Fettgewebe (AT) ist ein Ort der intensiven Immunzellaktivierung und Interaktion. Fast alle Zellen des Immunsystems sind in AT und ihre Verhältnisse werden durch Fettleibigkeit verändert. Proper Isolierung, Quantifizierung und Charakterisierung von AT Immunzellpopulationen sind entscheidend für das Verständnis ihrer Rolle in immunometabolic Krankheit.
Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die Entdeckung erhöht Makrophageninfiltration im Fettgewebe (AT) von übergewichtigen Nagern und Menschen hat zu einer Intensivierung des Interesses an Immunzellen Beitrag zur lokalen und systemischen Insulinresistenz geführt. Isolierung und Quantifizierung der verschiedenen Immunzellpopulationen in schlanken und adipösen AT ist heute ein häufig genutzt Technik in immunometabolism Laboratorien; noch extremer Sorgfalt muss sowohl in Stromazellen vascular cell Isolation und in der Durchflusszytometrie-Analyse gemacht werden, so dass die erhaltenen Daten zuverlässig und interpretierbar ist . In diesem Video zeigen wir, wie man Hackfleisch, verdauen, und zu isolieren, das Immunsystem Zellen angereicherte Stromazellen vaskulären Fraktion. Anschließend zeigen wir, wie man Antikörper Label Makrophagen und T-Lymphozyten und wie man richtig Tor auf sie in der Durchflusszytometrie Experimente. Repräsentative Durchflusszytometrie Plots aus fettarm-fed schlank und fettreichen-fed fettleibigen Mäusen vorgesehen sind. Ein wichtiges Element dieser Analyse ist die Verwendung von Antikörpern, die zu tunfluoresziert nicht in Kanälen, in denen AT Makrophagen sind natürlich autofluoreszierenden, sowie die Verwendung der richtigen Kompensation Kontrollen.
Einleitung
Historisch ist das Fettgewebe (AT) als inertes Organ Lipidspeicherung, die expandiert und kontrahiert in Reaktion auf Energiebilanz betrachtet. Wir verstehen jetzt, dass bei einem dynamischen endokrine Organ, das aktiv sondert eine Reihe von Hormonen, die direkten Einfluss auf das Fressverhalten und systemische Glukosehomöostase darstellt. Darüber hinaus in den letzten zehn Jahren hat es eine zunehmende Wertschätzung für die zahlreichen Populationen von Immunzellen mit Wohnsitz in der AT Stromazellen vaskulären Fraktion (SVF), sowie ihren Beitrag zur AT-Homöostase.
Die Fähigkeit, die AT Adipozyten und SVF Verwendung einer Kollagenase-Verdau trennen gefolgt durch differentielle Zentrifugation wurde zuerst von Rodbell 1964 1 beschrieben. Collagenase II wird am häufigsten für Adipozyten und SVF Trennung aufgrund von Wartungsarbeiten von Adipozyten Insulin-Rezeptoren 1 verwendet. Schon früh, enzymatische Fraktionierung von AT wurde in erster Linie eingesetzt, um adipo studierenCyte Stoffwechsel und Präadipozyten zu isolieren. In jüngerer Zeit hat diese Technik, mit der weit verbreiteten Verfügbarkeit von Durchflusszytometern und der ständig steigenden Anzahl von kommerziell erhältlichen fluorophorkonjugierten Antikörper kombiniert, die Charakterisierung von AT Immunzellen erleichtert.
Obwohl die Anwesenheit von Immunzellen im entzündeten AT hatte zuvor 2 beschrieben, die bahnbrechenden Arbeiten von Weisberg et al. und Xu et al. veröffentlicht im Jahr 2003 waren die ersten, die Anhäufung von AT Makrophagen (ATMs) in Fettleibigkeit, die inflammatorische Zytokine sezernieren und korrelieren mit AT-spezifische und systemische Insulinresistenz 3,4 dokumentieren. Diese Beobachtungen diente als Grundlage für ein neues Forschungsfeld vor kurzem geprägt, "immunometabolism", 5 und wurden von Studien implizieren verschiedene Immunzellen Bevölkerungsgruppen, einschließlich dendritischen Zellen 6, 7 Mastzellen, T-Zellen 8 gefolgt -10, B-Zellen 11, 12 NKT-Zellen, Eosinophile 13 und Neutrophilen 14,15 in der Entwicklung von Adipositas Insulinresistenz.
