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Methodenartikel

Isolation und physiologische Analyse von Maus Kardiomyozyten

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DOI:

10.3791/51109

⸱

7. September 2014

 ,  , 
1Department of Medicine, Vanderbilt University, 2Department of Cell and Developmental Biology, Vanderbilt University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Einzelne Kardiomyozyten aus Wildtyp- und mutierten Mäusen können aus dem Herzen isoliert werden, um ihre Kontraktilität und Kalziumtransienten zu untersuchen. Dies ermöglicht die Charakterisierung des Beitrags zellulärer Dysfunktion zur Herzfunktionsstörung aus beliebiger Ursache.

Zusammenfassung

Kardiomyozyten, das Arbeitspferd des Herzens, enthalten exquisit organisierte zytoskelettale und kontraktile Elemente, die die kontraktile Kraft erzeugen, die zum Pumpen von Blut verwendet wird. Vor über 40 Jahren wurden erstmals einzelne Kardiomyozyten isoliert, um die Physiologie und Struktur des Herzmuskels besser untersuchen zu können. Die Techniken haben sich schnell verbessert und umfassen nun auch die enzymatische Verdauung über die Koronarperfusion. In jüngerer Zeit hat die Analyse der Kontraktilität und des Kalziumflusses isolierter Myozyten ein wichtiges Werkzeug für die zelluläre und subzelluläre Analyse von Herzinsuffizienz geliefert. Echokardiographie und EKGs liefern Informationen über das Herz nur auf Organebene. Es gibt Kardiomyozyten-Zellkultursysteme, aber den Zellen fehlen physiologisch essentielle Strukturen wie organisierte Sarkomere und T-Tubuli, die für die Myozytenfunktion im Herzen erforderlich sind. In dem hier vorgestellten Protokoll werden Kardiomyozyten über die Langendorff-Perfusion isoliert. Der Maus wird das Herz entnommen, über die Aorta an eine Kanüle gebunden, mit Verdauungsenzymen durchblutet und die Zellen werden an die Erhöhung der Kalziumkonzentration herangeführt. Zur Analyse der Kontraktilität wird eine Edge- und Sarkomer-Detektionssoftware verwendet, und ein kalziumbindender Fluoreszenzfarbstoff wird verwendet, um Kalziumtransienten von elektrisch gesteuerten Kardiomyozyten zu visualisieren. Zunehmendes Verständnis der Rolle, die zelluläre Veränderungen bei Herzfunktionsstörungen spielen. Traditionell verwendet, um die Wirkung von Medikamenten auf Kardiomyozyten zu testen, verwenden wir dieses System, um Myozyten von WT-Mäusen und Mäusen mit einer Mutation zu vergleichen, die eine dilatative Kardiomyopathie verursacht. Dieses Protokoll ist einzigartig im Vergleich von lebenden Zellen von Mäusen mit bekannter Herzfunktion und bekannter Genetik. Viele experimentelle Bedingungen werden zuverlässig verglichen, einschließlich genetischer oder umweltbedingter Manipulation, Infektionen, medikamentöser Behandlung und mehr. Abgesehen von physiologischen Daten lassen sich isolierte Kardiomyozyten leicht fixieren und auf Zytoskelettelemente färben. Die Isolierung von Kardiomyozyten durch Perfusion ist eine äußerst vielseitige Methode, die bei der Untersuchung zellulärer Veränderungen, die mit Herzinsuffizienz einhergehen oder zu einer Herzinsuffizienz führen, unter einer Vielzahl von experimentellen Bedingungen nützlich ist.

Einleitung

Kardiomyozyten liefern die kontraktile Kraft für das Herz. Jeder Myoket enthält organisierte zytoskelettale und kontraktile Elemente, die für die Kontraktion unerlässlich sind. Das Herz enthält nicht nur Kardiomyozyten, sondern auch Fibroblasten, Bindegewebe und modifizierte Myozyten wie Purkinje-Fasern. Veränderungen in einem oder allen dieser Zelltypen können bei Herzinsuffizienz beobachtet werden, was die Bestimmung der endgültigen Ursache der Herzfunktionsstörung erschwert. Der verminderten ventrikulären Kontraktilität eines versagenden Herzens geht ein unterschiedlich starker Aufbau von fibrösem Gewebe sowie eine Hypertrophie und Dysfunktion der Kardiomyozyten voraus1. Arrhythmien können durch Funktionsstörungen der leitenden Zellen2, Fibrose, die die Herzleitung unterbricht3, oder Veränderungen in der Expression von Ionenkanälen in Kardiomyozyten verursacht werden1,4. In der Tat existieren diese Probleme oft auf komplizierte Weise nebeneinander.

