Methodenartikel

Labor Schätzung der Netto Trophic Transfereffizienz von PCB auf Seeforelle ( Salvelinus namaycush) Von seiner Beute

DOI:

10.3791/51496

⸱

29. August 2014

 ,  ,  , 
1Great Lakes Science Center, U. S. Geological Survey, 2Annis Water Resources Institute, Grand Valley State University, 3Daniel P. Haerther Center for Conservation and Research, Shedd Aquarium

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Eine Technik für Labor-Schätzung des Netto trophische Transfereffizienz von polychlorierten Biphenylen (PCB) Kongenere fischfressenden Fisch aus ihrer Beute wird vorgestellt. Anwendbarkeit der Laborergebnisse auf dem Gebiet maximieren, sollte die fischfressenden Fische Beutefische, die in der Regel im Feld gegessen werden zugeführt werden.

Zusammenfassung

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Eine Technik zur Schätzung der Netto-Labor trophische Transfereffizienz (γ) von polychlorierten Biphenylen (PCB) Kongenere piscivorous Fisch von Beute wird hier beschrieben. Während eines 135-Tage-Laborexperiment, wir gefüttert Bückling (Coregonus hoyi), die in den Lake Michigan zu Seeforelle (Salvelinus namaycush) gefangen worden war in acht Labortanks gehalten. Bückling ist eine natürliche Beute für Seeforellen. In vier der Tanks wurde eine relativ hohe Strömungsgeschwindigkeit verwendet werden, um relativ hohe Aktivität von der Seeforelle zu gewährleisten, wohingegen ein niedriger Flussrate wurde in den anderen vier Tanks verwendet, so dass für niedrige Seeforelle Aktivität. An einem Tank-Nebentank Grundlage wurde die Menge der Nahrung durch die Forelle an jedem Tag des Experiments aufgezeichnet gegessen. Jede Forelle wurde zu Beginn und am Ende des Versuchs gewogen. Vier bis neun Forelle aus jeder der acht Tanks wurden zu Beginn des Experiments getötet und alle in jedem der Tanks verbleibenden 10 Seforelle waren euthanized am Ende des Experiments. Wir bestimmten Konzentrationen der PCB 75 in der Forelle zu Beginn des Experiments in der Forelle am Ende des Experiments und bloaters See Forellen während des Versuchs zugeführt. Basierend auf diesen Messungen wurde γ für jede PCB 75 in jeder der acht Tanks berechnet. Mittlere γ wurde für jeden der 75 PCB für aktive und inaktive Seeforelle berechnet. Da das Experiment wurde in acht Tanks repliziert, der Standardfehler zu bedeuten γ geschätzt werden konnte. Ergebnisse aus dieser Art von Experiment sind bei der Risikobewertungsmodelle für zukünftige Gefahr für Mensch und Tier Verzehr von kontaminierten Fischen unter verschiedenen Szenarien von einer Kontamination der Umwelt vorherzusagen.

Einleitung

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Von allen Faktoren, die die Geschwindigkeit beeinflussen, mit der Fische Schadstoffe akkumulieren, ist die Effizienz, mit der Fische Schadstoffe aus dem Futter, das sie essen, zurückhalten, einer der wichtigsten1-3. Risikobewertungsmodelle wurden entwickelt, um zukünftige Risiken für Menschen und Wildtiere, die kontaminierten Fisch essen, unter verschiedenen Szenarien der Umweltkontamination vorherzusagen, und die Zuverlässigkeit dieser Vorhersagen hängt entscheidend von der Genauigkeit der Schätzungen der Effizienz ab, mit der Fische Schadstoffe aus ihrem Futter zurückhalten4.

Die Effizienz, mit der der Schadstoff in der vom Räuber aufgenommenen Nahrung durch die Darmwand transportiert wird, wird als grobtrophische Transfereffizienz5 bezeichnet. Ein Teil der Menge des Schadstoffs, die durch die Darmwand des Räubers transportiert wird, kann schließlich durch Depuration und/oder metabolische Umwandlung verloren gehen. Die Effizienz, mit der der Schadstoff in der vom Räuber aufgenommenen Nahrung vom Räuber zurückgehalten wird, einschließlich etwaiger Verluste aufgrund von Eliminierung und metabolischer Umwandlung, wird als trophische Nettotransfereffizienzbezeichnet 6.