Das Ziel dieses Artikels ist es, eine detaillierte Beschreibung der Kollagenase Digest Technik verwendet, um Zellen des AT SVF zu isolieren und zu charakterisieren Geldautomaten und AT T-Zellen über Durchflusszytometrie bieten. Dieses Protokoll wurde für Maus optimiert wurde AT, aber die Zuschauer können von der Lektüre einen ausgezeichneten Artikel bieten umfangreiche Detail auf die Optimierung dieser Technik für den menschlichen AT 16 profitieren. Die Zielgruppe dieses Artikels enthält Ermittler mit begrenzter Erfahrung im Umgang mit Maus und AT Durchführung Durchflusszytometrie. Mehrere praktische Überlegungen zum Ausgleich zellulären Ertrag und Rentabilität mit Zeit und Ressourcen sowie eine optimale Durchflusszytometrie Kontrollen zur Charakterisierung AT Immunzellpopulationen vorgestellt. Zusätzlich zu unserem Protokoll werden die Leser referred einer aktuellen JoVE Artikel von Basu et al. für eine ausgezeichnete Diskussion über einige der technischen Aspekte der Durchflusszytometrie, um eine ordnungsgemäße Kontrollen und Kompensationen 17 umfassen.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Protokoll
1. Reagenzien und Zubehör
Vor Beginn dieses experimentelle Protokoll, bereiten Sie die folgenden Reagenzien:
- 70% Ethanol
- 1X PBS
- 1X DPBS (ohne Ca und Mg) mit 0,5% BSA ergänzt
- FACS-Puffer: 1X DPBS (ohne Ca und Mg), 2 mM EDTA und 1% FCS
- ACK-Puffer: 150 mM NH 4 Cl, 10 mM KHCO 3 und 0,1 mM Na 2 EDTA in Wasser
2. Ernte und Herstellung von Fettgewebe
- Euthanize Mäusen nach IACUC genehmigten Modalitäten der einzelnen Institution.
- Gründlich benetzen das Fell mit 70% Ethanol.
- Einen Einschnitt auf der Ebene des Xiphoidbasis (unterer Teil des Brustbeins) und öffnen Sie die Brusthöhle, um das Herz aussetzen, kümmert sich nicht um irgendwelche großen Blutgefäße durchtrennen.
Hinweis: An dieser Stelle ist es auch hilfreich, um die Membran intakt lassen so viel wiemöglich und eine Kerbe geschnitten aus der rechten Seite des Brustkorbs, um Blut zu ermöglichen und Perfusat zu fließen aus der Brusthöhle.
- Befestigen Sie den rechten Vorhof, um Blut zu ermöglichen und um das Perfusat Kreislaufsystem zu entkommen.
Hinweis: Beim Umgang mit übergewichtigen Mäusen, überschüssige pericardial AT müssen entfernt werden, um Zugang zum Herzen zu ermöglichen.
- Fassen Sie das Herz mit einer Pinzette vorsichtig und legen Sie eine Nadel in die linke Herzkammer durch den Scheitelpunkt. Langsam versorgen die Maus mit 15 ml sterilem PBS.
Hinweis: Reduzieren Sie die Anzahl der Perfusion, wenn die Lunge zu füllen und zu erweitern beginnen.
- Öffnen Sie die Bauchhöhle und entfernen Sie die perigonadal Fettpolster mit Sorgfalt, um alle gonadal Gewebe zu vermeiden.
- Zeigen Fettpolster in ein Wiegeschiffchen auf Eis mit 2 ml 1X DPBS (ohne Mg oder Ca) mit 0,5% BSA ergänzt, und zerkleinern das AT in feine Stücke.
Hinweis: Begrenzen Sie die Menge von AT pro wiegen Boot bis 1,2 g. Wenn die Menge von mehr als 1,2 g, teilen sie gleichmäßig zwischen zwei Booten wiegen.
- Halten AT Proben auf Eis und bereiten 3 ml Kollagenase Abbaulösung pro AT Probe, bestehend aus 1X DPBS mit 0,5% BSA, 10 mM CaCl 2 und 4 mg / ml Collagenase Typ II ergänzt.
3. Kollagenaseverdau
- Übertragen AT bis 50 ml konische Röhrchen, indem die Homogenat und Spülen das Boot mit 1 ml DPBS (0,5% BSA) und 3 ml Collagenase II Abbaulösung wiegen.
- Inkubieren bei Homogenat in einer Rotationsrichtung Schüttler (200 Upm) bei 37 ° C für 20 min.
- 10 ml DPBS (0,5% BSA) auf konische Röhrchen und auf Eis.
