Eine innovative Methode zur Quantifizierung und Exosom Size Measurement

Die genaue Funktion des zirkulierenden Exosomen blieb lange Zeit unbekannt. Selbst jetzt der vollständige Pfad Mechanismus Exosomen ist nicht vollständig geklärt. Seit Exosomen tragen Antigene, Proteine ​​und RNA (mRNA und miRNA), die sie bezieht sich auf ihre elterlichen Ursprungszelle, ihre Funktion als Zell-Zell-Signalgeber wurde vor allem im Vordergrund.

Viele unterschiedliche Verfahren werden in der Literatur für die Isolierung und quantitativen Nachweis von Exosomen ^1,2 beschrieben. Jedoch keinen Konsens über eine "Goldstandard" erreicht wurde. Inzwischen ist die Mehrheit der Wissenschaftler auf dem Gebiet der Forschung tätig Exosom einig, dass eine konsistente Methode der Isolation ist sehr gerechtfertigt, um ein höheres Maß an Vergleichbarkeit zwischen verschiedenen Berichten und Studien zu erzielen.

Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) ist die häufigste und verbreitet Werkzeug zur Analyse exosome ^3. FACS hat die beneFit, die über Fluoreszenzmarkierung, Zellen verschiedener Herkunft kann in einem Schritt verglichen werden. Die Hauptnachteile FACS sind, dass dieses Verfahren nicht empfindlich genug ist, um Teilchen, die kleiner als 0,5 um ⁴ zu identifizieren, während Exosomen sind im Allgemeinen zwischen 30-120 nm Durchmesser ^5, sogar noch weniger, um ihre Größe zu messen.

Rasterelektronenmikroskopie (SEM) und Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) sind andere Werkzeuge für die Analyse der Partikelgröße und die Morphologie der Exosomen. Sowohl SEM und TEM haben jedoch den Nachteil, dass die Probenvorbereitung ist zeitaufwendig, wobei beide Verfahren beinhalten arbeitsintensive Schritte, und jeder hat ein gewisses Risiko einer Artefakterzeugung. Beide Verfahren sind für einen hohen Probendurchsatz und Charakterisierung von mehreren tausend Einzelpartikeln einer Probe. Darüber hinaus, um eine quantitative Analyse der klinischen Alltag, wo Proben oft gleichzeitig oder zumindest in einem sehr kurzen Zeitraum analysiert werdenschwierig durchzuführen. Techniken der neuen Generation jetzt können wir Exosomen ohne vorherige intensive Vorbereitungsarbeiten (zB Umwelt SEM) analysiert. Die modernen Techniken sind immer noch für die Analyse von großen Volumen Suspensionen, die Exosomen, ihre durchschnittliche Anzahl und Größenverteilung ⁶ bestimmen eher unbequem.

Ein weiteres hochempfindliche Methode zur Visualisierung und Analyse von Exosomen ist Nanopartikel-Tracking-Analyse (NTA). Dieses Verfahren nutzt den Vorteil von zwei unterschiedlichen physikalischen Prinzipien. Zunächst werden Teilchen, die durch das Licht gestreut, wenn sie mit einem Laserstrahl bestrahlt werden erkannt. Das zweite Phänomen ist als Brownsche Bewegung bekannt, wonach die Diffusion verschiedener Partikel in einer flüssigen Suspension ist umgekehrt proportional zu ihrer Größe. Im letzteren Fall hängt die Bewegung auch von der Temperatur und der Viskosität der Flüssigkeit. Dennoch ist diese Rate direkt an Partikelgröße bezogen und wird von NTA verwendet. Über Software-basierte Analyse, digitale Bilder von Streulicht aus einzelnen Teilchen werden aufgezeichnet. Grundstreulichtflecken und ihre Bewegungsgeschwindigkeit liefern die Daten, die die Bestimmung der Gesamtpartikelanzahl und Größenverteilung zu erleichtern. Diese Technik ist besonders leistungsfähig für die Analyse von Teilchen mit einem mittleren Durchmesser von weniger als 100 nm.