Die Brutto-trophische Übertragungseffizienz organischer Schadstoffe auf Fische von ihrer Beute scheint mit den chemischen Eigenschaften der Kontamination zu variieren, einschließlich der Lipidzugehörigkeit, gemessen anhand des Oktanol-Wasser-Verteilungskoeffizienten, Kow3,7. Nach einer empirischen Beziehung, die von Thomann3 entwickelt wurde, ist die Brutto-trophische Transfereffizienz relativ hoch, wenn log Kow gleich einem Wert zwischen 5 und 6 ist. Die Bruttoeffizienz des trophischen Transfers nimmt exponentiell um 50% pro Einheit von log Kow ab, wenn die log Kow von 6 auf 10 zunimmt, gemäß der Thomann 3 Beziehung.

Nichtsdestotrotz scheinen die Brutto- und Netto-trophischen Transfereffizienzen von polychlorierten Biphenyl (PCB)-Kongeneren auf Fische von ihrer Beute in den meisten Fällen nichtder Thomann-3-Beziehung zu folgen. Obwohl die trophischen Transfereffizienzen von PCB-Kongeneren auf Felchen (Coregonus clupeaformis) aus ihrer Nahrung dem von Thomann vorgeschlagenen Zusammenhang folgten8, waren die trophischen Transfereffizienzen von PCB-Kongeneren entweder nur schwach oder gar nicht mit dem log von Atlantischem Lachs (Salmo salar)9, Regenbogenforelle (Oncorhynchus mykiss)10 und Coho-Lachs (Oncorhynchus kisutch)11 verwandtund Hecht (Esox lucius)11.

Das übergeordnete Ziel dieser Studie war es, eine Labortechnik zur Abschätzung der Netto-trophischen Transfereffizienz von PCB-Kongeneren auf einen fischfressenden Fisch von seiner Beute vorzustellen. Als Fischfresser für unser Experiment wurde die Seeforelle (Salvelinus namaycush) ausgewählt, da Seeforellen in Laborbecken relativ einfach zu pflegen sind. Der Bloater (Coregonus hoyi) wurde als Beutefisch ausgewählt, der an die Seeforelle verfüttert wurde, da der Bloater in seiner natürlichen Umgebung von der Seeforelle gefressen wird12. Darüber hinaus haben wir ermittelt, ob die aus unserem Laborexperiment geschätzten Netto-trophischen Transfereffizienzen für Seeforellen der Thomann-3-Beziehung folgen. Wir untersuchten auch, ob der Aktivitätsgrad der Seeforelle einen signifikanten Einfluss auf die Netto-trophische Transfereffizienz (γ) der PCB-Kongenere hatte. Es wird angenommen, dass die Aktivität der Seeforellen in den Laurentinischen Großen Seen in letzter Zeit zugenommen hat, da Veränderungen in den Nahrungsnetzen dazu geführt haben, dass die Seeforellen mehr Energie für die Nahrungssuche aufwendenmüssen 13. Die Seeforellen waren gezwungen, sich in einem Satz Becken zu bewegen, indem sie diese Seeforellen relativ hohen Durchflussraten aussetzten, während die anderen Seeforellen relativ inaktiv bleiben durften, indem sie relativ niedrigen Durchflussraten ausgesetzt wurden. Schließlich werden die spezifischen Details unseres Laborverfahrens besprochen, die sorgfältig befolgt werden müssen, um ein Höchstmaß an Genauigkeit bei den γ Schätzungen zu gewährleisten und die Laborergebnisse auf das Feld anwendbar zu machen, sowie zukünftige Richtungen für die Forschung, die auf unserer Labortechnik aufbauen. Die Effizienz des trophischen Transfers kann sowohl im Labor als auch im Feld abgeschätzt werden, und beide Ansätze haben Vor- und Nachteile. Die Genauigkeit der Schätzung der γ hängt von der Genauigkeit der Schätzung des Lebensmittelverbrauchs ab. Die Menge an Nahrung, die von Fischen im Labor gefressen wird, kann genau bestimmt werden, wenn die richtigen Protokolle befolgt werden, während die Menge an Nahrung, die von Fischen im Feld gefressen wird, typischerweise durch bioenergetische Modellierung geschätzt wird. Die Verwendung von bioenergetischer Modellierung zur Ableitung der Menge der verzehrten Nahrung hat das Potenzial, eine erhebliche Unsicherheit in die Schätzungen des Lebensmittelverbrauchs zu bringen. Es wurde gezeigt, dass Fischbioenergetikermodelle den Nahrungsverbrauch ohne erkennbare Verzerrung für den Fall von Seeforellen schätzen14,15, aber eine erhebliche Verzerrung in den Schätzungen des Bioenergetikmodells für den Nahrungsverbrauch wurde für den Fall von Seefelchenfestgestellt 15,16. Andererseits sind die im Labor geschätzten Schätzungen der Netto-trophischen Transfereffizienz aufgrund eines Unterschieds in den Fütterungsraten zwischen dem Labor und dem Feld möglicherweise nicht auf das Feld anwendbar17. Hinweise sowohl aus dem Labor als auch aus der Praxis deuten darauf hin, dass die Fütterungsrate γ beeinflussen kann14,17.

