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Methodenartikel

Verbesserte Zubereitung und Konservierung von Hippocampus Maus Slices für eine sehr stabile und reproduzierbare Erfassung der Langzeit-Potenzierung

27K Ansichten

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DOI:

10.3791/50483

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26. Juni 2013

 , 
1Department of Neurosciences, Research Institute for Biosciences, University of Mons

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieser Beitrag stellt eine komplette Methode für die Vorbereitung und die Erhaltung In vitro Akuten Schnitten des Hippocampus von erwachsenen Mäusen. Dieses Protokoll ermöglicht die Aufnahme von sehr stabilen langlebigen Langzeit-Potenzierung (LTP) für mehr als 8 Stunden mit einer Erfolgsquote von 95%.

Zusammenfassung

Langzeitpotenzierung (LTP) ist eine Art der synaptischen Plastizität durch eine Erhöhung der synaptischen Stärke aus und vermutlich in Gedächtniscodierung einbezogen werden. LTP ausgelöst in der CA1-Region des akuten Schnitten des Hippocampus ist eingehend untersucht worden. Allerdings sind die molekularen Mechanismen der Erhaltungsphase für dieses Phänomen sind noch weitgehend unverstanden. Dies könnte teilweise auf den verschiedenen experimentellen Bedingungen durch verschiedene Laboratorien. Tatsächlich ist der Erhaltungsphase der LTP stark von äußeren Parametern wie Sauerstoffversorgung, Temperatur und Luftfeuchtigkeit. Es hängt auch von internen Parametern wie Orientierung der Schnittebene und Scheibe Lebensfähigkeit nach der Sektion.

Die Optimierung all dieser Parameter ermöglicht die Induktion einer sehr reproduzierbar und sehr stabile Langzeit-Potenzierung. Diese Methode bietet die Möglichkeit, weiter zu erforschen die molekularen Mechanismen in der stabilen Anstieg beteiligtder synaptischen Stärke in Hippocampus. Es unterstreicht auch die Bedeutung der experimentellen Bedingungen in in vitro Untersuchung der neurophysiologischen Phänomene.

Einleitung

Heutzutage gibt es nur begrenzte Verständnis davon, wie komplex Erinnerungen gespeichert und abgerufen am neuronalen Schaltkreis-Niveau. Allerdings ist eine einheitliche Hypothese von Speicher verfügbar und breit akzeptiert: Erinnerungen werden als Änderungen in der Stärke der synaptischen Verbindungen zwischen den Neuronen im zentralen Nervensystem gespeichert. Auf seiner eigenen, hat die Forschung auf die synaptische Plastizität im Wesentlichen aus zwei bahnbrechende Entdeckungen profitiert. (1) In ein bahnbrechendes Experiment, Bliss und Lomo 1, mit dem intakten narkotisierten Kaninchen, festgestellt, dass die Lieferung von einer kurzen Hochfrequenz-(1 sec, 100 Hz) Stimulation des perforant Pfad des Hippocampus eine dauerhafte (mehrere verursacht Stunden) erhöhen in den zugehörigen synaptischen Verbindungen. Dieses faszinierende Phänomen wurde "Langzeit-Potenzierung" oder LTP von Douglas und Goddard als in 1975 2. (2) später, wurde festgestellt, dass ein ähnliches Phänomen in Gehirnscheiben ausgelöst werden konnte (0,4 mm) künstlich aufrechterhalten in vitro lebendig . Die am häufigsten untersuchten LTP wurde in vitro durch die Bereitstellung einer oder mehrerer tetani, um ein Bündel von Axonen (die sogenannten Schaffer-Kollateralen) bei der Aufnahme das resultierende Feld erregenden synaptischen Potential in den Pyramidenzellen der sogenannten CA1-Region hervorgerufen beobachtet. Die Mechanismen der LTP Induktion weitgehend aufgedeckt worden. Grundsätzlich aktiviert ein Ca 2 +-Einstrom durch den NMDA-Rezeptoren Enzyme mit zwei Folgen: eine Phosphorylierung von AMPA-Rezeptoren (die steigert so deren Effizienz) und eine Aufnahme von zusätzlichen AMPA-Rezeptoren in der postsynaptischen Membran 3. Im Gegensatz dazu sind die Mechanismen der Erhaltungsphase der LTP weitgehend unbekannt, vor allem weil es experimentell sehr viel schwieriger, eine Scheibe gesund für viele Stunden als für 30 bis 60 min zu halten ist.

