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Methodenartikel

Lineage-Umprogrammierung der Perizyten-abgeleiteten Zellen des erwachsenen menschlichen Gehirn in Neuronen induziert

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DOI:

10.3791/51433

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12. Mai 2014

 ,  ,  , 
1Department of Physiological Genomics, Institute of Physiology, Ludwig Maximilians University Munich, 2Tumor Biology Lab, Neurosurgical Clinic, Ludwig-Maximilians University Munich, 3Institut für Biochemie, Emil-Fischer-Zentrum, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, 4Institute of Physiological Chemistry and Focus Program Translational Neuroscience, Johannes Gutenberg University Mainz

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Gehirn-Targeting-residente Zellen für die direkte Abstammungslinie Neuprogrammierung bietet neue Perspektiven für die Gehirn-Reparatur. Hier beschreiben wir ein Protokoll, wie die Kulturen für Gehirn-Resident Perizyten aus erwachsenen menschlichen Gehirnrinde angereichert vorzubereiten und wandeln diese in induzierten Neuronen durch Retrovirus-vermittelte Expression der Transkriptionsfaktoren und Sox2 ASCL1.

Zusammenfassung

Direkte Linie-Reprogrammierung von nicht-neuronalen Zellen in Neuronen induziert (INS) kann Einblicke in die zugrunde liegenden molekularen Mechanismen der Neurogenese bieten und ermöglichen neue Strategien für In-vitro-Modellierung oder die Reparatur des kranken Gehirns. Identifizieren Gehirn-Resident nicht-neuronalen Zelltypen zugänglich direkte Umwandlung in iNs könnte für die Einführung eines solchen Ansatzes in situ, dh innerhalb des geschädigten Hirngewebe zu ermöglichen. Hier beschreiben wir eine in dem Versuch der Identifikation von Zellen aus erwachsenen menschlichen Gehirn, die diese Prämisse zu erfüllen abgeleitet entwickeltes Protokoll. Dieses Protokoll umfasst: (1) die Kultivierung von menschlichen Zellen aus der Hirnrinde von erwachsenen menschlichen Gehirn Biopsien erhalten; (2) die in vitro-Vermehrung (etwa 2-4 Wochen erforderlich) und die Charakterisierung der Kultur durch Immunzytochemie und Durchflusszytometrie; (3) die Anreicherung durch fluoreszenzaktivierte Zellsortierung (FACS) unter Verwendung von Anti-PDGF-β-Rezeptor-und Anti-CD146-Antikörper;(4) die Retrovirus-vermittelte Transduktion mit dem neurogene Transkriptionsfaktoren Sox2 und ASCL1; (5) und schließlich die Charakterisierung der resultierenden pericyte abgeleiteten induzierten Neuronen (PdiNs) durch Immunzytochemie (14 Tage bis 8 Wochen nach retroviraler Transduktion). In diesem Stadium kann ins für ihre elektrischen Eigenschaften von Patch-Clamp-Aufnahme untersucht werden. Dieses Protokoll stellt eine hoch reproduzierbares Verfahren für die in vitro-Umwandlung der Linie Gehirnfremden Perizyten in funktionelle menschliche INS.