Die in der vorliegenden Studie verwendete Methode zur Schätzung der γ im Labor ist auf Situationen anwendbar, in denen der Raubfisch mit Beutefischen gefüttert wird und die Menge der vom Räuber gefressenen Beutefische genau verfolgt werden kann. Um dies zu erreichen, muss der Experimentator alle Lebensmittel wiegen, bevor er in den Tank gegeben wird. Und der Experimentator muss in der Lage sein, alle nicht gefressenen Lebensmittel aus dem Tank zu entnehmen und dann die nicht gefressenen Lebensmittel zu wiegen. Darüber hinaus sollte eine angemessene Suite von Mischern und Mischern zur Verfügung stehen, um einen ausreichenden Grad an Homogenisierung der Proben sowohl von Raubfischen als auch von Beutefischen zu erreichen. Schließlich müssen die zur Bestimmung der PCB-Kongenerkonzentrationen verwendeten Instrumente für Gaschromatographie und Massenspektrometrie in der Lage sein, einzelne PCB-Kongenere in relativ niedrigen Konzentrationen nachzuweisen und zu quantifizieren.

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Protokoll

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1. Labor-Experiment

  1. Besorgen Sie sich die Beutefische, um die Raubfische während des Experiments eingespeist werden. Vorzugsweise sind diese Raubfische sollte im Bereich, gefroren erfasst werden, und bei etwa -30 ° C gelagert. Betrachten gewerblichen Fischerei als eine mögliche Quelle für die Raubfische.
  2. Einführung der Raubfische in den Laborbehältern für den Versuch verwendet werden. Bis zu 15 Raubfische wurden in jede der 870-Liter-Druckbehälter eingeführt worden ist, und bis zu 30 Raubfische wurden in früheren Studien 16,18 in jede 2,380-l-Tanks eingeführt.
  3. Akklimatisieren die Raubfische zu einer Diät der ausgewählten Beutefische. Einmal eingewöhnt, die Raubfische sollten auf diese Diät für 1-3 Monate vor Beginn des Experiments bleiben.
  4. Beiseite Proben Raubfisch durch zufällige Auswahl von 10 bis 20 Mischproben aus der Partie der Beutefische gesetzt. Anzahl der Beutefisch in einer Mischprobe kann von 3 bis 100 reichen, abhängig von der Größe des BeuteFisch. Jede Mischprobe sollte doppelt verpackt, eingefroren und bei etwa -30 ° C gelagert werden.
  5. Einleitung des Versuchs durch Verzicht 30 bis 50% der Fische in jedem der Tanks.
    1. , Um die Fische einschläfern, mischen 8 g Finquel mit 45 l Wasser in einem großen Kunststoffbehälter und legen Sie dann die Fische in dem Behälter mit der Finquel Lösung.
    2. Sobald eingeschläfert, legen alle Fische getötet von einem Tank in einen Beutel, dann Doppeltasche, und lagern bei etwa -30 ° C bis zur Zeit der Verarbeitung.