Viele Studien haben zum Verständnis der Mechanismen LTP und interessante Theorien gewidmet haben über die Jahre 4-11 ausgearbeitet. Aber unbis jetzt, haben die genauen molekularen Mechanismen der stabilen Anstieg der synaptischen Stärke nicht geklärt. Dies kann zum Teil auf die Schwierigkeit mit vorherigen Messungen in verschiedenen Laboratorien mit verschiedenen Techniken zur Herstellung reproduzieren und die Aufrechterhaltung des Hippocampus. In ihrer Methodik Papier betonte Sajikumar et al. 12 die Bedeutung von experimentellen Bedingungen für die Herstellung von Ratte Hippocampus und der Aufnahme stabil LTP. In diesem Video stellen wir Ihnen alle Optimierungsschritte in unserem Labor im Laufe der Jahre entwickelt, um der Lage sein, eine sehr stabile LTP in Maus Hippocampus aufzeichnen.

Diese Optimierung wurde von Protokollen entwickelt und erfolgreich eingesetzt von anderen Laboratorien, die LTP-Mechanismen Studie an Mäusen und Ratten 13 11 vorgenommen. Es ermöglicht erfahrenen Forscher zu induzieren und aufzeichnen eine sehr lang anhaltende LTP in erwachsenen Mäusen mit einer hohen Erfolgsquote. Die physiological Grundlage der induzierten LTP wurde sorgfältig geprüft und nachgewiesen 14. In dieser Methodik Papier zeigen wir, dass alle Änderungen der experimentellen Bedingungen, wie Temperatur oder Sauerstoffsättigung kann eine tief greifende Auswirkungen auf die LTP Wartung haben während der Dissektion Verfahren stark verändern können Scheiben Erregbarkeit. Es muss auch betont werden, dass die präzise Steuerung all dieser Parameter eine Ausbildung von mehreren Monaten für unerfahrene Studenten benötigt werden.

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Protokoll

Alle tierischen Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den National Institutes of Health Vorschriften für die Pflege und Verwendung von Tieren in der Forschung und mit der Zustimmung der lokalen Ethikkommission durchgeführt.

1. Herstellung künstlicher Cerebrospinalflüssigkeit

Die gleichen Medien verwendet wird, zu sezieren, geschnitten und perfundieren Scheiben (1 ml / min) während der Ruhezeit und der elektrophysiologischen Ableitungen. Diese Medien werden von 124 mM NaCl, 4,4 mM KCl, 26 mM NaHCO 3, 1 mM NaH 2 PO 4, 2,5 mM CaCl 2, 1,3 mM MgSO 4 und 10 mM D-Glucose.

  1. Wägen Sie die verschiedenen Komponenten für 2 L von ACSF außer MgSO 4, das bereits in Lösung (1 M). Mit einem Standard-Lösung ermöglicht es, sicher sein, die genaue Konzentration der Mg 2 +, weil MgSO 4 in Pulver ist stark hygroskopisch. Ca 2 +: Mg 2 +-Verhältnis stark beeinflusst LTP Induktion und Aufrechterhaltung14 und damit die Proportionen müssen immer beachtet werden.
  2. Setzen Sie alle Komponenten außer CaCl 2 in einem Glas Messzylinder und bringen bis 2 L mit destilliertem H 2 O.
  3. Kräftig rühren. Wenn alles gelöst ist, fügen carbogen durch ein Aquarium Bubbler und Schlauch an den Tank (95% O 2, 5% CO 2). Warten Sie ein paar Minuten, und fügen Calciumchlorid bei pH 7.4 wird durch die Wirkung von Bicarbonat-Puffer fixiert.
  4. Halten Sie 600 ml in einem gekühlten rechteckigen Glasschale und abkühlen auf 4 ° C mit Eis rund um den Teller. Diese Medien werden für Hippocampus Präparation verwendet werden.
  5. Filtern Sie die verbleibenden 1.400 ml und halten in einem Erlenmeyerkolben.