- Man reibt Homogenat mehrmals mit einer serologischen Pipette 10 ml, und übergeben Zellsuspensionen durch 100 um-Filter in einer neuen 50 ml konischen Röhrchen.
- Zentrifuge Zellsuspension bei 500 g für 10 min bei 4 & dz. B., C.
- Dekantieren Überstand und resuspendieren SVF Zellpellet in 3 ml ACK-Puffer zur Lyse verunreinigen Erythrozyten.
- In 12 ml FACS-Puffer und Zentrifuge Zellsuspension bei 500 × g für 10 min bei 4 ° C.
- Dekantieren Überstand und resuspendieren SVF Zellpellet in FACS-Puffer.
Hinweis: Verwenden Sie die Größe des Zellpellets als Leitfaden für wie viel FACS Puffer resuspendieren in. Wenn das Zellpellet bedeckt den Boden des 50 ml konischen Röhrchen, verwenden 0,5-1 ml FACS-Puffer, andernfalls in 0,25-0,5 resuspendieren ml.
- Proben auf Eis stellen und bereiten 1:10 Verdünnung Aliquots jeder Probe zur Zellzählung durch Mischen von 40 ul FACS-Puffer, 50 ul Trypanblau-Lösung (0,2%), und 10 ul Zellsuspension.
- Anzahl lebensfähiger Zellen basierend auf Trypanblauausschluß und verdünnte Zellsuspensionen zu einer Endkonzentration von 5-10 x 10 6 Zellen / ml.
4. Die Färbung der Zelloberflächenantigene
- In anti-Maus CD16/CD32 Antikörper (Fc-Block) auf eine Endkonzentration von 0,5-1 ug/10 6 Zellen und Inkubation auf Eis für 10 min.
- Transfer-Proben (≥ 10 6 Zellen) bis 12 x 75 mm Polystyrol Rundbodengefäße. Bereiten getrennten Röhren, wenn die Analyse Geldautomaten und T-Zellen, und kombinieren Sie zusätzliche Zellen, um eine ausreichende Anzahl von Rohren vorzubereiten, um die erforderlichen Ausgleichs-und modifizierten Fluoreszenz minus eins (FMO) Kontrollen unterzubringen.
Hinweis: Als ein Beispiel, bei der Quantifizierung des Anteils von Geldautomaten auf F4/80 und CD11b, die folgende Vergütung und FMO Kontrollen basieren, müssen vorbereitet werden:
- Unstained (Zellen)
- DAPI oder Propidiumiodid (PI) einzigen Fleck (Zellen, fügen Sie nicht Lebensfähigkeit Farbstoff bis Schritt 5.1)
- F4/80 APC einzigen Fleck (Zellen oder Entschädigung Perlen)
- CD11b FITC einzigen Fleck (Zellen oderEntschädigung Perlen)
- FMO 1 (Zellen): Ratte IgG2a κ Isotypenkontrolle APC + CD11b FITC + Lebensfähigkeit Farbstoff (aufgenommen bei Schritt 5.1)
- FMO 2 (Zellen): F4/80 APC + Ratte IgG2b κ Isotypenkontrolle FITC + Lebensfähigkeit Farbstoff (aufgenommen bei Schritt 5.1)
- In fluorophorkonjugierten Primärantikörper und / oder Isotypkontrollen in der entsprechenden Konzentration (siehe Tabelle von Reagenzien und Materialien).
- Schützen Proben aus Licht und Inkubation bei 4 ° C für 30 min.
- 2 ml FACS-Puffer und Zentrifuge Zellsuspension bei 500 xg für 5 Minuten bei 4 ° C.
- Dekantieren Überstand und resuspendieren SVF Zellpellet in 2 ml FACS-Puffer.
- Zentrifuge Zellsuspension 500 xg für 5 min bei 4 ° C und resuspendieren SVF Zellpellet in ≥ 400 ul FACS-Puffer.
- Übertragen Proben bis 12 x 75 mm Polystyrol Rundbodengefäße mit einer 35 um Zellsieb tube tops ausgestattet.
- Vor Licht und Aufbewahrung der Probe bei 4 ° C bis FACS-Analyse.
Hinweis: Für optimale Ergebnisse sollte immeadiately Zellen analysiert werden, jedoch FACS-Analyse mit diesem Protokoll wurde erfolgreich auf markierten Zellen in FACS-Puffer gespeichert 1-2 h durchgeführt bei 4 ° C. Wenn Zellen, die an Lagerzeit zu erhöhen, dann können markierten Zellen mit 2% Paraformaldehyd bei 4 ° C für 24 Stunden vor der FACS-Analyse fixiert werden. Antikörper Unternehmen deuten darauf hin, dass für die markierten Zellen gespeichert werden können bis zu einer Woche, aber dies nicht im Rahmen dieses Verfahrens geprüft.