    3. Wiegen jede der in jedem der Tanks restlichen Fisch, und notieren Sie die Gewichte; ein Anästhetikum wird wahrscheinlich nötig sein, um den über Wiegen.
    4. , Um die Fische zu betäuben, mischen Sie 4,6 g Finquel mit 45 l Wasser in einem großen Kunststoffbehälter, und legen Sie dann die Fische in dem Behälter mit der Finquel Lösung.
    5. Warten Sie ein paar Minuten für die Betäubung wirksam vor dem Wiegen der Fische zu nehmen.
  6. An jedem Tag des Experiments wurde ein Auftauenentsprechende Menge an Beutefisch, und schneiden Sie die Beutefische in Stücke mit einem Gewicht von etwa 1 bis 5 g. Wiegen die Menge der Beutefische in jedem der Tanks platziert werden, dann fallen die Beutefische Stücke in jedem Tank und ermöglichen die Raubfische ca. 1 Stunde zu füttern. Dann entfernen Sie alle Futterreste, lassen Sie das Essen an der Luft trocknen für ca. 20 min, und dann wiegen die Futterreste für jeden der Tanks. Notieren Sie die Menge der Nahrung in den Tank gelegt und die Menge der Futterreste für jeden der Tanks jeden Tag.
    HINWEIS: Für die repräsentative Experiment wurden Seeforelle so viel Nahrung zugeführt, wie sie während einer Fütterungsperiode jeden Tag 18 verbrauchen würde. Allerdings könnte die Raubfische auch auf festRationen 16,19 platziert werden.
  7. Beenden das Experiment durch Verzicht gesamte verbleibende Raubfische in jedem der Tanks. , Um die Fische einschläfern, mischen 8 g Finquel mit 45 l Wasser in einem großen Kunststoffbehälter und legen Sie dann die Fische in dem Behälter mit der Finquel Lösung. Rekord ter Gewicht jedes der geopfert Fisch. Um zuverlässige Ergebnisse, muss der Versuch für mindestens 100 Tage, vorzugsweise für mindestens 130 Tage ausgeführt. Zeigen alle Fische aus einem Tank in einen Beutel, dann Doppeltasche, und lagern bei etwa -30 ° C bis zur Zeit der Verarbeitung.

2. Fisch Homogenisierung

  1. Wählen Sie eine Reihe von Raubfische und / oder Raubfischverbundwerkstoffe zum Auftauen. Lassen Sie die Verbundwerkstoffe teilweise auftauen. Jede Zusammensetzung kann 0,5 bis 1 Stunde erfordern, zu homogenisieren.
  2. Mit den entsprechenden großen Mixer homogenisieren jedem der Verbundwerkstoffe. Für jede Verbund Platzieren einer Probe (50 bis 100 g) des Homogenats in ein gereinigtes, mit Aceton gespült, und gekennzeichnet Glas. Dann das Glas verschließen und speichern Sie das Glas bei etwa -30 ° C, bis zur Zeit der Verarbeitung.
  3. Gebrauchte, um die Fische zu homogenisieren Ausrüstung zu waschen, und dann richtig mit destilliertem Wasser und Methanol, zwischen den Proben zu spülen.

