Methodenartikel

Maus-Modell der chirurgisch-induzierten Endometriose durch Auto-Transplantation von Gebärmutter-Gewebe

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DOI:

10.3791/3396

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6. Januar 2012

 ,  , 
1Obstetrics, Gynecology and Women’s Health and Division of Biological Sciences, University of Missouri, 2Obstetrics, Gynecology and Women’s Health and Animal Sciences, University of Missouri

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Eine Beschreibung der chirurgischen Induktion von Endometriose bei Mäusen und Ratten durch auto-Transplantation von Gebärmutter-Gewebe auf die arterielle Kaskade der Darm Mesenterium.

Zusammenfassung

Die Endometriose ist eine chronische, schmerzhafte Erkrankung, deren Ätiologie ist unbekannt. Darüber hinaus kann die Behandlung der Endometriose erfordern laparoskopische Entfernung der Läsionen und / oder chronischen pharmazeutische Behandlung von Schmerzen und Unfruchtbarkeit Symptome. Die Kosten im Zusammenhang mit Endometriose hat bei 22 Milliarden Dollar pro Jahr in den Vereinigten Staaten von Amerika 1 geschätzt. Um unser Verständnis der zugrunde liegenden Mechanismen dieser rätselhaften Krankheit sind Tiermodelle eingesetzt. Primaten entwickeln spontan Endometriose und somit Primatenmodelle am ehesten die Krankheit bei Frauen ähneln. Nager-Modelle, sind aber kostengünstiger und leicht verfügbar 2. Das Modell, das wir hier beschreiben, beinhaltet eine autologe Transfer von Gebärmutter-Gewebe der Darmwand Mesenterium (Abbildung 1) und wurde zum ersten Mal in der Ratte 3 entwickelt und später an der Maus 4 übertragen. Das Ziel der autologen Nagetier Modell der chirurgisch-induzierten Endometriose ist zu imitierendie Krankheit bei Frauen. Wir und andere haben bereits gezeigt, dass die veränderte Genexpressionsmuster in Endometrioseherde von Mäusen oder Ratten Spiegel bei Frauen mit der Krankheit 5,6 beobachtet wurden. Ein Vorteil der Durchführung der Operation in der Maus ist, dass die Fülle von transgenen Mauslinien zur Verfügung können die Forscher bei der Bestimmung der Rolle von spezifischen Komponenten wichtig für die Gründung und das Wachstum der Endometriose helfen. Ein alternatives Modell, in dem ausgeschnittenen menschlichen Endometrium-Fragmente an das Bauchfell von immungeschwächten Mäusen eingebracht werden, ist ebenfalls weit verbreitet, sondern wird durch das Fehlen eines normalen Immunsystems, die Gedanken zu sein bei der Endometriose 2,7 wichtig ist begrenzt. Wichtig ist, dass die Maus-Modell der chirurgisch induzierten Endometriose ein vielseitiges Modell, das verwendet wurde, zu untersuchen, wie das Immunsystem 8, Hormone 9,10 und Umweltfaktoren 11,12 Endometriose sowie die Auswirkungen von Endometriose auf fert beeinflussenility 13 und Schmerzen 14.