2. Vorbereitung der elektrophysiologischen Rig und das Gehirn Scheibe Recording Kammer

Die Perfusion Schaltung von 2 Schlauchpumpen, eine Pumpen frische Flüssigkeit aus einem Reservetank und das andere Pumpen verwendet Fluid von t gemachter Aufnahme Kammer zu einer bin. Frische Fluid einem hausgemachten Perfusion System, wo es wieder mit Sauerstoff erwärmt und vor dem Erreichen der Schnittstelle Aufnahme Kammer durch die Schwerkraft (Abbildung 1A) aufgenommen. Die Schnittstelle Aufnahme Kammer wurde von FST (Fine Science Tools, Vancouver, Kanada, 1B) ausgelegt. Gewebeschnitte Gewebeeinlagen Netzfilter an einem abnehmbaren Ring und kann auch kontinuierlich unter Bedingungen Schnittstelle werden durch Höhenverstellung der Saug-und Nadel gehalten wurde. Eine hausgemachte Kunststoffrohr an seinem Ende und perforierte seitlich (0,5 mm) blockiert wird dem Saugnadel auf Pegelfestigkeit in der Kammer zu erhöhen befestigt. Die Aufnahme Kopf über einem Wasserbad mit einer Gasdispersion Stein, pflegen eine feuchte Umgebung, indem feuchte Luft durch Ablenkung Häfen in der Schreibkopf (bis wasserspreitende verringern) hilft montiert. Bath und mittlere Temperatur werden durch kontinuierliches Variieren der Höhe des Gleichstroms th gesteuertgrobe Ein Silikonkautschuk eingebettet Heizelement im Wasserbad. Thermistoren im Wasserbad und die Aufnahme Brunnen ermöglichen Temperatur in der Kammer zu setzen und werden genau überwacht an diesen Stätten.

Die Heizung der Kammer wird durch ein globales Heizungsanlage Steuern der Temperatur der gesamten Anlage abgeschlossen. Die Software, die von Forschern an der University of Edinburgh (entwickelt www.etcsystem.com ) überwacht und gleicht die Temperatur der Luft Sauerstoff, das Gehirn Scheibe, die Elektroden und die restlichen rig eine stabile Umgebung für Langzeit-Aufzeichnungen (1C) . Die Temperatur für Maus Hippocampus verwendet ist 28 ° C.

  1. Spülen Sie alle Perfusionskreislauf mit destilliertem H 2 O für mindestens 20 min und starten Sie die Heizungsanlagen.
  2. Starten Sie den carbogen sprudelnden in der Schaltung. Carbogen kommt in den hausgemachten Perfusion Rohre durch filter Kerzen und im Wasserbad unter der Aufnahme Kammer. Die Strömungsgeschwindigkeit im Wasserbad wird durch einen Durchflussmesser gesteuert wird. Ist der Durchfluss ist zu langsam, konnte Gewebe werden hypoxischen. Umgekehrt, wenn die Strömung zu hoch ist, kann das Gas nicht ausreichend erwärmt und befeuchtet, was zu Trocknen des Gewebes. Hohe Gasdurchflussrate könnte auch die Chance erhöhen, Wasser Sprühen über das Gewebe aus dem Wasserbad unten führt zu osmotischen Schock. Dies kann durch Hinzufügen von Bits feinmaschiges (100 um) am Ausgang der Auslenkung Anschlüsse verhindert werden.
  3. Kreislauf entleeren und füllen Sie mit gefiltertem ACSF.
  4. Setzen Sie den Ring, der die Scheibe in der Abstehkammer unterstützen wird. Ein gewebtes Netz Filter mit Maschenweite im Bereich von 500 bis 750 um gedehnt und an dem Ring mit zwei Teil-Harz-Komponenten-Kleber. Das gewebte Netz Filter besteht aus 87% Polyamid und 13% Elasthan (Höschen 15 den) gemacht. Kleber sorgfältig angewendet werden, um die Bildung von Reliefs an der Oberfläche des rin vermeideng.
  5. Entfernen Sie vorsichtig alle Luftblasen aus dem Kreislauf.
  6. Stellen Sie den Pegel ACSF in der Aufnahme Kammer mit der Schraube des Saugnadel. Die Geschwindigkeit der peristaltischen Pumpen auf 1 ml / min für die Zulaufpumpe und 5 ml / min für die Ablaufpumpe eingestellt.

Der Perfusionsdruck wird auf einem starren rüttelfest Tisch gelegt und von einem Faraday-Käfig.

3. Vorbereitung der Präparation Gebiet

Chirurgische Instrumente: ein Skalpell mit einem # 11 Klinge, kleine Standard Präparierscheren, Feder Schere, gebogenen Pinzette, zwei Heidemann Spatel und ein Löffel.