Einleitung

Um eine Anpassung an somatischen Zellen zu induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS), die wiederum mit einer Vielzahl von Differenzierungspotentiale gegen ausgestattet zielt direkte Anpassung für gerade Umwandlung eines spezifischen Zelltyp in einen anderen. Mit Bezug auf ihre Anwendung im Rahmen der Seuchenmodellierung und potenzielle zellbasierte Therapien, haben beide Ansätze Umprogrammierung spezifischen Vor-und Nachteile. Umprogrammieren in iPS-Zellen (i) bietet eine nahezu unendliche Quelle von Zellen; (Ii) können für die Gentechnik; (Iii) verleiht mit einer nahezu unbegrenzten Differenzierungspotenzial. , Hauptnachteile iPSCs bringen jedoch die Gefahr der Tumorigenität von undifferenzierten Zellen (Teratombildung in vivo) und die Notwendigkeit für die ex vivo Kultivierung und nachfolgende Transplantation, wenn diese Zellen bei Zelltherapien verwendet werden. Umgekehrt wird eine direkte Abstammungslinie Umprogrammierung durch die geringere Ausbeute an den gewünschten Zellen beschränktdie direkt korreliert mit der Anzahl der Zielzellen von der Ausgangspopulation, besitzt den Vorteil, dass linien umgewandelten Zellen scheinen keine tumorerzeugende Risiko bei Transplantation 1,2 aufweisen, aber; Weiterhin direkte Anpassung kann auch in situ, dh innerhalb des Organs, wo würden diese Zellen benötigt werden, wodurch die Notwendigkeit der Transplantation erreicht werden.

In diesem Sinne, unser Labor hat die Möglichkeit der Umprogrammierung-Linie Gehirn-residente Zellen in iNs als neuartiges Konzept für zellbasierte Therapien von neurodegenerativen Erkrankungen verfolgt. Brain-residenten Zellen, die potenziell als zelluläre Ziele für linien Umprogrammierung angesehen werden können, umfassen verschiedene Arten von Makroglia (Astrozyten, Oligodendrozyten und NG2 Zellen), Mikroglia und Mikrogefäß-assoziierten Zellen (Endothelzellen und Perizyten). Wir haben ausführlich die in vitro-Umprogrammierung Potenzial der Astroglia der Hirnrinde untersuchttex der frühen postnatalen Mäusen 3-5. Auf der Suche nach ähnlich geeigneten Zellquellen für die direkte Abstammungslinie Umprogrammierung im erwachsenen menschlichen Gehirn, stießen wir auf eine Zellpopulation, die erfolgreich in Ins und Ausstellungs Markenzeichen der Perizyten neu programmiert werden kann. Hier wir ein Protokoll, wie diese Zellen aus erwachsenen menschlichen Gehirn Biopsien geerntet, zu erweitern und zu bereichern, diese Zellen in vitro und schließlich erfolgreich einen wesentlichen Anteil dieser in vitro expandierten Zellen (im Bereich von 25-30%) in umprogrammieren beschreiben Ins. Umprogrammierung durch gleichzeitige Retrovirus-vermittelte Co-Expression von zwei Transkriptionsfaktoren, Sox2 und ASCL1 erreicht werden. Diese PdiNs wurden gefunden, um die Fähigkeit von sich wiederholenden Aktionspotential Brand zu erwerben und als Ziele für die synaptische anderen Neuronen Angabe ihrer Fähigkeit, die Integration in neuronalen Netzwerken dienen. Unser Protokoll stellt eine einfache Methode zur Isolierung und Abstammung Umwandlung von erwachsenen menschlichen Gehirn Perizyten in Ins.

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Protokoll

1. Isolierung und Kultivierung von adulten menschlichen Gehirn-Zellen

Experimente mit menschlichem Gewebe sollte in Übereinstimmung mit allen relevanten staatlichen und institutionellen Regelungen bezüglich der Verwendung von Menschenmaterial zu Forschungszwecken durchgeführt werden. Die vorliegende Protokoll wurde in Übereinstimmung mit der Genehmigung durch die Ethikkommission der Medizinischen Fakultät der LMU München und eine schriftliche Einverständniserklärung von allen Patienten entwickelt.

Dieses Protokoll der Vorbereitung Kulturen der erwachsenen Menschen Hirnrinde wurde mit Proben von Patienten beider Geschlechter leidet Temporallappen-Epilepsie oder andere tiefsitzende nicht-traumatische, nicht-malignen Läsionen etabliert. Das aus dem Operationssaal ausschließlich der Zugangskanal zum Gehirn Läsion umfasste erhalten und damit Gewebe gilt als gesund. Die Altersspanne der Patienten betrug 19 bis 70 Jahren.