Protokoll

1. Die Planung für lebende Tiere Chirurgie

  1. Stellen Sie sicher, dass geeignete Genehmigung eingegangen ist, um mit Versuchstieren zu arbeiten.
  2. Auftrag Mäusen und lassen Sie mindestens eine Woche Akklimatisierung an ihre neue Umgebung.
  3. Weibliche Mäuse in der Abwesenheit von der Kontakt mit männlichen Pheromonen untergebracht ist Radfahren zu stoppen, bezeichnet ein Phänomen, das als Whitten-Effekt 15,16. Um Mäuse Rad übertragen Urin getränkten männlichen Betten zu den weiblichen Käfig alle fünf Tage. Alternativ, wenn offene Käfige verwendet werden, statt der weiblichen Käfig zwischen zwei Käfigen der Männchen zu halten die Weibchen Radfahren regelmäßig.
  4. Stellen Sie sicher, dass Mäuse sind durch die Analyse Vaginalzytologie Fahrrad täglich für mindestens eine Woche vor der Operation (Tabelle 1) 17.
    1. Verwenden Sie ein Wachsstift zu acht Partitionen auf einem Glasträger zu schaffen, damit Vaginalabstriche von mehreren Mäusen gesammelt werden können.
    2. Spülen Sie die Vagina mit 0,2-0,25 ml isotonischer Kochsalzlösung oder destilliertem Wasser mit einer Pipette. Seien sure, um die Pipette nur am Scheideneingang Ort, wie Hals-Stimulation mit der Pipette können dazu führen, Scheinträchtigkeit. Platzieren der vaginalen Lavage auf dem Objektträger zur Analyse von Zelltypen. Folien lesen können frisch (wet) oder alternativ fixiert durch eine Reihe von Methoden und unter Verwendung eines Standard-Lichtmikroskop 17.
  5. Gather, reinigen und zu sterilisieren alle notwendigen chirurgischen Einrichtungen für eine erfolgreiche aseptischen Chirurgie (siehe Material Section) 18.
  6. Bereiten Buprenorphin Lösung zur Analgesie in PBS mit sterilen Technik bis 0,2 mg / kg endgültige Dosis zu liefern. Die Konzentration der Buprenorphin-Lösung sollte 0,0333 mg / ml davon aus, dass der durchschnittliche Erwachsene C57BL / 6 Maus ca. 0.025 kg und eine subkutane Injektion Volumen von 0,15 ml pro Maus wiegt. Buprenorphin kann vor der Zeit zubereitet und gelagert werden als Aliquots. Beachten Sie, dass Buprenorphin ein Schedule III geregelten Stoffe, die eine DEA Lizenz und detaillierte Bestandsaufnahme Protokoll.
  7. Bereiten Sie sterile PBS mit Penicillin (100 U / ml) und Streptomycin (100 ug / ml).
  8. Synchronisieren Östrus-Zyklen durch die Übertragung von Urin getränkten männlichen Betten zu den weiblichen Käfigen 72 Stunden vor der Induktion 15.

2. Bereiten Sie den OP-Bereich für lebende Tiere Chirurgie

  1. Bereiten Sie den OP-Bereich, wie oben beschrieben 18.
  2. Bereiten Sie die Vorbereitung Bereich durch die Festlegung von elektrischen Haarschneidemaschinen, Augensalbe und chirurgischen scheuert.
  3. Bereiten Sie den OP-Bereich, indem Sie einen Umluftbetrieb Warmwasser-Pad auf dem OP-Bereich, um die Körpertemperatur während der Operation zu erhalten. Legen Sie eine sterile wasserdichte Unterlage über die Rückführung Warmwasser Heizkissen. Vereinbaren Sie chirurgische Instrumente, Nahtmaterial, sterile Glas-Petrischale, Biopsie Punch, sterile Gaze, Wundklammern und Wunde Clip-Applikator auf die sterile OP-Feld.
  4. Bereiten Sie Recovery-Bereich, indem Umluftbetrieb Warmwasser Heizkissen auf halbem Weg under einen leeren Käfig, damit Mäuse weg von der Hitze, wenn dies gewünscht wird.