Die Größe und Konzentrationsmessungen mit dem Zetaview Brownsche Bewegung und Elektrophorese Videoanalyse-Mikroskop durchgeführt. Dies ist ein halbautomatisches Tischnanopartikelanalysegerät für flüssige Proben (im folgenden als der Partikelverfolgungsinstrument bezeichnet). Es besteht aus der Partikelbewegung Analysator sowie einen Laptop mit der für die Datenanalyse verwendet Software. Heterogenen biologischen Proben sind für dieses Verfahren geeignet als homogener Suspensionen von anorganischen Partikeln. Ein Laserstreuung-Mikroskop mit einer Videokamera zur Erfassung von Teilchen und für die Obse verwendetrvation ihrer Bewegung. Während die Mikroskopachse horizontal ist und in den Zellkanal mit einer Suspension, die Exosomen gefüllt fokussiert, wird der Laserstrahl vertikal ausgerichtet. Die Teilchen, die durch die Laserlichtstreuung, die unter 90 ° von einer digitalen Videokamera über die Mikroskop (siehe Abbildung 1) bestrahlt wird. Die Intensität des gestreuten Lichts ermöglicht die Beobachtung der Teilchen größer 60 nm Durchmesser. In einer solchen Einstellung wird die Helligkeit eines Teilchens ist nicht die einzige Indikation der Partikelgröße. Wenn kein elektrisches Feld angelegt wird, nur Teilchenbewegung folgt Brownsche Bewegung und kann als Indikator für die Berechnung der Teilchengröße dienen. Jedoch ist das Gerät auch in der Lage, das Anlegen eines elektrischen Feldes über dem Zellenkanal. Wenn zu diesem Feld ausgesetzt wird, das Potential, Polarität und das Niveau der Ionenladung der suspendierten Exosomen werden weitere Determinanten für die Richtung der Bewegung an. Geschwindigkeit und Richtung ergeben eine elektrophoretische mokeit Histogramm.

Während der Suche nach einer optimalen Methode isoliert Exosomen analysieren ist ein Problem, liegt ein weiterer in der wirksamen Isolierung von Exosomen aus unterschiedlichen Medien, wie etwa Blut, Aszites, Urin, Milch, Fruchtwasser oder Zellmedien. Verschiedene Methoden wurden bisher die basieren beschrieben, auf Ultrazentrifuge ^1, industrielle Trennung Reagenzien (wie Exoquick) ^7, magnetische Kügelchen für Antigen Einsatz Trennung ⁸ oder Ultrafiltration Schritte ^9.

In diesem Protokoll zeigen wir den gesamten Prozess der Exosom Trennung über Ultrazentrifugation und zeigen, wie man die resultierende Exosom enthaltende Suspension über die Partikelverfolgung Instrument analysieren. Besondere Erwägungen für die Analyse von menschlichem Plasma oder Zellkulturmedium abgeleitete Exosomen bereitgestellt.

HINWEIS: Die in dieser Arbeit vorgestellten Experimente wurden von der institutionellen ethischen Vorstand der Universität Düsseldorf zugelassen.

1. Exosom Vorbereitung

1. Vollblut in 3 Zitratröhrchen über Venenpunktion (insgesamt 9 ml). Gießen Sie das Blut in ein 15 ml Falcon-Röhrchen.
2. Zentrifugieren der Probe bei 1500 × g für 20 min bei 4 ° C, um die Trennung von Zellen aus dem Plasma zu initiieren. Den Überstand in ein neues 15 ml Falcon-Röhrchen.
3. Zentrifugieren Sie die Probe bei 2800 g für 20 min bei 4 ° C, um alle Zellen vom Plasma zu entfernen (zellfreie Plasma; GFP). Übertragen Sie die GFP einer Ultrazentrifugation Rohre, 1 ml pro Röhrchen.
4. Zentrifugieren bei 100.000 · g für 90 min bei 4 ° C bis Exosomen abzureichern. Entfernen 900 ul des Überstands. Resuspendieren des Pellets in den verbleibenden 100 ul in der Ultrazentrifuge Rohr. Fügen Sie 900 ul PBS.
5. Zentrifuge erneut bei 100000 × g für 30 min bei 4 ° C. Entfernen 900 Mikroliter supernatant. Resuspendieren Sie das Pellet mit den verbleibenden 100 ul.
6. Transfer von 5 bis 20 & mgr; l Resuspension in 40 ml destilliertem Wasser. Filtern der Suspension durch ein 450 nm Filter, Exosomen von größeren Teilchen zu trennen. Verwenden Sie diese endgültige Suspension zur Partikelmessung.