Zusätzliches Material: eine Guillotine, eine Unterlage, eine McIlwain Gewebe Chopper mit einer Rasierklinge, Filterpapier, ein Glas Pasteurpipette mit einem Gummi-Sauger, Pipetten 2 Kunststoff-Pasteur von denen einer mit einem breiten Mund, eine Petrischale, einem metallischen Zylinder 7 mm Durchmesser (2A).

  1. In dem Sezieren Schüssel mit kaltem ACSF (hergestellt in Schritt 1) ​​gefüllt, tauchen ein gekühltes Glas Deckel aus einer Färbung Gericht, in Filterpapier gewickelt. Entfernen Sie vorsichtig Luftblasen und Sauerstoff die ACSF durch ein Aquarium Bubbler (Abbildung 2A).
  2. Legen Sie Instrumente in der Reihenfolge der Verwendung. In drei Lagen Filterpapier auf das Gewebe Chopper Platte und einer neuen Rasierklinge mit destilliertem Wasser und Ether (2B) gereinigt. Die Rasierklinge muss waagerecht sein, wenn sie das Papier berührt. Auflagedruck auf den halben Maximalwert und Geschwindigkeit auf etwa ein Drittel des maximalen Wert eingestellt.
  3. Aufmerksam überprüfen, ob alles bereit ist (Instrumente, Temperatur ...), weil Sie nicht haben, Zeit danach.
  4. Bitten Sie jemanden, der Dissektion mit einer Pasteurpipette mit kaltem ACSF gefüllt sprühen.
  5. Anesthetize die Maus mit Nembutal IP (100 mg / kg) vor Enthauptung. Halothananästhesie können ebenfalls verwendet werden. Wir haben beide Methoden verglichen und obtainiert gleichen Ergebnisse. Enthauptung muss unter Vollnarkose durchgeführt werden, aber Genickbruch können ebenfalls verwendet werden. Allerdings Genickbruch braucht eine sehr gute Übung, um das Leiden der Tiere zu vermeiden.
  6. Präparieren Sie auf der Unterlage so schnell wie möglich unter kaltem ACSF kontinuierlichen Dusche.

4. Gehirn Removal

  1. Halten Sie immer noch den Kopf mit dem Zeigefinger und dem Daumen einer Hand auf die Schnauze, einen Einschnitt mit den Präparierscheren entlang der Mitte der Oberseite des Kopfes beginnend am Rand der Guillotine und läuft rostral zum Stirnbein .
  2. Durchtrennen Hautmuskel auf jeder Seite des Kopfes vollständig aussetzen Schädel Platten und entfernen Sie die Muskeln an der kaudalen Seite des Kopfes.
  3. Mit den Präparierscheren, schneiden Sie den M. temporalis auf jeder Seite, entlang der temporalis Platte, dann schneiden Sie die frontalen Platten in der Mitte, quer. Dann machen Sie einen kleinen Schnitt am Hinterhauptbein, zwischen den beiden plAtes.
  4. Für jede Seite, am kaudalen Basis der okzipitalen Platten geschnitten.
  5. Schneiden Sie entlang der Sagittalnaht mit Feder Schere.
  6. Mit Pinzette, entfernen Sie die Schädel Hälften, indem sie diese voneinander entfernt.
  7. Mit dem Skalpell geschnitten quer kurz nach dem Riechkolben und kurz bevor das Kleinhirn dann stürzen die extrahierte Gehirn in das Sezieren Schüssel mit kaltem ACSF.

5. Hippocampal Dissection

  1. Sobald das Gehirn im Sezieren Gericht eingetaucht ist, trennen die beiden Hemisphären voneinander mit einem Skalpell in der Mitte eingesetzt.
  2. Die Präparation des Hippocampus mit Spatulae unter Sichtkontrolle durch ein Fernglas Operationsmikroskop (X25, 2A) durchgeführt. Auf der einen Hemisphäre, sorgfältig verteilt, die Strukturen, um die lateralen Ventrikel zu sehen. Entfernen Sie den Hirnstamm und Zwischenhirn. Dies wird durch die Anwendung der Spatulae auf dem frontalen Kortex auf der einen Seite und auf der Zwischenhirn auf das getananderen Seite. Achten Sie darauf, nicht zu berühren den Hippocampus mit dem Spatel und nicht strecken sie während Gewebe Schnitte.
  3. Trenne die Fornix dann vorsichtig den Hippocampus aus dem Kortex (wegrollen), indem Sie einen Spachtel in die Herzkammer.
  4. Wenn der Hippocampus extrahiert wird, entfernen überschüssiges Gewebe und Kortex verbleibenden Blutgefäße.