3. Anesthetize und bereiten die Maus für die Chirurgie

  1. Das Gewicht der Maus und bestimmen Östrus Bühne durch die Auswertung der vaginalen Zytologie.
  2. Für die Induktion der Narkose, platzieren Sie den Mauszeiger in eine leere Kammer Anästhesie (leeren Käfig mit festem Deckel mit Portal für Isofluran). Schalten Sie Isofluran nicht Rückatmungssystemen System und stellen Sie den Verdampfer bis 4% Isofluran (mit einem Sauerstoff-Durchflussmenge von 0,5 bis 1 L / min).
  3. Wenn die Maus in Narkose wird der Schalter der Isofluran-flow um einen Kegel (30-60 ml Spritze Mantel) und Ort Maus Nase und Mund in den Kegel auf die Vorbereitung Tisch. Eine adäquate Anästhesie kann mit einer geringeren Konzentration von Isofluran während der Rest der Operation (~ 2,5-3,5% Isofluran) beibehalten werden. Ausreichende Narkosetiefe sollte durch eine negative Reaktion auf toe Prise Stimulus bestimmt werden.
  4. Übernehmen Augensalbe to Vermeidung von Austrocknung der Augen während der Operation.
  5. Mit kleinen elektrischen Haarschneidemaschinen, rasieren die Operation vor Ort.
  6. Desinfizieren und bereiten die Operation vor Ort mit drei wechselnden Seitenhiebe von Chlorhexidin schrubben und 70% Ethanol.
  7. Drape Tier mit einem sterilen Bereich.

4. Uterine Ligation

  1. Machen Sie eine kleine (~ 1 cm) Mittellinienschnitt entweder mit einer kleinen Schere oder ein Skalpell Ende von 0,5 bis 1,0 cm rostral die vaginale Öffnung.
  2. Legen geschlossenen Schere in die Öffnung, so dass die Messer zwischen Körper Wand-und Bauchdecke sind. Vorsichtig stumpf sezieren die Gegend um den Schnitt durch langsames Öffnen und Schließen der Schere, so dass die Bauchdecke ausreichend ist von der Haut ablösen. Verbleibende sichtbar Verwachsungen zwischen Bauchdecke und Haut um die Inzisionsstelle können vorsichtig snipped werden. Nicht angemessen stumpfen sezieren die Inzisionsstelle machen Schließen der Bauchdecke erschwert.
  3. Mit Hilfe von kleinen forceps, sanft suchen Sie den linken Uterushorn. Die Gebärmutter ist dorsal in den Darm, die, was Sie beim ersten Betreten des Inzisionsstelle sehen ist. In einigen Fällen ist es am einfachsten, suchen Sie zuerst den Eierstöcken und der damit verbundenen Ovarial Fettpolster. Ziehen Sie auf dem Uterushorn und schieben eine offene Zange darunter als Retraktor dienen. Wenn gewünscht, beachten Sie das Aussehen der Eierstöcke und der Gebärmutter zu diesem Zeitpunkt für weitere Informationen über die Brunst der Bühne Induktion (Tabelle 1).
  4. Vorsichtig schieben Sie zwei 6-8 cm Stücke von 5-0 schwarzen geflochtenen Seidenfaden (ohne Nadel) unter dem gestreckten Uterushorn.
  5. Sicher ligieren das Horn an der utero-tubual Kreuzung (nur kaudal der Eileiter) und an der utero-Hals-Übergang (nur rostral des Gebärmutterhalses) mit einem quadratischen Knoten an jedem Standort. Verlassen Sie die Enden des Fadens für den Moment.
  6. Schneiden Sie den Abschnitt Uterushorn zwischen den beiden Ligationen und Ort des Gewebes in ein steriles Glas-Petrischale containing ~ 100 ul PBS mit Penicillin (100 U / ml) und Streptomycin (100 ug / ml). Schneiden Sie die Enden der Seidenfaden dauern. Wenn Naht löst oder es zu einer Blutung, suchen Sie den Stumpf und Krawatte einen anderen Knoten.

5. Bereiten Endometriose-Implantate aus ausgeschnittenen Uterus

  1. Während die herausgeschnittenen Uterus manipuliert wird, bedecken den Unterleib mit steriler Gaze und pflegen Hydratation mit sterilem PBS mit Penicillin und Streptomycin, wie gebraucht.
  2. Isolieren Sie die herausgeschnittenen Uterushorn von Fett.
  3. Wenn gewünscht, wiegen die herausgeschnittenen Uterus-Horn.
  4. Öffnen Sie das Uterushorn durch Einstecken mit einem Messer kleine Schere (14 mm Klingenlänge) in das Lumen und sanft gleitenden die Schere auf der Uterushorn, während das Horn mit einer Pinzette.
  5. In das Glas Petrischale mit einem 2 mm Biopsiestanze ausschneiden drei gleich große Implantate.