2. Startvorgang des Tracking-Instrument Particle

1. Starten Sie das Programm durch einen Doppelklick auf die Software-Symbol. Klicken Sie auf die verschiedenen Software-Registerkarten ("Zell Check", "Messung", "Analyse"), um zwischen ihnen in der gesamten Protokoll wechseln.
2. Folgen Sie den Anweisungen auf dem Bildschirm für eine automatisierte Umsetzung der Inbetriebnahme. Wählen Sie die Kontrollkästchen für beide Zellqualitätsprüfung und automatische Ausrichtung.
   HINWEIS: Jeder dieser Schritte kann separat bei Bedarf durch Drücken der Taste (A) oder (B) auf der "Zellkontrolle" Registerkarte wiederholt werden.
3. Öffnen Sie die Eingangs- und Ausgangsanschluss des NTA Instrument und injizieren 10 ml destilliertem Wasser mit einer Spritze in den Zellenkanal durch die Einlaßöffnung. Schließen der Austrittsöffnung, wie die letzte Menge an Wasser eingespritzt wird. Stellen Sie ein Becherglas unter der Austrittsöffnung an Abfalllösung zu sammeln. Stellen Sie sicher, dass die Messzelle ist frei von Luftblasen und keine Spritze Luftblasen in das System. Schließen Sie die Einlassöffnung sofort.
4. Führen Sie die Zelle Qualitätskontrolle, indem Sie auf "OK". Die Software wird die Zellqualität Ergebnisse nach ein paar Sekunden angezeigt.
5. Falls Partikel noch in der Live-View-Bildschirm der Software visualisiert oder wenn das Ergebnis der Qualitätsprüfung ist nur gut oder schlecht ist, werden wiederholen Sie Schritt 2.3, bis die verbleibenden Partikel aus der Messzelle entfernt. Auch wiederholen Sie Schritt 2.3 nach jeder Messung, um die Ansammlung von Partikeln zu vermeiden. Bei Wiederholung der destilliertes Wasser Injektion und Zellprüfung keine "guten" Ergebnis nicht zu produzieren, auf 2,9 fortzufahren.
6. Bereiten Sie eine Steuer Suspension, die gleichmäßige 200 nm Größe polystyrene Teilchen verwendet, um die Schwerpunkte der Lasermikroskop und auszurichten. Geben Sie einen Tropfen des Suspensionskonzentrats, vom Hersteller des Instruments vorgesehen ist, zu 500 ml destilliertem Wasser auf die erforderliche Konzentration, so dass 600 ± 100 Partikel pro Bildschirm im Live-Ansicht angezeigt zu erhalten.
7. Spritzen Sie die Ausrichtung Suspension in die NTA Instrument wie in Schritt 2.3 beschrieben. Drücken Sie "OK", um die automatische Ausrichtung, eine automatisierte Routine, durch die das System automatisch die optimale Position der beiden Schwerpunkte finden starten.
8. Bei der entsprechenden Meldung besagt, das System ist jetzt bereit für Experimente, klicken Sie auf OK, um die Messung zu starten.
9. Gelegentlich Reinigung der Zelle Kanal manuell zwischen den Experimenten durch Spülen der Zelle mit einer 30% igen Lösung von Ethanol. Reinigen Sie den Kanal, wenn die Software zeigt einen automatischen Fehlerbericht.