Das Isolieren und Untersuchen von Kardiomyozyten ermöglicht es, die kontraktile und elektrische Dysfunktion einzelner Myozyten im Kontext der allgemeinen Herzfunktion zu untersuchen. Techniken zur Isolierung einzelner Herzmyozyten wurden vor über 40 Jahren entwickelt, um die Physiologie dieser "Arbeitstier"-Zelle des Herzens besser zu untersuchen. Die Isolierungstechniken wurden verbessert, um die Ausbeute und Qualität der Zellen zu erhöhen, wobei die lebenswichtige Entwicklung der Koronarperfusion durch Kanülierung der Aorta erstmals 1970 durchgeführt wurde5. In diesem Artikel wird die Isolierung von Kardiomyozyten beschrieben, gefolgt von der Messung der Kontraktilität und der Kalziumtransienten mit Hilfe von ratiometrischer Fluoreszenz- und Zelldimensionierungssoftware. Sowohl in genetischen als auch in Umweltmodellen für Herzerkrankungen liefert die Verwendung dieses Protokolls wichtige Informationen über die Kontraktilität von Zellen, die sarkomerische Kontraktilität und Relaxation, Kalziumtransienten und Störungen des Zytoskeletts. Dieses System wird häufig verwendet, um die Wirkung von Medikamenten auf isolierte Kardiomyozyten zu testen6,7. Wir verwenden das System, um die Kontraktilität und die Kalziumtransienten von Kardiomyozyten zwischen Wildtyp-Mäusen und Mäusen mit einer Mutation, die zu einer dilatativen Kardiomyopathie führt, zu vergleichen.

Das Studium einzelner Herzmyozyten hat zahlreiche Vorteile gegenüber anderen häufig verwendeten Methoden zur Untersuchung der Herzanatomie und -physiologie. Die Echokardiographie und die Elektrokardiographie geben Aufschluss über die kontraktile Funktion und die elektrische Leitung des Herzens insgesamt. Keine dieser Methoden erklärt die Ursache oder Art der Funktionsstörung unterhalb des Niveaus des gesamten Organs. Die Messung der Kontraktilität einzelner Kardiomyozyten mit Hilfe von Kantendetektions- und Sarkomerlängenalgorithmen kann zeigen, dass Veränderungen in der kontraktilen Zelle des Herzens bei einer globalen Herzdysfunktion vorhanden sind. Die Messung von Kalziumtransienten zeigt den Einfluss von Änderungen des Ionenflusses auf zellulärer Ebene auf kontraktile Dysfunktionen oder Arrhythmien.

Zusätzlich zur Ergänzung ganzer Organstudien bietet dieses Protokoll Zellen, die leicht auf subzelluläre Komponenten gefärbt werden können. Es ist möglich, Veränderungen des Zytoskeletts durch Färben von Gewebeschnitten des gesamten Herzens zu sehen; Man ist jedoch nur in der Lage, einen Querschnitt von Zellen zu visualisieren. Ein ganzer Kardiomyzyt ist dicker als ein typischer Gewebeschnitt, und angesichts der Anordnung und Länge der Kardiomyozyten ist es schwierig, ganze Zellen in einem einzigen Schnitt zu sehen. Isolierte Kardiomyozyten können sofort fixiert und für eine Vielzahl von Zytoskelettelementen und Ionenkanälen gefärbt werden. Konfokale Bilder können in Z-Stapel der Zelle in voller Dicke kompiliert werden. Darüber hinaus ermöglicht die Färbung isolierter kardialer Myozyten die Färbung von Komponenten, die in Schnitten nicht sichtbar sind, wie z. B. die Membraneinstülpungen, die als T-Tubuli bekannt sind.