5. FACS-Analyse
- Vor FACS Analyse hinzuzufügen Lebensfähigkeit Farbstoff und entsprechende Kontrollen für Live / Dead Zelldiskriminierung ermöglichen.
Hinweis: Zahlreiche Lebensfähigkeit Farbstoffe sind im Handel erhältlich, aber DAPI und PI empfohlen je nach Anregung / Emission Prof.iles der Fluorophor-konjugierten Antikörpern verwendet wird. DAPI und Propidiumiodid werden zu jeder Probe in einer Endkonzentration von 0,2 mg / ml zugegeben.
- Verwenden Sie einen ungefärbten negativen Kontrollprobe, vorzugsweise Zellen aus dem gleichen Gewebe wie die experimentellen Proben isoliert, um Seitwärtsstreuung (SSC) und Forward Scatter (FSC) so einstellen, dass die Zell-Population (n) von Interesse auf der Skala sind.
Hinweis: Für die Analyse von AT SVF Zellen, es wird empfohlen, dass SSC in einer logarithmischen Skala gegen FSC in einer linearen Skala angezeigt werden. Die Verwendung einer logarithmischen Skala für SSC ist besonders wichtig bei der Analyse von ATMs, die oft sehr groß und Granulat.
- Zeichnen Sie eine erste Lichtstreuung Tor von der Art der Zelle (n), die analysiert basierend, und stellen Sie den Photomultiplier (PMT) gewinnen, so dass die ungefärbte Zellen auf der anderen von einem einzigen Parameter-Histogramm nach links (etwa auf 10 2 zentriert) sind für die entsprechenden Kanäle.
Hinweis: Es wird empfohlen, Lymphozyten und Makrophagen (oder anderen myeloischen Zellen) gesondert aufgrund von Unterschieden in Autofluoreszenz analysiert werden.
- Benutzen gefärbten Kontrollen oder Antikörper-Einfang Entschädigung Perlen Multi-Color-Kompensation durchzuführen.
Hinweis: Die Verwendung der Entschädigung Perlen wird empfohlen, jedoch Verträglichkeit jedes Antikörpers muss gewährleistet sein. Zum Beispiel kann eine Entschädigung Perlen nicht mit Kaninchen-Antikörper, in welchem Fall isolierten Zellen erforderlich ist, um eine angemessene Kontrolle einzigen Fleck erhalten werden Kreuzreaktion.
- Set experimentellen Toren auf modifizierten FMO Kontrollen.
- Stellen Sie die Durchflusszytometer, die entsprechende Anzahl von Ereignissen über die Prävalenz der Bevölkerung von Interesse basierend sammeln und aufzuzeichnen experimentellen Daten.
- Export FCS-Dateien für die Offline-Analyse. Es gibt zahlreiche Programme für Durchfluss cytometry Datenanalyse. Wir empfehlen Cytobank, eine web-basierte Plattform, die investigatores zu speichern und zu analysieren und erzeugen Bilder von jedem Computer mit Internet-Zugang 18 erlaubt. Darüber hinaus bietet Cytobank die Fähigkeit, Daten öffentlich zugänglich sind oder der Zugriff auf Mitarbeiter.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Ergebnisse
Collagenase Verdauung von AT durch differentielle Zentrifugation wurde die SVF von Nebenhoden Fettpolster männlichen C57BL/6J-Mäusen isolieren zugeführt einer fettarmen (10% kcal aus Fett) oder hohen Fett (60% kcal aus Fett) Ernährung (LFD und HFD , jeweils) für 16 Wochen. Zellen des SVF wurden dann mit einem Fluorophor konjugiert primären Antikörpern markiert, um den Anteil von lebensfähigen Geldautomaten (1) und T-Zellen (2) über FACS-Analyse quantifiziert. Initial Gating, einschließl...
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Diskussion
Das zunehmende Interesse an der Rolle des Immunsystems in den metabolischen Konsequenzen der Adipositas hat die weit verbreitete Verwendung von Durchflusszytometrie, um Immunzellen des AT charakterisieren geführt. Obwohl die genaue Protokoll zwischen den Labors auf ihre eigene Erfahrung und die Ausstattung variieren, bezogen wird, sind die kritischen Schritte Kollagenaseverdau, differentielle Zentrifugation und Zelloberflächenantigen Kennzeichnung. Das Ziel des vorliegenden Artikels ist es, ein detailliertes Protokoll u...