6. Naht Endometriose-Implantate in Bauchhöhle

  1. Legen sterile Gaze unmittelbar oberhalb der Inzisionsstelle und gründlich nass mit sterilem PBS mit Penicillin und Streptomycin.
  2. Mit kleinen, glatten Pinzette vorsichtig zu finden das Caecum und bewegen rostral entlang des Dünndarms. Ziehen Sie ein kleines (4-5 cm) Abschnitt des Darms, dass mindestens zwei Arterien weg von der Blinddarm und ordnen sie wie ein Fächer über die vorbefeuchtet Gaze, so dass die arterielle Kaskade der Darm Mesenterium deutlich sichtbar ist. Achten Sie darauf, den Darm feucht zu allen Zeiten zu halten mit einer sterilen Kochsalzlösung. Hinweis: Benutzen Sie nicht rat-Hakenpinzette beim Umgang mit dem Darm.
  3. Verwenden Sie 6-0 schwarz Ethilon Naht mit einem P-1, 11 mm, 3 / 8 Kreis, rückwärts schneidenden Nadel vorsichtig Naht ein Implantat, um eine Arterie ca. 0,5 cm aus dem Darm.
  4. Hinweis: Die Darm-Gekröse ist von einer dünnen Schicht von Bauchfell überzogen. Seien Sie vorsichtig, um eine saubere Pass durch diese Schicht zu machen, während Naht um die Arterie. Pull Faden durch langsam und vorsichtig, als nicht das Bauchfell oder Bruch Verschleiß zuder Arterie.
  5. Komplette zwei Knoten von je einen Wurf darauf achten, daß die Naht sehr schwer ziehen, da dies zum Verlust des Blutflusses und anschließende Nekrose des Darms und zum Tod führen kann. Schneiden Sie die Naht innerhalb von 2 mm des Implantats. Wet Darm wieder weiter Hydratation bevor zum nächsten Implantat zu erhalten.
  6. Umzug in eine rostral Richtung, ziehen Sie in den nächsten 3-4 cm des Darmes und schonend ersetzen den Abschnitt, der bereits ein Implantat. Direkt ein oder zwei Arterien aus der vorherigen Implantationsstelle und Naht der nächsten Implantat. Wiederholen Sie dies für das dritte Implantat.
  7. Ersetzen Sie den gesamten Darm in die Bauchhöhle.

7. Sham Operationen

  1. Sham Operationen werden unter Verwendung des gleichen Schritte wie die Endometriose Operationen Ausnahme, dass kein Gewebe wird im Darm Mesenterium vernäht.
  2. Excise der linken Uterushorn wie in Schritt 4.
  3. Endometriose-Implantate (Schritt 5) sind nicht in den Schein-Operation vorbereitet. Dieexzidiert Uterushorn kann verworfen oder für andere Zwecke verwendet, wenn gewünscht.
  4. Nahtmaterial, aber kein Gewebe, sind rund drei Arterien in den arteriellen Kaskade der Darm Mesenterium wie in Schritt 6 platziert.

8. Schließen der Operationswunde

  1. Stellen Sie sicher, dass alle Organe ungefähr wieder auf ihre anatomische Position sind.
  2. Verwenden Sie 5-0 beschichteten Vicryl Naht in einem nicht-Verriegelung kontinuierliche Stich an der Bauchdecke zu schließen.
  3. Verwenden Sie 9 mm Wundklammern auf der Haut zu schließen.

