Generierung eines Harnwegsinfektionsmodells: Eine Technik zur Verabreichung uropathogener Bakterien in der Maus zur Entwicklung eines Harnwegsinfektionsmodells

Zusammenfassung

Quelle: Luyts, N. et al., Longitudinal Follow-Up of Harnwegsinfektionen und deren Behandlung bei Mäusen mittels Biolumineszenz-Bildgebung. J. Vis. Exp. (2021).

In diesem Video beschreiben wir die Technik zur intravesikalen Verabreichung von uropathogenen Bakterien, um ein Harnwegsinfektionsmodell bei Mäusen zu erstellen. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Ausbreitung uropathogener bakterieller Infektionen im Harnsystem und die Mechanismen zu verstehen, die die Anfälligkeit für Harnwegsinfektionen bestimmen.

Protokoll

1. Inokulation der Tiere

1. Vorbereitung der Tiere
   1. Wählen Sie den/die gewünschte(n) Mausstamm(e) abhängig von der Forschungsfrage und der Verfügbarkeit von Knock-out-Linien, experimentellen Details und Unterschieden in der Harnwegsanfälligkeit. Denken Sie daran, dass die transurethrale Katheterisierung bei weiblichen Mäusen einfacher ist. Verwenden Sie keine Tiere, die jünger als 8 Wochen sind, da sie immunologisch unreif sind. Hier wurden 12 Wochen alte weibliche C57Bl/6J-Mäuse verwendet.
   2. Bestellen Sie die Tiere rechtzeitig und lassen Sie sie sich akklimatisieren, idealerweise für 7 Tage. Gruppentiere in individuell belüfteten Käfigen unterbringen, unter standardmäßigen 12 h Hell-/Dunkelbedingungen.
   3. Rasieren Sie die Bauchregion der Tiere, um den Signalverlust zu begrenzen. Verwenden Sie keine Haarentfernungscreme, da diese die Haut der Tiere schnell verbrennen kann. Halten Sie das Tier fest, indem Sie das Genick und die Hintergliedmaßen mit der nicht dominanten Hand festhalten, während Sie mit der dominanten Hand rasieren. Alternativ können Sie sich unter Isofluran-Narkose rasieren.
      Anmerkung: Die Tiere wurden 2 Tage vor der Bildgebung rasiert, da die Tiere den rasierten Bereich noch weiter pflegen werden.
   4. Stellen Sie während des gesamten Versuchs Wasser und Standardnahrung ad libitum zur Verfügung. Entziehen Sie den Tieren jedoch 2 Stunden vor der Instillation Wasser, um das Blasenvolumen während der Instillation zu minimieren.
   5. Setzen Sie eine sterile 24-G-Angiokatheterspitze auf eine 100-μl-Spritze und füllen Sie die Spritze mit einer Bakterienlösung.
2. Einträufeln der Tiere
   1. Bringen Sie die Tiere in eine Induktionskammer und betäuben Sie sie durch Inhalation von Isofluran mit reinem Sauerstoff als Trägergas (Induktion bei 3 % und Erhaltungstherapie bei 1,5 %).
   2. Legen Sie ein Tier in Rückenlage auf eine Arbeitsfläche und halten Sie während der Instillation eine stabile Isofluran-Anästhesie mit einem Nasenkonus aufrecht. Tragen Sie die Augensalbe auf.
   3. Scheiden Sie den Restharn aus, indem Sie sanft zusammendrücken und kreisende Bewegungen auf den suprapubischen Bereich ausführen. Reinigen Sie den Unterbauch vor der Instillation mit 70% Ethanol.
   4. Schmieren Sie die Katheterspitze mit normaler Kochsalzlösung. Lege den Zeigefinger der nicht dominanten Hand auf den Bauch und schiebe ihn sanft nach oben. Beginnen Sie die Katheterisierung der Harnröhre in einem 90°-Winkel (vertikal) und kippen Sie sie, sobald Sie auf einen Widerstand stoßen, horizontal, bevor Sie sie weiter einführen (0,5 cm).
      Anmerkung: Drücken Sie niemals gewaltsam auf den Katheter, da dies die Harnröhre schädigt. Sanfte Drehbewegungen können beim Einführen des Katheters hilfreich sein. Auf der anderen Seite deutet ein fehlender Widerstand meist auf ein fehlerhaftes Einführen in die Scheide hin.
   5. Führen Sie eine langsame (5 μl/s) Instillation von 50 μl des bakteriellen Inokulums (2 x 10⁷ KBE) durch.
      Anmerkung: Höhere Volumina oder eine schnellere Instillation können zu einem Rückfluss in die Nieren führen. Während des Übens der Technik kann blaue Tinte verwendet werden, um den Reflux zu bewerten.
   6. Lassen Sie die Spritze und den Katheter nach der Instillation noch einige Sekunden an Ort und Stelle und ziehen Sie sie dann langsam zurück, um ein Auslaufen zu verhindern. Notieren Sie etwaige Unregelmäßigkeiten wie z.B. eine hohe Leckage oder einen blutigen Meatus und schließen Sie ggf. Tiere aus.
   7. Positionieren Sie das Tier in Rückenlage am Nasenkonus der Bildgebungskammer und wiederholen Sie die vorhergehenden Schritte 1.1.1 bis 1.1.6 für alle übrigen Tiere. Verwenden Sie einen Katheter pro Versuchsgruppe. Stellen Sie sicher, dass die Anästhesie fortgesetzt wird, und minimieren Sie die Zeit zwischen dem ersten und dem letzten Tier.
   8. Falls erforderlich, verabreichen Sie vor oder nach der Bildgebung Antibiotika oder experimentelle Medikamente (Schritt 3). Um beispielsweise Enrofloxacin zu verabreichen, fügen Sie 40 μl der Enrofloxacin-Lösung (100 mg/ml) zu 3,96 ml physiologischer Kochsalzlösung hinzu, um eine Verdünnung von 1/100 zu erhalten. Injizieren Sie 100 μl/10 g subkutan um 9 Uhr und 17 Uhr, um 3 Tage lang zweimal täglich 10 mg/kg Enrofloxacin zu verabreichen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Aesculap ISIS	Äskulap	GT421	Haarschneider, mit GT608 Kappe
Anästhesie-Verdampfer	Harvard-Gerät begrenzt	N/A	https://www.harvardapparatus.com/ harvard-apparatus-anestheticvaporizers.html
BD Insyte Autoguard 24 GA	Bd	382912	Gelber Angiokatheter, sterile Kunststoffspitze zum Instillieren verwenden
C57Bl/6J Mäuse	Janvier	N/A
Dulbeccos phosphatgepufferte Kochsalzlösung, Gibco	ThermoFisher Scientific	REF 14040-083
Ethanol 70% denaturiert 5L	VWR Deutschland	85825360
Hamilton GASTIGHT Spritze, PTFE Luer-Lock, 100 μL	Sigma-Aldrich	Artikel-Nr.: 26203	um eine langsame bakterielle Instillation von 50 μL zu gewährleisten
Iso-Vet 1000mg/g	Dechra Veterinärprodukte	N/A	Isofluran