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Offenlegungen
Wir haben nichts zu offenbaren.
Danksagungen
JSO durch ein NIH Ruth L. Kirschstein NRSA (F32 DK091040) unterstützt wird, ist AK durch ein Postdoc-Stipendium von der American Diabetes Association (7-10-MI-05) unterstützt und wird durch einen AHH American Heart Association Gegründet Investigator Awards unterstützt (12EIA8270000). Durchflusszytometrie Experimente wurden in der VMC Durchflusszytometrie Shared Resource durchgeführt. Der VMC Durchflusszytometrie Shared Resource wird von der Vanderbilt Digestive Disease Research Center (DK058404) unterstützt.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| DPBS (ohne Ca oder Mg) 10 x 500 ml | Life Technologies | 14190-250 | |
| DAPI | Life Technologies | D3571 | |
| BSA | Sigma | A2153-100G | |
| Kollagenase | Sigma | C6885-5G | |
| Propidiumiodidlösung | Sigma | P4864-10 ml | |
| stabiler Stapel 20 Mikroliter | Rainin | SS-L10 | |
| 20 Mikroliter Filterspitzen | Rainin | SRL10F | |
| stabiler Stack 250 Mikroliter | Spitzen Rainin | SS-L250 | |
| 1000 Mikroliter | Spitzen Rainin | GPS-L1000 | |
| 1000 Mikroliter Filterspitzen | Rainin | GP-L1000F | |
| 250 Mikroliter Filterspitzen | Rainin | SR-L200F | |
| FC Block | BD Biosciences | 553142 | |
| Fisher 100mn Siebe | Fisherbrand | 22-363-549 | |
| mittelschwere Schale | Fisherbrand | 02-202B | |
| Aluminiumfolie | Fisherbrand | 1213100 | |
| Hackschere | Fisherbrand | 089531B | |
| Vortex | Fisherbrand | 2215365 | |
| 50 ml konische Röhrchen | BD Falcon | 14-959-49A | |
| Filteraufsatz FACS Röhrchen | BD Falcon | 352235 | |
| 10 ml Pipettenkoffer 200 | BD Falcon | 1367520 | |
| Röhrchen mit rundem Boden | BD Falcon | 352058 | |
| ml Spritze | BD Falcon | 309646 | |
| V Bodenplatten | Costar | 07-200-107 | |
| Transferbirgpipette | Thermo Scientific | 13-711-22 | |
| Schüttler | Thermo Scientific | 11 676 071 | |
| Klebematte | Thermo Scientific | 1368750 | |
| Zellkulturzentrifuge | Sorvall | 75253839 | |
| Adapter | Sorvall | 75003723 | |
| Ratte Anti-Maus CD16/CD32 | BD Biosciences | 553142 | Konzentration: 0,5 - 1 μ g/ 106 Zellen |
| Ratte Anti-Maus F4/80 | eBioscience | 17-4801 | Fluorophor-Konjugat: APC Konzentration: 0,2 μ g/ 106 Zellen Isotyp-Kontrollnummer: 17-4321 |
| Ratten-Anti-Maus-CD11b | eBioscience | 11-0112 | Fluorophor-Konjugat: FITC Konzentration: 0,5 μ g/ 106 Zellen Isotyp-Kontrollkatalognummer: 11/1/4031 |
| Armenischer Hamster Anti-Maus CD11c | eBioscience | 12-0114 | Fluorophor-Konjugat: PE Konzentration: 0,8 μ g/ 106 Zellen Isotyp-Kontrollkatalognummer: Dec-88 |
| Ziegen-Anti-Maus MGL1/2 | R& D Systems | FAB4297P | Fluorophor-Konjugat: PE Konzentration: 0,1 μ g/ 106 Zellen Isotyp-Kontroll-Katalognummer: IC108P |
| Ziegen-Anti-Maus CD206 | R& D Systems | FAB2535P | Fluorophor-Konjugat: PE Konzentration: 0,1 μ g/ 106 Zellen Katalognummer der Isotyp-Kontrolle: IC108P |
| Ratte Anti-Maus CCR2 | R& D Systems | FAB5538P | Fluorophor-Konjugat: PE Konzentration: 0,1 μ g/ 106 Zellen Isotyp-Kontroll-Katalognummer: IC013P |
| Armenischer Hamster Anti-Maus TCRβ | BD Biosciences | 553174 | Fluorophor-Konjugat: APC Konzentration: 0,2 μ g/ 106 Zellen Isotyp-Kontrollnummer: 553956 |
| Ratten-Anti-Maus CD8a | BD Biosciences | 552877 | Fluorophor-Konjugat: PE-Cy7 Konzentration: 0,8 μ g/ 106 Zellen Isotyp-Kontroll-Katalognummer: 552784 |
| Ratte Anti-Maus CD4 | BD Biosciences | 557956 | Fluorophor-Konjugat: Alexa Fluor 700 Konzentration: 0,2 μ g/ 106 Zellen Katalognummer der Isotyp-Kontrolle: 557963 |
Tabelle 1. Liste der Materialien und Reagenzien. |
Referenzen
- Rodbell, M. Metabolism of Isolated Fat Cells. I. Effects of Hormones on Glucose Metabolism and Lipolysis. The Journal of Biological Chemistry. 239, 375-380 (1964).