9. Recover Tier

  1. Verwalten 0,33 mg / ml Buprenorphin bei 0,15 ml/25 g Maus über eine subkutane Injektion einer Dosis von 0,2 mg / kg. Buprenorphin ist post-operativ, weitere Herz-Kreislauf / Atemdepression, dass die Recovery-Prozess verlängern kann verhindern, verabreicht werden.
  2. Vorsichtig trocken die Maus mit Kimwipes oder Papiertücher, wenn es geworden ist während der Operation nass.
  3. Legen Tier Bauchseite nach unten in den Käfig partially auf einem umlaufenden erwärmte Wasser-Pad, bis das Tier erholt und hat wieder Brustlage (innerhalb von fünf Minuten als Inhalations-Anästhetikum schnell nachlässt).

10. Post-operative Betreuung

  1. Mäuse sollten alle 15 Minuten beobachtet werden, bis sie in der Lage, Brustlage, dann stündlich zu halten, bis sie ihr normales Verhalten wiedererlangen nach der Operation sind.
  2. Mäuse erscheinen soll innerhalb von 24 Stunden nach dem Eingriff normal. Mäuse sollten täglich für 7-10 Tage Anzeichen einer Erholung und gute Gesundheit überwacht werden.
    1. Hinweise darauf, dass ein Tier in einem schlechten Gesundheitszustand, Schmerzen, oder Ängste sind verminderte Aktivität, Selbstverstümmelung, zerzaustes Fell, oder gekrümmte Haltung.
    2. Wenn ein Tier nicht angezeigt wird, um bei guter Gesundheit innerhalb von 24 Stunden nach dem Eingriff, entweder zu verwalten Buprenorphin (0,2 mg / kg) oder das Tier einschläfern. Wenn das Tier nicht innerhalb von 8 Stunden zusätzliche Buprenorphin Verwaltung des Tieres Schulter zu verbessernd eingeschläfert, wie Darm-Nekrose ist wahrscheinlich.
  3. Entfernen Wundklammern 7-10 Tage nach Induktion.
  4. Weiter zum Östrus Zyklizität durch Untersuchung Vaginalzytologie Monitor für die Dauer des Experiments. Synchronisieren Östrus Zyklen 72 Stunden vor der Entnahme durch die Übertragung von Urin getränkten männlichen Betten zu den weiblichen Käfige wie in Schritt 1.3 beschrieben.

11. Necropsy und Gewebeentnahme

  1. Der Zeitpunkt der Obduktion ist abhängig von der jeweiligen Fragestellung und wird weiter in die repräsentative Ergebnisse und Diskussion besprochen.
  2. Euthanize der Maus durch Kohlendioxid Ersticken.
  3. Entnehmen Sie Blut durch Herzpunktion mit einer 23-Gauge-Nadel auf einer 1cc Spritze (wenn gewünscht).
  4. Sammle eine vaginale zytologischen Abstrich wie oben Östrus Bühne zum Zeitpunkt der Erhebung 17 ermitteln beschrieben.
  5. Cut verbliebenen Uterushorn in utero-tubal Kreuzung und an der Zervix, entfernen Fett, wiegen und Prozessgewünscht wird (siehe 11.14 und 11.15).
  6. Suchen Sie die schwarzen Fäden rund um die Endometrioseherde. Foto intakt Endometrioseherde, wenn gewünscht.
  7. Sorgfältig sezieren die Verwachsungen um die Endometrioseherde mit einer kleinen Schere und Pinzette, darauf achtend, nicht Lanze der Läsionen. Arbeiten Sie schnell und sorgfältig zu RNA-Abbau zu verhindern.
  8. Messen und notieren Sie die Länge und Breite der Endometrioseherde mit Bremssätteln.
  9. Excise der Endometrioseherde und auf ein Papiertuch, befeuchtet mit PBS. Entfernen Sie alle nicht-Endometriose-Gewebe aus der Läsionen. Ein Binokular oder Lupe stehen kann verwendet werden, um in der Sektion zu unterstützen.
  10. Wiegen Sie die drei flüssigkeitsgefüllten Endometrioseherde vor dem Entfernen der Naht.
  11. Entfernen Sie vorsichtig die Naht von der Endometrioseherde.
  12. Für die Histologie, Formalin fix ein Fluid endometriotischen Läsion für zwei Stunden durch drei 30 Minuten PBS gewaschen und Endlagerung gefolgt gefüllt in 70% Ethanol. Entwässern und Paraffin eingebettet.
  13. Lance zwei der Endometrioseherde. Wiegen Sie diese wieder. Da zyklischen hormonellen Veränderungen die Höhe der Zystenflüssigkeit verändern kann, ergibt sich ein Maß für das Gewebe feucht-weight neben dem Gewicht der Zyste sowie die Flüssigkeit wie in 11,10 gemessen.
  14. Für die RNA-Isolierung und Genexpression Studien, sofort zu homogenisieren einer der freiberuflich Endometrioseherde (oder ~ 20 ug Gebärmuttergewebe) in Lyse verbindliche Lösung und bei -80 ° C für zukünftige RNA-Isolierung mit der RNAqueous Kit (Ambion) oder eine andere Methode als gewünscht.
  15. Für künftige Isolierung von RNA, DNA oder Protein, sofort Snap-freeze zweiten aufgestochen endometriotischen Läsion (oder ~ 20 ug Gebärmuttergewebe) in flüssigem Stickstoff eingefroren und bei -80 ° C.