  1. Vorbereitung Wachstumsmedium durch Zugabe hitzeinaktiviertem fötalem Kälberserum(FCS) zu DMEM mit hohem Glucose Glutamax, um eine Endkonzentration von 20% FCS zu erhalten. 5 ml Penicillin / Streptomycin, auf insgesamt 500 ml Wachstumsmedium. Führen Sie diese und alle folgenden Schritte erfordern sterile Kulturbedingungen in einem geeigneten Steril.
  2. Halten erwachsenen menschlichen Gehirn-Biopsie aus dem Operationsraum in Hanks 'ausgeglichener Salzlösung mit CaCl 2 und MgCl 2 (HBSS) Medium mit HEPES (10 mM Endkonzentration) auf Eis bis zur Verarbeitung erhalten. Startet die Bearbeitung so schnell wie möglich.
  3. Um die Dissoziation in Einzelzellen beginnen, das Gewebe übertragen in eine 65 mm Petrischale und Hackfleisch in kleine Stücke mit Hilfe von zwei sterilen Einweg-Skalpelle. Für die enzymatische Verdauung verwendet TrypLE 3-6 ml in einem 15 ml konischen Röhrchen und Inkubation für 15-30 Minuten bei 37 ° C in einem Wasserbad.
  4. 1 Volumen der vorgewärmten Nährmedium, um die Dissoziation zu ermöglichen und sanft verreiben der Lösung, die Gewebestücke auf und ab, indem zuerst5 ml Einwegpipette, gefolgt durch die Verwendung einer Glaspasteurpipette bis zur Homogenisierung der Zellsuspension. Typischerweise einige restliche Gewebestücke, die meist aus der weißen Substanz, in Suspension bleiben.
  5. Spin-down bei 157 × g für 5 min und das Pellet in der entsprechenden Menge an Wachstumsmedium (10 ml pro unbeschichtete T75-Kulturkolben). Verwenden Sie eine T75 Kulturflasche für eine Biopsie von 5-10 mm Durchmesser in Größe und extrapolieren diese bei größeren Proben.
  6. Platzieren Zellen in einem 37 ° C Inkubator mit 5% CO 2 und 5% O 2.
  7. Ersetzen Sie die Hälfte des Mediums alle 3-4 Tage, bis die Zellen Konfluenz erreicht haben. Dies dauert in der Regel bis zu zwei Wochen (als Durchgang 0 [P0] bezeichnet).

