Abschnitte sollten luftgetrocknet werden für 1 Stunde bei Raumtemperatur und anschließend verwendet oder bei -70 ° C bis zur Verwendung.

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Discussion

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Die hier beschriebene Methode bietet eine einfach zu folgen Protokoll PFA fixiert dünne Kryostatschnitte von Embryoidkörpern nützlich für Immunfluoreszenz und in situ-Hybridisierung Assays zu erhalten. Die daraus resultierende Kryoschnitten erlauben die Untersuchung von zellulären und molekularen Aspekten der menschlichen embryonalen Stammzellen die Differenzierung unter Wahrung ihrer Struktur und Organisation als Aggregate.

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Disclosures

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Keine Interessenskonflikte erklärt.

Acknowledgements

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Diese Arbeit wurde von Fundação de Amparo unterstützte eine Fortgeschrittenen-do Estado do Rio de Janeiro (FAPERJ), Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) und dem Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia (INCTC). Wir sind dankbar, Bruna S. Paulsen und Aline M. Fernandes für die EB Bilder.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
D (+) Saccharose-ReagenzVetec228
Paraformaldehyd-ReagenzRieden-de Haë n16005
PBS-LösungReagenzLGC Biotecnology13-30259.05
Poly-L-LysinhydrobromidReagenzSigma-AldrichP2636200 mg/ml in Wasser
Tissue-Tek O.C.T. CompoundReagenzSakura FinetekP2636
SaccharoseLösung Reagenz10% Saccharose Lösung in PBS w/v
Saccharoselösungsreagenz20% Saccharoselösung in PBS w/v
SaccharoselösungReagenz30% Saccharoselösung in PBS w/v
konisches RohrwerkzeugTechno Plastic Products9101515mL konisches Rohr
PlattenschüttlerWerkzeugBiomixer
KryostatWerkzeugLeica MicrosystemsCM 1850
Form für OCT-PlattformWerkzeugKunststoffform Plattform

References

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  1. Thomson, J. A., Itskovitz-Eldor, J., Shapiro, S. S., Waknitz, M. A., Swiergiel, J. J., Marshall, V. S., Jones, J. M. Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts. Science. 282, 1145-117 (1998).
  2. Itskovitz-Eldor, J., Schuldiner, M., Karsenti, D., Eden, A., Yanuka, O., Amit, M., Soreq, H., Benvenisty, N. Differentiation of human embryonic stem cells into embryoid bodies compromising the three embryonic germ layers. Mol Med. 6, 88-95 (2000).
  3. Kurosawa, H. Methods for inducing embryoid body formation: in vitro differentiation system of embryonic stem cells. J Biosci Bioeng. 103, 389-398 (2007).
  4. Conley, B. J., Young, J. C., Trounson, A. O., Mollard, R. Derivation propagation and differentiation of human embryonic stem cells. Int J Biochem Cell Biol. 36, 555-567 (2004).
  5. Moon, I. S., Cho, S. J., Jin, I., Walikonis, R. A simple method for combined fluorescence in situ hybridization and immunocytochemistry. Mol Cells. 24, 76-82 (2007).
  6. Daneshtalab, N., Doré, J. J., Smeda, J. S. Troubleshooting tissue specificity and antibody selection: Procedures in immunohistochemical studies. J Pharmacol Toxicol Methods. 61, 127-135 (2009).
  7. Krenacs, L., Krenacs, T., Stelkovics, E., Raffeld, M. Heat-induced antigen retrieval for immunohistochemical reactions in routinely processed paraffin sections. Methods Mol Biol. , 588-5103 (2010).
  8. Nones, J., Spohr, T. C., Furtado, D. R., Sartore, R. C., Paulsen, B. S., Guimarães, M. Z., Rehen, S. K. Cannabinoids modulate cell survival in embryoid bodies. Cell Biol Int. 12, 399-408 (2010).
  9. Huang, W. M., Gibson, S. J., Facer, P., Gu, J., Polak, J. M. Improved section adhesion for immunocytochemistry using high molecular weight polymers of L-lysine as a slide coating. Histochemistry. 77, 275-279 (1983).
  10. Kuenzi, M. J., Sherwood, O. D. Immunohistochemical localization of specific relaxin-binding cells in thecervix, mammary glands, and nipples of pregnant rats. Endocrinology. 136, 1367-1373 (1995).

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Embryoid BodiesCryosection TechniqueImmunofluorescence AnalysisIn Situ HybridizationEmbryonic Stem CellsOCT EmbeddingSucrose CryoprotectionParaformaldehyde FixationTissue SectioningGerm Layer Differentiation

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