3. Messung der Proben

1. Spülen Sie den Kanal mit destilliertem Wasser vor each Probenmessung (wie in Schritt 2.3 beschrieben).
2. Spritzen Sie die Suspension in Exosom an den Kanal (in Abschnitt 1 hergestellt), wie in Schritt 2.3 beschrieben.
3. Passen Sie die folgenden wichtigsten Parameter in der Software je nach Bedarf:
   1. Empfindlichkeit. Um den optimalen Empfindlichkeitsbereich zu finden, klicken Sie auf die Schaltfläche "Anzahl der Partikel gegen Sensitivity", um eine Kurve für die gemessenen Partikel pro Bildschirm für verschiedene Empfindlichkeitsstufen anzuzeigen. Wählen Sie eine Empfindlichkeitsstufe, bevor die maximale Steigung der Kurve. Eine höhere Empfindlichkeit ermöglicht die Visualisierung von kleinen Partikeln, sondern erhöht auch Fragen im Zusammenhang mit Hintergrundgeräuschen zusammen.
   2. Minimale Helligkeit. Wählen Sie einen Anfangshelligkeit von 20 für Exosom Messung, um diese Funktion als Filter zu verwenden. Regeln Sie diesen Parameter, bis zu leer aus stark lichtstreuenden Teilchen. Regulieren Sie es auf schwach verstärken Streuartefakten. Variieren Helligkeit während des Experiments nötig.
      HINWEIS: Partikel, die licht-streuen zu stark überlappen, und kann aus der Analyse aus Versehen ausgeschlossen werden kann.
   3. Min- und Max-Größe. , Einen digitalen Filter, um Pixelrauschen und unerwünschte Streuung von übergroßen Teilchen durch Regulierung der Minimal- und Maximalgröße zu eliminieren. Verwenden Sie einen Bereich von 10 bis 500 Pixel zur Messung von Exosomen.
   4. Shutter. Stellen Sie die Zeit, die die Kamera ist für 1/300 sec.
4. Live-Auslesen von Parametern:
   1. Wechseln Sie zwischen einem digitalen und einem analogen Ansicht Modus jederzeit durch Klicken auf die "Live-Bild" -Taste.
   2. Während des Experiments überwacht die Streuintensität Leiste, die den Sättigungszustand der Probe als eine farbcodierte Anzeige zeigt. Exosomen analysieren nicht, wenn die Streubalken rot. In einem solchen Fall weiterhin die Probe zu verdünnen, um dieses Phänomen zu vermeiden. Wenn die Versuchsbedingung verhindert eine Manipulation der Probensuspension, herunterregulieren die Empfindlichkeit oder hochregulieren die Helligkeit in der Software-sinstellungen um die Messergebnisse zu verbessern.
      ANMERKUNG: Bei Proben mit einer extrem hohen Konzentration von Partikeln analysiert die Streuung werden einzelne Teilchen zu verschmelzen, und sie werden als ein einzelnes Teilchen gezählt.
   3. Beachten Sie die Anzahl von Teilchen in dem Sichtfeld der Anzeige gezählt.
5. Klicken Sie auf der Registerkarte "Messen".
6. Wählen Sie die Einstellungen in der "Ausführungsoptionen" Array.
   1. Vor jeder Akquisition, wählen Sie "Check Bewegung" für eine wiederholte Prüfung Partikeldrift Test. Führen Sie den Test mindestens einmal vor dem Start der gesamten Analyse. Wenn die Drift höher als 20 & mgr; m / sec, zu warten, bevor die Fortsetzung der Messung, so daß die Probe nicht mehr fließt.
   2. Auswahl der Anzahl von Versuchen (5) und die Zeitverzögerung zwischen ihnen zu (0).
   3. Führen Sie eine "Stichprobenkontrolle", wenn nötig. Dieser Test ist Teil des Auto-Ausrichtung in der Startprozedur und können anschließend nach Bedarf wiederholt werden.
   4. Schließlich klicken Sie auf den "Run Videoerfassung" -Taste. In dem neuen Fenster definieren die Anzahl der Zyklen (15) und die Anzahl der Messpositionen (11).
      HINWEIS: Der Laserkopf und das Mikroskop bewegt, um die Partikelzahl bei 11 verschiedenen Positionen analysiert werden. Je nach experimentellen Nachfrage, ob der Versuch sollte auf einer einzelnen Position oder an unterschiedlichen Positionen durchgeführt werden.
      1. Bestätigen Sie die minimale Zeitdauer ein Teilchen verfolgt, als eine einzelne Partikel gezählt werden, indem Sie die Videoauflösung (low). Eine geringere Auflösung führt zu einer kürzeren Dauer Tracking.
      2. Wählen Sie einen Dateinamen und klicken Sie auf "OK", um die Messung zu starten.

   4. Interpretation der Ergebnisse

   1. Sehen Sie die folgenden Ergebnisse und Parameter nach der Messung angezeigt auf der Registerkarte "Ergebnisse": (1) Gesamtzahl der Partikel zurückzuführen, (2) durchschnittliche Zahl der Teilicles pro Position, und (3) Partikelkonzentration.
      1. Sehen Sie das Ergebnis durchschnittlich Tabelle für das Zahlenverhältnis der Teilchengröße (Durchmesser, Oberfläche und Volumen) auf den Anteil der Partikelanzahl sowie die Werte der Mittelwert und die Standard Differenzierung.
      2. Verwenden Sie die Spitzenanalysetabelle, wenn mehr als ein Höhepunkt in der grafischen Analyse vorhanden ist. Diese Tabelle zeigt die Verteilung von Teilchen, die kleiner als die erste bzw. zweite Spitze sind.
   2. Sehen Sie sich die Grafik berechnet nach der Messung, um eine Verteilung der Partikel nach Größe zu sehen. Verwenden Sie die Symbole in den Anzeigemodus und über der Grafik, um die Einstellungen zu ändern.