Repräsentative Ergebnisse

Endometrioseherde im Mausmodell der chirurgisch induzierten Endometriose morphologisch und histologisch den beobachteten in ähnelnFrauen. Die histologische Analyse der Endometriose bei Frauen und die Maus-Modell zeigt, dass Endometrioseherde endometrialen Drüsen und Stroma (Abbildung 2A) enthalten. Endometrioseherde bei Mäusen enthalten auch Hämosiderin beladene Makrophagen, die ein gemeinsames Merkmal der Endometriose bei Frauen (Abbildung 2B) 19 sind.

Endometrioseherde von Mäusen entfernt 3 Tage nach der Induktion erscheint entzündet und hämorrhagisch (Abbildung 3A). Nach zwei Minuten vor vier Wochen Wachstum Endometrioseherde im Mausmodell sind zystenartige, gefüllt und von peritonealen Adhäsionen umgeben (Abbildungen 3B und 3C). Im Vergleich zum Läsion Gewicht bei Induktion wurden gefüllt Läsionen 306% und 862% größer bei einem und zwei Monaten nach der Induktion und freiberuflich Läsionen wurden 51% und 172% größer bzw. (4A und 4B). Wir haben konsequent Flüssigkeit gefüllt und freiberuflich endometriotischen Läsion Gewichte von einem Monat nach der Induktion über fünf verschiedene Experimente (Abbildung 5). Nach einem Monat post-inProduktion Flüssigkeit gefüllt (7,44 ± 3,75 mg) und freiberuflich (2,92 ± 1,23 mg) endometriotischen Läsion Gewicht signifikant korreliert (Pearson Korrelationskoeffizient = 0,669, p <0,001).

Alter der Maus hatte keinen Einfluss auf Größe der Läsion für Mäuse zwischen drei und zehn Monate alt. Weder der Flüssigkeit gefüllt oder freiberuflich endometriotischen Läsion Gewicht auf einen Monat nach der Induktion war signifikant mit dem Alter des Tieres korreliert (r = -0,136, p = 0,380 und r = -0,063, p = 0,698 bzw.).

Die Maus Gebärmutter durchläuft Veränderungen in Größe, Flüssigkeitsretention, Zellproliferation und das Aussehen durch den Einfluss von Steroidhormonen während der Rosse. Wir verglichen die Endometriose-Läsionen Gewicht, das Gewicht der verbleibenden intakten Uterushorn von Tieren in verschiedenen Stadien der Brunst. Wir fanden nicht eine signifikante Korrelation zwischen uterine Gewicht und Flüssigkeit gefüllt oder freiberuflich endometriotischen lesion Gewicht bei einem Monat nach Induktion (r = -0,046, p = 0,765 und R = 0,232, p 0,155 bzw.).