Es existieren kultivierte Zelllinien von Herzmyozyten, von denen einige ähnliche Transkriptionsprofile und phänotypische Merkmale wie Herzmyozyten aufweisen. Einige, wie z. B. die HL-1-Zelllinie, behalten sogar eine gewisse sarkomerische Organisation und rudimentäre kontraktile Fähigkeitbei 8. Trotz dieser Eigenschaften fehlen kultivierten Zellen die "Box-Car"-Form und die T-Tubulus-Struktur von Kardiomyozyten und sie haben eine weniger sarkomerische Organisation. Diese Komponenten sind essentiell für die Funktion von Kardiomyozyten in vivo. Darüber hinaus ermöglicht die Verwendung von kultivierten Zellen eine genetische Manipulation, aber keine physiologische In-vivo-Manipulation. Isolierte Kardiomyozyten behalten ihre zelluläre Organisation lange genug bei, um untersucht zu werden, lassen sich aber immer noch leicht abbilden und sogar transduzieren9.

Isolierte Kardiomyozyten sind extrem vielseitig und bieten ein Substrat zur identischen Analyse von Zellen aus verschiedenen experimentellen Bedingungen. Die Isolierung und physiologische Analyse von Myozyten wurde von unzähligen Laboratorien für eine Vielzahl von Experimenten verwendet, einschließlich der Untersuchung der Wirkung von Medikamenten6,7 oder kleinen Molekülen10, Umweltstressoren11, Infektionen12, Krankheiten13 oder genetischen Mutationen14,15 auf die Kontraktilität und/oder Kalziumtransienten und der Untersuchung der Regulation der Kontraktilität und der Kalziumfreisetzung innerhalb eines Kardiomyozyten15-17. Bei der Anwendung eines dieser Stressoren könnten Veränderungen der Herzfunktion auf eine beliebige Kombination von Veränderungen in den Kardiomyozyten selbst und Veränderungen in der Umgebung des Herzens zurückzuführen sein, wie z. B. Narbenbildung, Veränderungen der Leitfähigkeit oder Veränderungen der extrazellulären Matrix. Dies ist ein ideales Protokoll zur Beantwortung von Forschungsfragen zur individuellen Myozytenstruktur und -funktion im Zusammenhang mit Herzinsuffizienz jeglicher Ursache.

Obwohl es unzählige Vorteile gegenüber anderen Techniken hat, ist die physiologische Analyse von isolierten Kardiomyozyten nicht für jede Forschungsfrage ideal. Die Isolierung ist ein terminales Verfahren, daher können Kardiomyozyten nur zu einem Zeitpunkt im Leben der Maus beurteilt werden. Dies kann teilweise durch Kohorten und das Opfern einzelner Mäuse im Verlauf der Krankheitsentwicklung oder durch das Beobachten der Maus überwunden werden, um festzustellen, ob sie vor der Isolierung eine klinisch signifikante Herzinsuffizienz hat. Obwohl dieses Protokoll feststellen kann, ob eine Kardiomyozyten-Dysfunktion aufgetreten ist, kann man ohne zusätzliche experimentelle Informationen nicht den Schluss ziehen, dass diese Dysfunktion die Ursache für Herzinsuffizienz ist. Es ist möglich, dass die Funktionsstörung der Kardiomyozyten selbst sekundär zu anderen Veränderungen im Herzen ist. Trotz dieser Herausforderungen bietet die Untersuchung von Kardiomyozyten wertvolle Informationen zur Bestimmung der Art der Funktionsstörung im Herzen, insbesondere in Kombination mit anderen Experimenten.

Das folgende Protokoll wurde von einem Protokoll übernommen, das von Dr. Chee Lim, Vanderbilt University, zur Verfügung gestellt wurde. Obwohl die Daten zur Kontraktilität und zum Kalziumfluss hochgradig reproduzierbar und nützlich sind, um Herzen mit genetischen oder umweltbedingten Manipulationen zu vergleichen, bleibt die Isolierung selbst ein technikabhängiges Protokoll, das optimiert werden muss. Die Minimierung der Zeit zwischen der Entnahme des Herzens aus der Maus und der Perfusion des Herzens durch Aortenkanülierung ist für eine qualitativ hochwertige Verdauung unerlässlich. Darüber hinaus können die Verdauungszeit und die Enzymkonzentration für Myozyten höchster Qualität optimiert werden. Die Schritte, die wahrscheinlich optimiert werden müssen, sowie Optimierungsvorschläge sind unten aufgeführt.

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Protokoll

Sicherzustellen, dass alle Verfahren, die Tiere werden durch die entsprechenden Tier Verwendung zugelassen und Pflege Körper.

1. Bereiten Sie Vektor Puffer in Advance

  1. Herstellung von 2 L stock Ca 2 + frei Tyrode-(Tabelle 1). Stellen Sie den pH-Wert mit NaOH auf 7,4.
  2. Herstellung von 2 L stock 1,2 mM Ca 2 + Tyrode-(Tabelle 2). Stellen Sie den pH-Wert mit NaOH auf 7,4.