Die für diese Demonstration verwendete Probe zeigt eine optimale Einstellung für die Messung mit einer Sensitivität von 85%, bevor die maximale Steigung der Empfindlichkeitskurve (Figur 2). Die Helligkeit, die Min / Max-Werte wurden ausgewählt, wie im Protokoll empfohlen. Eine Konzentration von 5,3 Teilchen / ml x 10 6 wurde gemessen, während die mittlere Größe der Teilchen 0,149 um, die meisten von ihnen 0,137 um.

Die nach der Messung empfangenen Werte können in einem Bericht mit einem Dateiformat PDF oder als TXT für den Export in eine Datenbank gespeichert werden. Die Grafik kann eingestellt Bevorzugt seien wie im Protokoll (Abschnitt 4) beschrieben. Die Videosequenz wird ebenfalls gespeichert und kann für die spätere off-line erneute Analyse verwendet werden. Jedoch in solch einem off-line-Analyse, die vor der Akquisition Einstellungen der Kamera können nachträglich nicht verändert werden.

Um die optimalen Parameter für eine Messung zu finden, beschreiben wir hier the Optimierung der Geräteeinstellungen am Beispiel eines 100 nm Polystyrolgrößenstandard. Der Einfluss von zwei Parametern, die Empfindlichkeit und Min / Max Größe für Videobild und die Partikelgrößenverteilung wird im Detail diskutiert. Alle anderen Parameter sind in Tabelle 1 zusammengefasst.

Eine visuelle Eindruck der Auswirkungen der Empfindlichkeit (im Bereich von 50 bis 94) über analoge und digitale Bilder ist in Figur 3 sichtbar gemacht. Die quantitative Informationen aus den Bildern abgeleitet ist, ist in 4 dargestellt, basierend auf den Einstellungen in der Tabelle 1 Min Size = 5 und Max.Grösse = 200. Ein typisches Verhältnis der Anzahl der detektierten Teilchen vs. Empfindlichkeit wird in 4A gezeigt. Zwischen 50 und 90, die Zahl der detektierten Partikel erhöht mit Sensibilität und stieg dramatisch für Empfindlichkeiten> 90. Ein optimaler Bereich der Empfindlichkeit zwischen 66 und 86 (A) gefunden. Partikelgrößenverteilungen mit dif erhaltenschiedliche Empfindlichkeitseinstellungen sind in 4B gezeigt. Die Partikelgrößenverteilungen stellen den Mittelwert aus drei Einzelmessungen. Bei einer zu geringen Empfindlichkeit (Sensitivität = 62, rote Kurve) nur wenige Partikel wurden analysiert, was zu eher schlechte Statistik. Die Anzahl der analysierten Partikel erhöht mit Sensibilität und erreicht ein Optimum zwischen 70 (gelbe Kurve) und 86 (tan Kurve). Eine weitere Erhöhung der Empfindlichkeit führen zu einer Verschlechterung der Partikelgrößenverteilung mit der Anzahl der Partikel fallen und Grßenverteilung Verschiebung zu kleineren Größen (Empfindlichkeit = 94, blaue Kurve). 4C zeigt den Trend der Anzahl basiert x50 Durchmesser (50% der Teilchen kleiner sind als dieser Durchmesser) als eine Funktion der Sensitivität. In der beige-Intervall, die RSD der Teilchengröße betrug weniger als 8% und entspricht dem optimalen Intervall in A. Die roten Bereiche zeigen als Folge der schlechten Statistik (Empfindlichkeit zu gering) oder breit distri RSD> 8%träge mit Verschiebung zu kleineren Größen (Empfindlichkeit zu hoch).