2. In-vitro-Expansion und Charakterisierung von Adult Human Brain Cells

  1. In-vitro-Expansion:
    1. Absaugen Kulturmedium und Waschen mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), gehalten bei Raum temperatur, vor Zugabe von 3 ml TrypLE.
    2. Inkubieren bei 37 ° C für 5-10 min, bis die meisten Zellen abgelöst. Klopfen Sie die Flaschen, um das Anheben der Zellen zu erleichtern; nach Zugabe von 3 Volumen Wachstumsmedium, übertragen Sie die Zellen in eine 15 ml konischen Röhrchen und Spin bei 157 xg für 5 min nach unten und die Zellen resuspendieren in der entsprechenden Menge des Wachstumsmediums.
    3. Passage der Zellen in einem Verhältnis von 1:3 für optimale Ausbeute zu neuen T75-Zellkulturflaschen.
      Hinweis: Wir haben diese Zellen bis P5 agiert, ohne irgendwelche Anzeichen von reduzierten Umprogrammierung Effizienz. Während an P0 die Kultur enthält einen erheblichen Anteil der Endothelzellen (wie von CD34-Expression zu beurteilen), in den nachfolgenden Passagen ihre Zahl vernachlässigbar.
  2. Charakterisierung von adulten menschlichen Gehirn Kulturen:
    1. Immunocytochemistry:
      1. Zur Charakterisierung der Zellen, Samen ~ 60.000 Zellen auf Poly-D-Lysin beschichteten Glasdeckgläschen in 500 ul frisches Wachstums medium in 24-Well-Gewebekulturplatten, und bei 37 ° C mit 5% CO 2 und 5% O 2.
      2. Für immunzytochemische Analyse der kultivierten menschlichen Gehirnzellen entfernen Sie das Medium und waschen 3x mit 1 ml PBS.
      3. Fix Zellen durch Zugabe von 500 ul 4% Paraformaldehyd in PBS für 15 min bei Raumtemperatur.
      4. Übertragen der Glasdeckgläschen in eine geeignete Färbung befeuchteten Kammer und der Block mit 80 ul PBS, enthaltend 3% Rinderserumalbumin (BSA) und 0,5% Triton X-100 für 1 h bei Raumtemperatur.
      5. Hinzufügen Primärantikörper in derselben Lösung verdünnt (Verdünnungsfaktoren siehe Tabelle spezifischer Reagenzien und Ausrüstung) und Inkubation über Nacht bei 4 ° C oder 1 h bei Raumtemperatur.
        Hinweis: Ein wesentlicher aber unterschiedlichem Anteil der Zellen in diesem Stadium der Kultivierung sind immunreaktiv für Blutplättchen abgeleiteten Wachstumsfaktor-Rezeptor β (PDGFRβ) cluster of differentiation 146 (CD146), NG2 Chondroitinsulfat Proteoglycan und Glattmuskelaktin (SMA), dh charakteristische Marker der Mikrogefäß-assoziierten Perizyten. Nur eine Minderheit (<1%) drücken die Astroglia-Marker saure Gliafaserprotein (GFAP) und S100β. Außerdem in dieser Phase die Kultur sollte frei von jeglichen Zellen, die den neuronalen Marker βIII-Tubulin exprimieren. Verwenden Sie mehrere primäre Antikörper-Kombinationen für die Co-Kennzeichnung von verschiedenen Markern. Eine weitere Bestätigung der Expression von Gliazellen, neuronale, Endothelzellen und Perizyten Marker können durch reverse Transkription und quantitative Echtzeit-Polymerase-Kettenreaktion (in diesem Protokoll beschrieben) erhalten werden.
      6. Nach der Inkubation mit dem primären Antikörper, wasche dreimal mit 1 ml PBS hinzugefügt und die entsprechenden Sekundärantikörper (in den geeigneten Verdünnungen) in die Farblösung und Inkubation 1 h bei Raumtemperatur im Dunkeln. Waschen Sie die Zellen 3x mit PBS. Falls erforderlich, vor der Montage umfassen Färbung mit DAPI für 5 min bei RaumTemperatur.
      7. Verwenden Antifading Montagemedium und analysieren die Deckgläser mit einem Epifluoreszenzmikroskop oder einem konfokalen Mikroskop.
    2. Durchflusszytometrie:
      1. Für die Analyse der Oberflächenmarker-Expression mittels Durchflusszytometrie, wachsen Zellen bis zur Konfluenz in T25-oder T75 unbeschichteten Zellkulturflaschen.
      2. Trennen von Zellen mithilfe TrypLE wie vorher und resuspendieren in Farblösung, bestehend aus PBS + 0,5% BSA beschrieben. Per Farbreaktion, resuspendieren 100.000-200.000 Zellen in 100 ul Farblösung. Bereiten Einzel Färbereaktionen pro Antikörper verwendet (CD146-FITC, CD140b-PE, CD34-APC, CD13-FITC, Isotypenkontrolle jeweiligen Antikörper).
      3. Hinzufügen Fluorochrom-konjugierten Antikörper zu jeder Färbelösung (siehe Tabelle für Verdünnungen spezifischer Reagenzien und Ausrüstung) direkt in der Zellsuspension und Inkubieren bei 4 ° C für 30 min im Dunkeln.
      4. Mit 500 ul PBS Waschen Sie die Zellen dreimal und Spin-down zwischen den einzelnenWaschschritt bei 157 × g für 5 min.
      5. Zellpellet in 0,5-1 ml Färbelösung und Übertragungszellen über einen Zellenfilter (70 um) FACS-Röhrchen. Schützen Sie die Probe vor Lichteinwirkung.
      6. Vortex Proben vor, indem sie in der FACS-Gerät.
      7. Um die lebenden Zellen zu analysieren und verstehen Schutt und Zellaggregate, Tor für FSC und SSC-A-A. Handy Duolen sind speziell von FSC-A-und FSC-W verknüpft. Um die richtigen Gating-Bedingungen für die Zelloberflächenmarker setzen Sie die Tore mit Isotyp-Antikörper-Kontrolle an die jeweilige Fluorochrom konjugiert zu bestimmen. Dann bestimmen den Anteil der Antikörper-gebundenen Zellen.