2. Am Tag des Experiments Bereiten Perfusion, Transfer, und die Verdauung Puffer

  1. Bereiten Sie 150 ml Perfusionspuffer in Ca 2 + frei Tyrode-(Tabelle 3) und durch ein 0,2 um Filter.
  2. Vorbereitung 35 ml Ca 2 + Übertragungs freien "Puffer A" (Tabelle 4) und 25 ml Ca 2 + mit "Puffer B" (Tabelle 5). Filtern jeweils durch ein 0,2 um-Filter.
  3. Werden die Lösungen von 00,06, 0,24, 0,6 und 1,2 mM Ca 2 + durch Mischen Puffer A und B pro Tabelle 6.
  4. Vorbereitung 25 ml Aufschlusspuffer durch Auflösen von Verdauungsenzymen in 25 ml Perfusionspuffer (Tabelle 7), bezogen auf das Körpergewicht (BW) der Maus. Filtriert durch ein 0,2 um Filter vor der Verwendung.

3. Versuchsaufbau

  1. Zubauen einen konstanten Fluss Langendorff-Apparatur, im Handel erhältlich oder unter Verwendung einer peristaltischen Pumpe, Schlauch und eine Wärmetauscherrohrschlange, um eine Fließgeschwindigkeit von 3 ml zu ermöglichen / min Spülflüssigkeit auf 37 ° C erhitzt. Eine einfache schematische in der Überprüfung im Jahr 2011 von den Bell, et al 18.
  2. Eingestellt zirkulierenden Wasserbad Temperatur (~ 47 ° C) der Langendorff-Apparatur, so daß Ausströmen von der Kanüle ist bei 37 ° C bei einer Fließgeschwindigkeit von 3 ml / min.
  3. Führen Sie 70% Ethanol durch die Perfusion System für 15 Minuten, gefolgt von 100 ml Reinstwasser vom Typ I Wasser. Führen Perfusionspuffer durch die system für 5 min beim Beseitigen von Luftblasen.
  4. Sterilisieren alle chirurgischen Werkzeugen mit einer gewünschten Methode.
  5. Kanüle erstellen, indem ein kleines Stück (etwa 3 mm), PE-50-Schlauch an der Spitze einer 23 G Luer-Steckadapter. Wärme Spitze Schlauch an eine Lippe, über die der Aorta positioniert wird erstellen.