Das Genexpressionsmuster in der Endometrioseherde von Mäusen beobachtet genau widerspiegelt, dass bei Frauen mit der Erkrankung 5 berichtet. Durch 3 Tage nach Induktion Gene regulieren extrazellulären Matrix Remodeling, Zelladhäsion und Angiogenese sind sehr hochreguliert und viele dieser Gene bleiben durch eines Monats Wachstum hochreguliert.

Abbildungen und Tabellen

Abbildung 1
Abbildung 1. Surgical Induktion von Endometriose durch autologus Gebärmuttergewebe Transfer in der Maus. Das linke Uterushorn ist ligiert, ausgeschnitten, und öffnete längs des Endometriums aussetzen. Drei 2 mm 2 Biopsien sind bereit und werden jeweils auf einer Arterie vernäht in der arteriellen Kaskade der intestinalen mesentery. Um einen Monat nach der Induktion der Endometrioseherde sind gefüllt und umgeben von Adhäsionen.

Abbildung 2
Abbildung 2 Hämatoxylin und Eosin gefärbt Abschnitt eines Endometrium-Läsion aus dem Maus-Modell der Endometriose auf einen Monat nach der Induktion zeigt (A) das Vorhandensein von endometrialen Drüsen und Stroma;. Balken = 50 um und (B) Hämosiderin beladene Makrophagen, von denen einige durch Pfeile angedeutet; Balken = 20 um.

Abbildung 3
Abbildung 3. Endometrioseherde im Mausmodell nach Euthanasie, entweder drei Tage nach der Induktion (A) oder 1 Monat nach der Induktion (B und C).

Abbildung 4
Abbildung 4. Endometrioseherde von Mäusen chirurgisch induzierten auf en habendometriosis wurden ausgeschnitten und in ein oder zwei Monate nach der Induktion gewogen. Daten sind Mittelwerte ± SEM. Die Daten wurden log umgewandelt und verschiedene Buchstaben bedeuten Bedeutung innerhalb jedes Panel durch one-way ANOVA durch Least Significant einseitigen Fisher Difference Mulitple Vergleiche folgen. (A) Zyste wie, gefüllt Endometrioseherde (N = 10, 7 oder 5 für Induktion, 1 Monat oder 2 Monate nach der Induktion bzw.). (B) lancierte Endometrioseherde (N = 10, 8 oder 7 für Induktion, 1 Monat oder 2 Monate nach der Induktion bzw.).

Abbildung 5
Abbildung 5. Endometriotische Läsion Nassgewicht mit Flüssigkeit und lancierte auf einen Monat nach der Induktion von fünf getrennten Experimenten. Daten sind Mittelwerte ± SEM. Mäuse N = 10, 6, 8, 7 und 7 für Flüssigkeit gefüllt Läsionen und 0, 7, 10, 8, und 8 für freiberuflich Läsionen in Experiment 1, 2, 3, 4 und 5 auf.

figure-protocol-6 Tabelle 1. Observation von Estrus Stage von Vaginal Zytologie und Erscheinungsbild der Eierstöcke und der Gebärmutter und Induktion.
Aussehen der Eierstöcke und der Gebärmutter wird zeitabhängig sein. Im Folgenden finden Sie auf Opfer um 8:00 Uhr am Morgen eines jeden Zyklus Tag. Weiterhin sind die Beobachtungen subjektiv und Vergleich der Eierstock und Gebärmutter Hörner wird eine bessere Schätzung als Uterushörner nur. Diese Beobachtungen sollen die Informationen aus dem täglichen Vaginalzytologie Lesungen erhalten zu ergänzen.

Tabelle 2
Tabelle 2. Vergleich der Chirurgie in Maus und Ratte.