3. Bereicherung Perizyten abgeleiteten Zellen durch Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung

  1. Reinige den pericyte Zellpopulation (in Wachstumsmedium resuspendiert) vor Übertragung durch FACS-Sortierung mit einer 70 um Düse. Verwenden CD34-APC in Kombination mit CD140b-PE und CD146-FITC für Perizyten auswählen. Sortieren für CD34-negative, CD140b-und CD146-positiven Zellen.
  2. Sammeln der sortierten Zellen in Wachstumsmedium und der Platte auf Poly-D-Lysin-beschichtete Glasdeckgläschen in 24-Well-Gewebekulturplatten, und bei 37 ° C mit 5% CO 2 und 5% O 2.
  3. 48 h nach der Sortierung ersetzen das Medium mit frischem Wachstumsmedium und führen Übertragung in Protokoll 4 beschrieben.

4. Retrovirale Transduktion von Perizyten-abgeleiteten Zellen und Reprogrammierung in induzierte Neurone

Hinweis: Lesen Sie lokale Richtlinien der biologischen Sicherheit beim Umgang mit retroviralen Partikeln. In Deutschland ist die Verwendung der hier verwendeten Retroviren benötigen Biosicherheitsstufe 2. Für die Produktion von retroviralen Partikeln siehe Protokoll 6. Für retroviralen Konstrukte zur Umprogrammierung benutzt, um Karow et al verweisen. (2012). Retroviren waren pseudotypisierte mit VSV-G (VSV-GlycoProtein) 5. Für die Produktion entnehmen Sie bitte Gavrilescu et al 6 verweisen.

  1. 24 Stunden vor der retroviralen Transduktion Samen ~ 60.000 Zellen auf Poly-D-Lysin beschichteten Glasdeckgläschen in 500 ul frischem Wachstumsmedium in 24-Well-Gewebekulturplatten, und bei 37 ° C mit 5% CO 2 und 5% O 2 .
  2. Am nächsten Tag, ersetzen Sie das Wachstumsmedium mit 500 ul frisch, vorgewärmten Wachstumsmedium und fügen 1 ul der jeweiligen Überstände konzentriert retrovirale Partikel (für Steuer pCAG-IRES-DsRed, besonders während der Erstellung des Protokolls im Labor), pCAG-ASCL1 enthalten -IRES-DsRed pCAG-Sox2-IRES-GFP.
  3. Einen Tag später, entfernen Sie das Medium mit der Viruspartikel aus den Zellen und 1 ml frisches, vorgewärmtes B27-Differenzierungsmedium, von 49 ml DMEM mit hohem Glucose Glutamax und 1 ml Serum-B27 kostenlose Beilage zusammen. Aufrechterhaltung der Zellen in der Kultur bei 37 ° C in 5% CO 2 und 5% O 2 für 4-8 Wochen, ohne dass das Medium als Medium ändert sich wiederholende schädlich wie iNs reifen.