6. Schneiden der Scheiben

  1. Mit einem breiten Mund Kunststoff Pasteurpipette übertragen den Hippocampus in einem Löffel mit seinen alvear Oberfläche nach oben (konvexe Seite).
  2. Entfernen Sie überschüssige Flüssigkeit mit einem Standard-Kunststoff-Pasteurpipette.
  3. Tipp den Löffel senkrecht fast berühren das Filterpapier des Choppers (2B) und Drop-off den Hippocampus vom Löffel, durch schnelles Berühren des Filterpapier bewegen Sie dann wieder den Löffel.
  4. Richten Sie den Hippocampus und schneiden Sie es quer bis 400 um mit dem Chopper (siehe Abbildung 2C für Ausrichtung des HippocampusEiter gegenüber der Rasierklinge). Gesetz so schnell wie möglich.
  5. Entfernen Sie das Filterpapier mit den in Scheiben geschnittenen Hippocampus und wickeln Sie es um den Metallzylinder zu verbreiten die Scheiben ein wenig. Dann geben sie die Scheiben mit Sprays von ACSF mit einem Standard-Kunststoff-Pasteurpipette und sammeln sie in einer Petrischale mit kaltem ACSF gefüllt.

7. Inkubation von Slices im Interface

  1. Wählen Scheiben mit einem Standard-Kunststoff-Pasteurpipette und schnell legen Sie sie in der Aufnahme Kammer. Scheiben von der Dissektion Trauma direkt in der Aufnahme Kammer erholen, in der Schnittstelle bei 28 ° C
  2. Die Scheibe wird höchstwahrscheinlich Waschbecken. Senken Sie den Füllstand, die Slice-Level zu erreichen, und dann heben Sie es, um es zu schweben.
  3. Drehen Sie die Scheibe in der richtigen Position, während das Absenken. Slices sind immer in der gleichen Weise, um die Positionierung der Elektroden (2 anregenden und eine Aufnahme-Elektroden) in der CA1-Region zu erleichtern orientiert.
  4. Stoppen Sie, wenndie Flüssigkeit ist in-Schnittstelle. A "Meniskus" der Medien auf der Scheibe ist, das einen ausreichenden Grad von Medien. Die Netto-Filter muss mit Medien gesättigt, aber nicht vollständig untergetaucht.
  5. Halten Sie die Kammer mit Filterpapier über den perforierten Deckel platziert abgedeckt.
  6. Lassen Sie die Scheibe Rest für mindestens 1,5 h bei 28 ° C.

8. Aufnahme der synaptischen Antworten

  1. Aufnahme-Elektrode: Glaskapillaren gezogen werden, um eine Spitze von 2-5 MOhm Widerstand zu erhalten, wenn sie mit ACSF gefüllt. Ein kleines Stück Filterpapier wird auf der Spitze der Elektrode angeordnet und Knochenwachs wird an dem Ende, um Kondensation zu verringern aufgebracht. Stimulierenden Elektroden: Platin-Iridium-Cluster bipolaren Elektroden mit einer 12,5 Mikrometer Durchmesser von FHC (USA) erworben. Mit der richtigen Pflege kann jede Elektrode mindestens 30 mal (Abbildung 1B) verwendet werden.
  2. Positionieren Sie die Elektroden in das Stratum radiatum der CA1-Region, gesäumt alle Elektrodenbis (3A). Elektroden 75 bis 150 um unter der Oberfläche der Scheibe mit Narishige Mikromanipulatoren abgesenkt. Die beiden stimulierenden Elektroden gesetzt werden, um zwei unterschiedliche Bündel von Schaffer Kollateralen stimulieren. Wenn die Elektroden auf die Scheibe abgesenkt werden Filterpapier sorgfältig rundum, um die Kammer zu schließen platziert.
  3. Zweiphasige Stimulation (0,08 ms Pulsdauer pro Halbwelle) wird bei konstanter Spannung mit einem Grass-Stimulator verbunden SIU-V Isolierung Einheiten durchgeführt. Maximal Reaktion durch Erhöhung Reizstärke von 2 V bis maximal 12 V Feld EPSPs 1000 mal mit einer WPI ISO-Verstärker 80 verstärkt und gefiltert bei 10 Hz und 10 kHz überprüft. Das Signal wird dann an einen PC durch ein National Instrument A / D-Wandler gesendet. Stimulation, Datenerfassung und Analyse werden unter Verwendung des WinLTP Programm ( www.winltp.com ). Feld EPSPs bei 40% der maximalen Amplitude erhalten in einem Eingangs-out aufgezeichnetKurve setzen. Für jede Scheibe, werden die fEPSP Pisten gegen die mittlere Steigung über die 30 min vor LTP Induktion normalisiert.
  4. LTP durch Anlegen einer einzigen Folge von Stimulationsimpulsen (100 Hz) auf Prüfkraft auf einen Weg, während die zweite Bahn dient als Kontrolle ausgelöst.