Die Einstellungen der Mindestgröße und Maximale Größe sind Filter, digitale Bilder, um Teilchen mit Spotgrößen kleiner als Mindestgröße und größer als Max Größe zu entfernen. Aufgrund der Fähigkeit, Licht zu streuen, erzeugt ein Teilchen eine Stelle mit einer bestimmten Größe auf einem digitalen Bild. Die Größe des Punktes als eine Anzahl von Bildpunkten (Pixel) gemessen. Wenn ein Teilchen streut das Licht sehr gut (zB Partikel> 200 nm oder Aggregate), ist die Punktgröße recht groß, zB> 500 px. Die Punktgrße ist ziemlich klein (zB <10 Pixel) für kleine Teilchen (zB <20 nm) in Abhängigkeit von der Partikelmaterial. Fleckgrße (px) nicht mit Teilchengröße (nm) gegeneinander ausgetauscht werden, wenn sie nicht identisch sind, und es gibt keine direkte Beziehung zwischen diesen beiden Variablen. Eine Optimierung der Min- und Max-Größe ermöglicht es dem Benutzer, wie Agglomerate (Max Size) oder kleine Ausfiltern unerwünschter ObjekteObjekte wie Hintergrundgeräusche (Min Size). Der Einfluss der Min / Max Größe von der Partikelgrößenverteilung eines 100 nm-Größenstandard ist in Figur 4D (Empfindlichkeit = 82) gezeigt. Wenn das Intervall auf kleine Messfelder gesetzt ist (zB min = 1, max = 52; orange Kurve), die Anzahl der analysierten Partikel reduziert und die Anzahl der Basis x50 Durchmesser leicht nach kleineren Größen verschoben. Eine Einstellung für größere Flecken (min = 40, max = 1.000; rote Kurve) führt zu einer breiten Partikelgrößenverteilung verschoben hin zu größeren Größen. Um gleiche Gesamtzahl der Partikel zu erhalten, wurden die Intervallgrenzen der beiden orange und rot-Distributionen angepasst werden, um 80 Teilchen entsprechen. Die Verteilung mit den optimalen Einstellungen (min = 5, max = 200; tan Kurve) besteht aus 360 Teilchen.

Eine Reihe von erfolgreichen Experimente wurden mit Exosomen durch Ultrazentrifugation isoliert und NTA, gemessen unter Verwendung des dargestellten Systems durchgeführt. Die erhaltenen Daten waren höchstkonsistent und bestätigten eine hohe Reproduzierbarkeit. Andere Isolierungsmethoden sollten ähnliche Ergebnisse. Jedoch wurde der Verdünnungsschritt als ein besonders kritischer Schritt identifiziert und neu bewertet werden die Auswirkungen auf die berechnete Gesamtanzahl von Partikeln aufweist.

Abbildung 1. Schematische Darstellung des Aufbaus der NTA. Das Mikroskop / Video-Achse und Laserstrahl sind orthogonal zueinander orientiert, kreuzen an der Zellkanalquerschnitt. Licht von den Teilchen gestreut wird im Fenster "Live-Ansicht" der Software angezeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

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Abbildung 3. Auswirkungen der Empfindlichkeit an analogen und digitalen Bild. Visualisierung von Partikeln auf der Live-Bildansicht wird Empfindlichkeiten zwischen 50 und 94 für analoges (obere Reihe) eine Anzeiged digital (untere Reihe) Blick. Wenn die Empfindlichkeit zu niedrig ist, sind nur wenige Teilchen detektiert (links). Auf optimale Empfindlichkeit erscheinen die Partikel als einzelne Punkte gut voneinander (Mitte) isoliert. Auf einem vergleichsweise hohen Empfindlichkeit Partikel verschmelzen mit der schlechten Bildqualität (rechts) führen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

Abbildung 4. Einfluss von Empfindlichkeit min und max Formateinstellungen für eine Steuer 100 nm Polystyrolpartikelprobe (A) Plot der Empfindlichkeit gegenüber erkannt Anzahl der Teilchen. das optimale Intervall von 66 bis 86, vor der der maximalen Steigung der Kurve. (B) Partikelgrößenverteilungen mit verschiedenen Empfindlichkeitseinstellungen (62-94 erhalten); Graphen für zu niedrig (62) oder zu hoch (94) Empfindlichkeit erfassen nicht die Partikelgrößenverteilung für die 100 nm Polystyrol Kontrollprobe. (C) Anzahl der Basis x50 Durchmesser gegenüber Empfindlichkeit; der Fehler in der x50 beige Intervall weniger als 8%, ist von 66 auf 86 (D) Auswirkungen von Min- und Max-Größe auf der Partikelgrößenverteilung optimal Intervall; optimalen Parametern (min = 5 und max = 200) erfassen die korrekte Verteilung für die Kontrollprobe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

Tabelle 1. Zusammenfassung der vor und nach der Aufnahme-Parameter zur Einstellung der Partikelverfolgung Instrument.

Diese Arbeit wurde aus institutionellen Mitteln der Klinik für Herz- und Gefäßchirurgie der Medizinischen Fakultät der HHU unterstützt. Die Publikationskosten dieser Studie wurden von der Particle MetrixGmbH zur Verfügung gestellt.