5. Charakterisierung der induzierten Neuronen durch Immunzytochemie

  1. Um die zelluläre Identität der transduzierten Zellen zu bestimmen, insbesondere um den Erwerb eines neuronalen Phänotyp zeigen, führen Immunzytochemie gegen neuronale Antigene wie bIII-Tubulin, MAP2 und NeuN (für Antikörper und deren Verdünnungen, siehe Tabelle von spezifischen Reagenzien und Ausrüstung, folgen dem gleichen Verfahren wie in 2.2.1 angegeben).
  2. Zur Verbesserung der Reifung von PdiNs, Co-Kultur dieser Zellen mit Nervenzellen aus der Maus E14 Hirnrinden abgeleitet. Zu diesem Zweck sezieren die Großhirnrinde und distanzieren sich ausdrücklich das Gewebe mechanisch mit einer feuerpolierten Pasteur-Glaspipette. In 10.000-50.000 murinen Neuronen zu Kulturen von pericyte-abgeleiteten Zellen 2-3 Wochen nach Transduktion mit Sox2-und ASCL1 re-encodingtroviruses und weiter Kultivierung. Transduzierte Zellen aus Maus-Neuronen durch ihre Reporter (GFP und dsRed) Ausdruck entweder durch Live-Epi-Fluoreszenz oder nach Immunzytochemie für GFP und dsRed unterschieden werden.
  3. Um die Bildung von Synapsen auf PdiNs von murinen Neuronen zu beurteilen, führen Immunzytochemie gegen vesikulären Neurotransmitter-Rezeptoren, wie vesikulären Glutamattransporter 1 (VGLUT1).
  4. Sonde transduzierten Zellen auf ihre elektrischen Eigenschaften (dh die Fähigkeit zur Erzeugung von Aktionspotentialen) und die Einrichtung von funktionellen Synapsen durch Patch-Clamp-Elektrophysiologie. Einzelheiten des Verfahrens siehe Heinrich et al. (2011).

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Ergebnisse

Das erste Ergebnis dieses Protokoll nach dem erfolgreichen Aufbau einer Kultur aus einer Probe des erwachsenen Menschen Hirnrinde besteht in der Identifizierung der zellulären Zusammensetzung des Kultur. Immunzytochemie für die Zelltyp-spezifische Proteine ​​offenbart eine beträchtliche Heterogenität zwischen den Kulturen Probe verschiedener Patienten (1A) abgeleitet ist. Wie durch die Strömungs Durchflusszytometrie quantifiziert gibt es immer eine wesentliche Fraktion von Zellen, PDGFRβ exprimieren (du...

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Diskussion

Das vorliegende Protokoll beschreibt die in-vitro-Erweiterung und Bereicherung des pericyte-abgeleiteten Zellen nach der Isolierung von adulten menschlichen Großhirnrinde und die anschließende Umwandlung in Ins, die von Retrovirus-vermittelte Expression von Transkriptionsfaktoren der neurogenen Sox2 und ASCL1. Solche Protokoll bietet eine experimentelle in vitro-System, die Linie-Umwandlung von Gehirn-residente Zellen in Neuronen und Glia potenziell auch zu untersuchen, mit dem Ziel vor Augen, um schli...