4. Cardiomyocyte Isolation

  1. Injizieren Maus mit 0,2 ml Heparinlösung (1000 IU / ml), durch intraperitoneale Injektion.
  2. Nach 5 min zu betäuben Maus mit Isofluran. Wenn es vollständig betäubt (keine Reaktion auf den starken Fuß Prise), sprühen die Brust mit 70% EtOH. Öffnen Sie die Brust, schnell das Herz herauszuschneiden, man aufpassen, nicht die Aorta, und in 4 ° C Perfusionspuffer beschädigen. Verwenden einer gebogenen Pinzette zu greifen und zu heben unter dem Herzen. Das schafft Platz, um Anlagen hinter dem Herzen mit einer feinen Schere trimmen.
  3. Kanülieren das Herz durch leichtes Greifen der Rand der Aorta mit zwei Paaren von feinen Pinzette und sorgfältig Ziehen des OPENing der Aorta über die Lippe der Kanüle. Sicherzustellen, dass die Spitze der Kanüle nicht über die Aortenklappe und in die Herzkammer, da dadurch die Durchblutung des Herzens über den Koronararterien zu inhibieren.
  4. Sicherung der Aorta an der Kanüle durch das Binden einer Schleife von 5-0 Seidenfaden um die Aorta unmittelbar oberhalb der Lippe der Kanüle.
  5. Hinweis: Die Schritte 4.2 bis 4.4 sollten so schnell wie möglich für beste Qualität Verdauung abgeschlossen sein.
  6. Hinweis: Das Herz kann direkt auf die Kanüle bereits auf das Langendorff-Apparatur mit fließenden Perfusionspuffer befestigt aufgehängt werden. Jedoch hängt das Herz auf eine Kanüle zu einer kleinen Spritze von Perfusionspuffer unter einem Präpariermikroskop angebracht ist gefunden worden, am erfolgreichsten. Dies ermöglicht eine kleine Menge Perfusionspuffer durchgeschoben werden, gerade für die Reinigung der Koronararterien und Herz Gewährleistung fest mit Kanüle befestigt. Die Kanüle wird dann hing an der Langendorff-Perfusion mit Laufpuffer.
  7. PerfuseDas Herz mit Ca2 + freien Puffer Perfusion bei einem Fluß von 3 ml / min für 2-3 min.
  8. Wechseln, um die Verdauung Enzym und Puffer für 7-10 min durchströmen, werden Herz weicher und heller in der Farbe.
  9. Hinweis: Verdauungszeit kann auf der Grundlage der Enzymaktivität und Herzgröße eingestellt werden.
  10. Sobald Herz ist spürbar schlaff, zu entfernen Herz aus Kanüle und in eine sterile p60 Gericht mit Puffer A (Ca 2 + ablösefrei Puffer).
  11. Entfernen Vorhöfe und der großen Gefäße. Entfernen rechten Herzkammer, wenn gewünscht. Mit einer Pinzette, trennen die Kammer in kleine Stücke. Pipette mehrmals mit einer sterilen 5 ml Transferpipette weiter zerstreuen Zellen.
  12. Filtern der Zellsuspension in einem 50 ml konischen Röhrchen durch ein 250 um Nylonmaschenfilter.
  13. Ermöglichen die Suspension für etwa 10 Minuten zu pelletieren.
  14. Übertragen Sie die Pellets in der 0,06 mM Ca 2 +-Lösung. Sodass die Zellen für 10 min pelletieren. Gesunde Zellen werden pelletieren, während die meisten toten Zellen zu schweben.
  15. Saugen Sie den Überstand, und übertragen Sie die Pellets in der 0,24 mM Ca 2 +-Lösung.
  16. Wiederholen Sie 10 min Inkubation, Aspiration, und übertragen Sie durch die verbleibenden zwei Ca 2 +-Lösungen, bis die Zellen sind in der 1,2 mM Lösung. An diesem Punkt sollte die Mehrzahl der stabförmigen Zellen Myozyten sind.

5. Mess Kontraktilität und Calcium Transienten

  1. Anmerkung: sind Kontraktilität und Calcium Transienten gleichzeitig gemessen werden können.
  2. Vorbereitung Fura-2 AM-Lösung durch Resuspendieren in wasserfreiem DMSO auf eine Konzentration von 1 ug / ul. Fura-2-AM-Lösung kann in einem Exsikkator bei -20 ° C gelagert werden.
  3. Last 1 ml suspendierten Zellen mit 1 ul Fura-2 AM. Sodass die Zellen in dunkel 10 min und dann gründlich absaugen Überstand sitzen. Zweimal waschen mit Ca 2 + Tyrode-Lösung, so dass Zellen, die in der Dunkelheit für 10 Minuten zwischen den Waschgängen zu pelletieren.
  4. Legen Sie ein Deckglas in einem Stadium, Einsatz, beheizten pe ermöglichtrfusion / Aspiration und Elektrode Stimulation mit einem myocyte Feld Stimulator. Ort Tischeinsatz auf inverse Mikroskop für Fluoreszenzmessung eingestellt, indem Sie einen Tropfen Öl auf die Linse, wenn unter Verwendung eines Ölimmersionsobjektiv.
  5. Bis beheizten Schwerkraft Perfusion mit 1,2 mM Ca 2 + Tyrode-Lösung so eingestellt, Lösung auf der Bühne erreicht 37 ° C. Bringen Anspruch, Vakuum. Bringen Elektroden.
  6. Schalten Sie das Mikroskop-System, und öffnen Sie die ratiometrischen Fluoreszenz und Zell Dimensionierung Datenerfassungssoftware.
  7. Fügen Sie ein paar Tropfen des Fura-2 AM beladenen Zellen auf die Bühne Einsatz, Sperrung Durchblutung vorübergehend, damit die gesunden Zellen zu begleichen.
  8. Verwenden, um die gewünschten Ziel 40X Zelle zu lokalisieren. Eine gesunde Zelle sollte stabförmigen und nicht spontan kontra. Es sollte sichtbar und gleichmäßig zusammenziehen, wenn Zelle bei 5-20 V. Tempo
  9. Hinweis: Physiologische Analyse erfordert eine hohe Qualität der Verdauung. Es ist möglich, Zellen, die gesund aussehen, aber nicht pa haben gut CE-Kennzeichnung für physiologische Analyse. Verdauung Protokoll kann verlangen, Verfeinerung, um qualitativ hochwertige, gesunde Muskelzellen zu erhalten. Zusätzlich kann Mutante oder kranken Herzen Änderungen des Protokolls erfordern.
  10. Adjust Linsendrehung und Veränderung Blende so gewünschte Zelle wird horizontal auf dem Bildschirm und Hintergrund ausgekleidet ist nicht sichtbar.
  11. Richten Kantenerkennung Bars an jedem Ende der Myozyten und passen Schwelle. Richten Sarkomer Erkennung auf einem Teil der Zelle mit einheitlichen Sarkomere. Je länger Sie diese bar zu machen, desto genauer wird das mathematische Modell der Sarkomerlänge sein, solange es nicht auf zwei Populationen von Sarkomere.
  12. Tempo-Zellen mit 2 Hz und 5-20 V für 10-15 Sekunden vor der Aufnahme.
  13. Rekordverfolgung. Umgebungslicht sollte die besten Kalzium-Transienten-Aufzeichnung minimiert werden.