- Danse, L. H., Verschuren, P. M. Fish oil-induced yellow fat disease in rats. III. Lipolysis in affected adipose tissue. Veterinary Pathology. 15, 544-548 (1978).
- Weisberg, S. P., et al. Obesity is associated with macrophage accumulation in adipose tissue. The Journal of Clinical Investigation. 112, 1796-1808 (2003).
- Xu, H., et al. Chronic inflammation in fat plays a crucial role in the development of obesity-related insulin resistance. The Journal of Clinical Investigation. 112, 1821-1830 (2003).
- Mathis, D., Shoelson, S. E. Immunometabolism: an emerging frontier. Nature Reviews. Immunology. 11, 81(2011).
- Stefanovic-Racic, M., et al. Dendritic cells promote macrophage infiltration and comprise a substantial proportion of obesity-associated increases in CD11c+ cells in adipose tissue and liver. Diabetes. 61, 2330-2339 (2012).
- Liu, J., et al. Genetic deficiency and pharmacological stabilization of mast cells reduce diet-induced obesity and diabetes in mice. Nature Medicine. 15, 940-945 (2009).
- Feuerer, M., et al. Lean, but not obese, fat is enriched for a unique population of regulatory T cells that affect metabolic parameters. Nature Medicine. 15, 930-939 (2009).
- Nishimura, S., et al. CD8+ effector T cells contribute to macrophage recruitment and adipose tissue inflammation in obesity. Nature Medicine. 15, 914-920 (2009).
- Winer, S., et al. Normalization of obesity-associated insulin resistance through immunotherapy. Nature Medicine. 15, 921-929 (2009).
- Winer, D. A., et al. B cells promote insulin resistance through modulation of T cells and production of pathogenic IgG antibodies. Nature Medicine. 17, 610-617 (2011).
- Wu, L., et al. Activation of invariant natural killer T cells by lipid excess promotes tissue inflammation, insulin resistance, and hepatic steatosis in obese mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109. , 1143-1152 (2012).
- Wu, D., et al. Eosinophils sustain adipose alternatively activated macrophages associated with glucose homeostasis. Science. 332, 243-247 (2011).
- Elgazar-Carmon, V., Rudich, A., Hadad, N., Levy, R. Neutrophils transiently infiltrate intra-abdominal fat early in the course of high-fat feeding. Journal of Lipid Research. 49, 1894-1903 (2008).
- Talukdar, S., et al. Neutrophils mediate insulin resistance in mice fed a high-fat diet through secreted elastase. Nature Medicine. 18, 1407-1412 (2012).
- Hagman, D. K., et al. Characterizing and quantifying leukocyte populations in human adipose tissue: impact of enzymatic tissue processing. Journal of Immunological Methods. 386, 50-59 (2012).
- Basu, S., Campbell, H. M., Dittel, B. N., Ray, A. Purification of specific cell population by fluorescence activated cell sorting (FACS). J. Vis. Exp. (41), e1546(2010).
- Kotecha, N., Krutzik, P. O., Irish, J. M. Web-based analysis and publication of flow cytometry experiments. Current Protocols in Cytometry. Chapter 10, Unit 10(2010).
- Cho, C. H., et al. Angiogenic role of LYVE-1-positive macrophages in adipose tissue. Circulation Research. 100, e47-e57 (2007).
- Roederer, M. Spectral compensation for flow cytometry: visualization artifacts, limitations, and caveats. Cytometry. 45, 194-205 (2001).
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Nachdrucke und Genehmigungen