9. Reinigung des Setup

  1. Spülen all die Schaltung mit einer 3% igen Lösung von Wasserstoffperoxid (H 2 O 2) für mindestens 10 min, dann abtropfen. Die Schaltung wird sorgfältig mit destilliertem Wasser werden vor Beginn eines jeden Versuchs gespült. Die Verwendung von H 2 O 2 ist nicht zwingend erforderlich, da andere Labore nur destilliertes Wasser verwenden für die Reinigung, aber wir haben die Ablagerung von dunklen Rückstände im Schlauchsystem bemerkt, wenn nur mit Wasser.
  2. Ersetzen Wasser im Wasserbad unter der Aufnahme Kammer.
  3. Bath die stimulierenden Elektroden Tipps in Alkohol für 5 min.

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Ergebnisse

Diese Methode wurde verwendet, um die Eigenschaften von langlebigen Langzeit-Potenzierung im Hippocampus von akuten Erwachsenen C57BL/6J-Mäusen (JANVIER SAS, Frankreich) 14 induziert analysieren. Überraschenderweise hat die Verbesserung der experimentellen Bedingungen zu einer neuen Sichtweise auf LTP geführt. Wir zeigten, dass lang anhaltende Erhöhung der synaptischen Stärke nicht verlangen, die Synthese neuer Proteine.

Hier zeigen wir, dass LTP Induktion auf Scheiben Lebensfähig...

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Diskussion

Wir haben in unserem Labor ein Protokoll aus der Kombination von Methoden entwickelt und eingesetzt von anderen Laboratorien mit einem großen Know-how in LTP Aufnahmen 11,17 entwickelt. Dieses Protokoll wird zur adulten Maus Hippocampus angepasst und kann bei Tieren jeden Alters und jeder Genotyp Hintergrund verwendet werden. Es ermöglicht auch die Analyse von LTP in transgenen Mäusen Entwicklung neurodegenerativer Erkrankungen wie Alzheimer-Krankheit 18,19.

Die Verwend...

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Offenlegungen

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Danksagungen

Wir danken Bernard Foucart für technische Unterstützung. Diese Arbeit wurde von der belgischen Fonds für wissenschaftliche Forschung (FRS-FNRS) und von der Königin Elisabeth Fonds für medizinische Forschung unterstützt. Agnès Villers ist Research Fellow an der belgischen Fonds für wissenschaftliche Forschung.

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Materialien

Instrument
Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Reagenz/Material
NaClSigma - AldrichS7653
NaHCO3Sigma - AldrichS8875
KClSigma - AldrichP9333
D-GlukoseSigma - AldrichG7528
NaH2PO4 Sigma - AldrichS9638
MgSO4 1MSigma - Aldrich63126
CaCl2Sigma - AldrichC4901
CarbogenAir Liquide (Belgien)
KapillarenWPI, Inc. (UK)TW150-4
Stimulierende ElektrodenFHC (USA)CE2B30
Chirurgische InstrumenteFST (Deutschland)
Filterpapier 84 g/m2SartoriusFT-3-105-110
MeshLycra15 den
GlueUHUplus endfest300<
AmplifierWPI, Inc. (UK)ISO-80
Schnittstelle AufnahmekammerFST (Deutschland)
SchlauchpumpenGilson (USA)Minipuls 3
TemperaturreglerUniversität Edinburghwww.etcsystem.com
GewebezerkleinererMcLlwain
StimulatorenGrass (USA)S88X + SIU-V
ProgrammanalyseWinLTPwww.winltp.com
MikromanipulatorenNarishigeMM-3 und MMO-220A
OperationsmikroskopLeica Microsystem
A/D-WandlerNational InstrumentsNIPCI-6229 M-Serie
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Referenzen

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