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Offenlegungen

Autoren haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

Wir danken Dr. Magdalena Götz für ihre Eingabe während der Entwicklung dieses Protokolls. Wir danken Dr. Marius Wernig (Stanford University) für die großzügige Bereitstellung von uns mit der Sox2 kodierenden Sequenz. Wir sind auch sehr dankbar, dass Dr. Alexandra Lepier für die Virusproduktion. Diese Arbeit wurde durch Fördermittel der Deutschen Forschungsgemeinschaft (BE 4182/2-2) und dem BMBF (01GN1009A) an BB, und dem Bayerischen Staatsministerium für Wissenschaft, Forschung und Kunst zu MK und BBCS erhielt Mittel aus dem binationalen SYSTHER unterstützten INREMOS Virtuelle Institute (Deutsch und Slowenisch Bundesministerien für Bildung und Forschung) und der DFG (SFB 824).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Anti-CD140b-PEBD Biosciences558821Verwendung von 1:100
Anti-CD146-FITCAbD SerotecMCA2141FTVerwendung von 1:100
Anti-CD13-FITCAbD SerotecMVA1270A488T Verwendung von 1:100
Anti-CD34-APCBD Biosciences560940Verwendung von 1:100
Anti-PDGFRβCell Signaling3169Sverwendet 1:200
anti-CD146AbcamAb75769verwendet 1:400
anti-NG2MilliporeAB5320verwendet 1:400
anti-SMASigma-AldrichA2547verwendet 1:400
anti-β III-TubulinSigma-AldrichT8660verwendet 1:400
Anti-MAP2Sigma-AldrichM4403verwendet 1:200
Anti-GFAPSigma-AldrichG3893verwendet 1:600
Anti-GFPAves LabsGFP 10-20verwendet 1:1.000
Anti-RFPChromotek5F8verwendet 1:500
Anti-S100βSigma-AldrichS2532verwendet 1:300
anti-NeuNMilliporeMAB377verwendet 1:200
anti-GABASigma-AldrichA2052verwendet 1:500
anti-CalretininMilliporeAB5054verwendet 1:500
anti-vGluT1SYnaptic SYstems135511verwendet 1:1.000
Ratte IgG1 Isotypkontrolle FITCAbD Serotec11-4301-811:100 Ratte
IgG1 Isotypkontrolle PEAbD Serotec12-4301-811:100 Ratte
IgG1 Isotypkontrolle APCAbD Serotec17-4301-811:100
TrypLEInvitrogen12605-010
DMEM, hoher Glukosegehalt, GlutaMAXInvitrogen61965
B27 serumfreies SupplementInvitrogen
fötales KälberserumInvitrogen10106-169führt eine Hitzeinaktivierung durch Inkubation bei 56 μg durch; C für 30 min
Penicillin-StreptomycinInvitrogen15140122
HBSS (Hanks Balanced Salt Solution)Invitrogen24020-091
Dulbecco's PBS ohne CaCl2 und MgCl2 (D-PBS, 1x)Invitrogen14190
HEPESSigma-AldrichH3375
Poly-D-lysin Hydrobromid (PDL)Sigma-AldrichP0899
PFA (Paraformaldehyd)Sigma-AldrichP1648
RinderserumalbuminSigma-AldrichA9418
Triton X-100Sigma-AldrichT9284
DAPI (4′,6-Diamidin-2-phenylindole)-dilaktatSigma-Aldrich042M4005
Aqua-Poly/ MountPolysciences18606-20
Polypropylen-Rohre mit rundem Boden BD Biosciences352063
Polystyrol-Röhrchen mit rundem Boden und Zellsiebkappe;BD Biosciences352235
24-Well-PlattenOrange Scientific5530305
75 cm2 KulturflaschenGreiner Bio-One658175
25 cm2 KulturflaschenGreiner Bio-One690175
Einwegpipetten 10 mlSarstedt86.1254.001
Glas Pasteur Pipetten (150 mm)FisherbrandFB50251
Glasdeckgläser 12 mm DurchmesserMenzelCB00120RA1
Chirurgische Einwegskalpelle B. Braun5518083
Gewebekulturschalen Greiner Bio-One633180
Konische Röhrchen 15 mlBD Biosciences352095
Laminar-Flow-Haube
Zentrifuge und Ausschwingrotor mit Adaptern für 15 ml und 50 ml RöhrchenHettich Lab Technology1406
Durchflusszytometrie-Zellsortierer: FACSAria l mit FACSDiva Software BD Biosciences
Humifizierter Zellkultur-InkubatorEppendorf Galaxy 170R
Wasserbad bei 37 > C
FACSFlow Mantelflüssigkeit BD Biosciences342003
Epifluoreszenzmikroskop BX61Olympus
Konfokalmikroskop LSM710Zeiss
17504044

Referenzen

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Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

DurchflusszytometrieFluoreszenz aktivierte Zellsortierungretrovirale TransduktionImmunzytochemiePatch Clamp AbleitungPDGFR beta Antik rperCD146 Antik rper
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