6. Analyse

  1. Analysieren Sie mit ratiometrischen Fluoreszenzspuren und Zell Dimensionierung Datenerfassungssoftware.
Titel "> 7. Weitere Studien

  1. Dieses Protokoll stellt überschüssige Zellen, die für eine Vielzahl von anderen Experimenten verwendet werden können, einschließlich: Fixierung und Immunfärbung Beurteilung direkte Arzneimittelwirkungen, Kurzzeitkultur, und Atomkraftmikroskopie.

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Ergebnisse

Sobald die Kontraktilität und transiente Kurven werden gesammelt (Abbildung 2), werden die Daten einfach mit der geeigneten Software analysiert. Die gesamte Ablaufverfolgung oder Teile davon können gemittelt werden (Abbildung 3). Kontraktilität kann in einer Vielzahl von Weisen analysiert werden. Systolischen Funktion kann man die Stärke der Kontraktion mit fraktionelle Verkürzung oder Kontraktionsgeschwindigkeit mit der Zeit bis zum Peak Verkürzung und Kontraktionsgeschwindigkeit zu be...

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Diskussion

Isolation von Kardiomyozyten Qualität erfordert ein gewisses Maß an Übung und Optimierung. Dieses Protokoll enthält die wichtigsten Schritte, die das Ergebnis der Verdauung wesentlich beeinflussen können. Diese sollten bei der Durchführung und Fehlersuche das Protokoll sorgfältig geprüft werden. Die Zeit von der Entfernung des Herzens Kanülierung und Perfusion sollte minimiert werden, idealerweise weniger als fünf Minuten. Spülen des Herz sofort in eiskaltem Perfusionspuffer nach dem Entfernen von der Maus und Präparier...

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Offenlegungen

Wir haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

Marc Wozniak für die Nutzung der Abteilung für Zell-und Entwicklungsbiologie Videografie Ausrüstung.

Vanderbilt University Cell Imaging Shared Resource.

Diese Arbeit wird von AHA Zuschuss 12PRE10950005 zu ERP, AHA Zuschuss 11GRNT7690040 DMB, NIH R01 HL037675 DMB unterstützt. DMB ist die Gladys P. Stahlman Lehrstuhl für Herz-Kreislauf-Forschung.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
NaClRPIS23020
KClSigmaP-3911
MgCl2SigmaM-8266
HEPESEM ScienceS320
NaH2PO4SigmaS5011
CaCl2· 2H2OFisherC79
D-(+)-GlucoseSigmaG7528
2,3-Butandion-monoxim (BDM)SigmaB-0753
TaurinSigmaT-0625
Rinderserumalbumin (BSA)SigmaA-7030
Kollagenase BRoche Diagnostics1-088-823
Kollagenase DRoche Diagnostics1-088-882
Protease XIVSigmaP-5147
HeparinAPP Pharmaceuticals, LLC401586D
IsofluoranButler Schein11695-6776-2
Fura-2 AMTeflabs103
DMSO – wasserfreiesSigma276855
IonOptix Zellstimulations- und FluoreszenzanalysesystemIonOptix
250 μ m Nylon SiebfilterSefar AmericaLab Pak 03-250/50
23 G Luer-Stub AdapterBecton Dickinson1482619E
PE-50 SchlauchBecton Dickinson427410

Referenzen

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