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Diskussion

Es gibt mehrere kritische Parameter, bemerkt während der Durchführung der chirurgischen Induktion von Endometriose bei Mäusen sollte. Erstens ist die Endometriose ein Östrogen abhängig Krankheit und als solche diese Operation sollte in gesunden Tieren oder alternativ in ovarektomierten Tiere mit Östrogenen 20 ergänzt durchgeführt werden. Zweitens muss die Naht Endometriumbiopsien der arteriellen Kaskade mit äußerster Sorgfalt durchgeführt werden. Wir haben festgestellt, dass mit nur zwei relativ lockeren Knot...

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Offenlegungen

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Danksagungen

Besonderer Dank geht an Chris Kassotis und Audrey Bailey für die kritische Durchsicht des Manuskripts und Dr. Scott Korte, Joseph Beeman, Alison Curfman, Paul Kimball, Bridget Neibreggue, Jacob Redel, Amy Schröder, Maija Steinberg, und Stacey Winkeler für ihre Unterstützung bei der Optimierung dieses Modell in unserem Labor. Die Finanzierung wurde von der Clinical Biodetectives Training Grant (NIH T90) (KEP), University of Missouri Life Sciences Undergraduate Research Opportunities Program, MU Research Council, MU Research Board Zuschüsse und NIH R21HD056441 (SCN) zur Verfügung gestellt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Name des Reagenzes / Ausrüstung Firma Katalog-Nummer
Wax Bleistift Fischer NC9954135
Objektträger aus Glas Fischer 12-550-433
Pipette Fischer S79383
Standard-Lichtmikroskop für die Bewertung Vaginalzytologie Abstrichen
Buprenorphin HCL c3 (CARJET) 10X1ml Butler Tiergesundheit Versorgung 022891
Sterile Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS) Gibco 14040-117
10.000 U / ml Penicillin, 10.000 pg / ml Streptomycin in 0,85% NaCl Hyclone SV30010
Isofluran AbbottTiergesundheit 05260-05
Isofluran nicht Rückatmungssystemen System
Recirculating Warmwasser Heizkissen
30 ml Spritze Mantel Fischer 14 bis 823-16G
Puderfrei sterile Handschuhe Fisherbrand 19020558
Augensalbe Große Pharmaceuticals 10033691
Kleine elektrische Haarschneidemaschine Wahl 9861-600
Chlorhexidin scrub Fischer NC9863042
70% Ethanol
Polylined sterilen Bereich Busse Krankenhaus Disposables 696
Größe 3 Skalpell Fischer 22-079-657
Number 10 Skalpellklingen Fischer 22-079-681
Kleine chirurgische Scheren Roboz RS-5850
Kleine gezackte semi-gebogenen Pinzette Roboz RS-5135
5-0 schwarz geflochten Seidenfaden Ethicon K870H
Sterilisiert Pyrexglas Petrischalen Corning 70160-101
2 mm Biopsiestanze Miltex 33-31
Sterile Gaze Kendall 1806
6-0 schwarz Monofilament Ethilon Nylonnaht Ethicon 697G
Needle-Treiber (optional) World Precision Instruments 500023
5-0 ungefärbt geflochten beschichtet vicryl Naht Ethicon J490G
9mm Autoclip Wundklammern Becton Dickinson 427631
Autoclip Applier & Entferner Becton Dickinson 427630
23G Nadel Becton Dickinson 305193
1cc Spritze Becton Dickson 301025
5x Lupe Standfuß (optional) Fischer 14-648-23
10% gepuffertem Formalin Fischer SF100-4
Taster Roboz RS-6466
Verarbeitung / Einbettkassetten Fischer 15 bis 197-700A
Biopsie Schaumstoff-Pads Fischer 22-038-222
RNAqueous RNA Isolation Kit Ambion AM1912
Flüssiger Stickstoff
Schnappdeckel Mikrozentrifuge flachen Oberrohr Fischer 02-681-240
Ketamin (optional) Simga K4138
Domitor (Medetomidinhydrochlorid) (optional) Tocris 2023
Antisedan (Atipamezol) (optional) Sigma A9611

Referenzen

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