3. Extraktion

  1. Wiegen 20,0 gdes aufgetauten homogenisiert Fischgewebe in einem 200-ml-Becherglas.
  2. Fügen Sie ca. 40 g Natriumsulfat und gut mischen mit Spachtel.
  3. Hinzufügen Ersatzspitze enthaltenden Lösung Analoga 30, 61, 161, und 166 Spikes bei einer Konzentration, die eine Endkonzentration von 20 ng / ml im Extrakt liefert.
  4. Die Probe wird bei Raumtemperatur zu trocknen, während das Mischen alle 20 min.
  5. Lassen Sie die Probe, um eine Konsistenz von trockenem Sand, an welcher Stelle die Probe bereit für Extraktion zu erreichen.
  6. Einrichten der Soxhlet-Extraktionsvorrichtung mit einem 500-ml-Kolben mit Teflon Sieden Chips Soxhlet und Kondensator.
  7. Fügen Sie die getrockneten Fisch Mischung auf eine Glas Fingerhut mit einem grobFrittenScheibe unten oder Papier Fingerhut.
  8. Mit 150 ml 50% Hexan und 50% Dichlormethan in das Becherglas für die Probe verwendet und rührt während Kratzen an den Wänden des Becherglases mit einem Spatel.
  9. Übertragen des Lösungsmittels auf die Oberseite der Soxhlet mit dem Kolben befestigt und ermöglichen es, um durch den Soxhlet undin den Kolben.
  10. Wiederholen Sie ein zweites Mal mit 150 ml erneut.
  11. Legen Sie die Soxhlet mit dem angebrachten Kolben auf das Heizelement und befestigen Sie den Kondensator.
  12. Einschalten des Heizelements und das Lösungsmittel auf einem sanften Erhitzen, dann extrahieren für mindestens 16 h sicherstellen, dass Kaltwasser zu den Kondensatoren zugeführt.
  13. Nachdem das Lösungsmittel zu kühlen, um zu sehen, ob einer der Probenflaschen Wasser enthalten. Für jene Kolben, enthaltend Wasser, Natriumsulfat hinzu und schwenken, bis das Wasser durch Natriumsulfat absorbiert.
  14. Konzentrieren die Probe mit Hilfe eines Stickstoff Probenkonzentrator oder ein Kaderna Dänisch (KD) Glasaufbau mit einem heißen Wasserbad.
  15. Die Probe wird auf ein Volumen von weniger als 2 ml verdampfen, und dann auf ein Endvolumen von 5 ml zu bringen, indem kleine Wasch Hexan, um die Probe aus der Glaswaren zu einem 5-ml-Meßkolben übertragen verwendet.
  16. Transfer in ein 10-ml-Fläschchen und beschriften mit Probeninformationen.

  1. Vorbereitung angesäuert Kieselgel durch Zugabe von 44 g konzentrierter Schwefelsäure in 100 g aktiviertes Kieselgel.
  2. 10 g angesäuertem Silicagel in eine kleine Chromatographiesäule, die einen kleinen Pfropfen aus Glaswolle an der Unterseite.
  3. 1 ml der Probenlösung auf die Säule nach Vorreinigung der Säule mit 10 ml Hexan.
  4. Eluieren der Säule mit 20 ml Hexan und sammeln sich verjüngenden 20-ml Glasrohr.
  5. Platzieren der Glasröhre an dem Stickstoffverdampfer (N-Vap) Vorrichtung unter einem Stickstoffstrom und in heißes Wasser eingetaucht.
  6. Dampfe zu weniger als 1 ml, jedoch nicht bis zur Trockene.
  7. Von der N-Vap Gerät zu entfernen und zu 1-ml-Messkolben mit kleinen Wasch Hexan.
  8. Transfer in ein 1,8 ml Autosampler Fläschchen mit Probeninformationen gekennzeichnet.
  9. Spike 4 ul internen Standard in das Fläschchen. Die Probe ist nun bereit für die Analyse.

5. Anallyse mittels Gaschromatographie - Massenspektrometrie unter Verwendung negative chemische Ionisation

  1. Verwenden Sie Standards, um das Gerät zu kalibrieren: Die Standards sind in Mischungen, bestehend aus Gruppen von Artgenossen gut getrennt. Mischungen bestehen aus 1-5 fast aller Kongenere in Arochlors 1016 1221 1232 1242 1248 1254 gefunden, und 1260 Mix 1 ist als Multi-Level-Kalibrierungsmischung verwendet und Systemlinearität wird durch die Vorbereitung zumindest bestätigt fünf Kalibrierungspegel in Konzentrationen zwischen 2 und 100 ng / ml. Mixe 2-5 werden als Single-Point-Kalibrierungen für jeden Aroma verwendet.
  2. Massenspektrometriesystem im negativen Modus der chemischen Ionisation mit Wasserstoff als Trägergas (1 ml / min) und Methan als Reaktionsgas - die Chromatographie eingestellt.
  3. Verwenden Sie einen Quarzglas-, Kapillar-Säule (60 m × 0,25 mm Innendurchmesser) mit DB-XLB bei 0,25 um-Schichtdicke für die Trennung beschichtet. Programm Ofen Temperatur von 60 bis 212 ° C bei 25 ° C / min, dann auf 260 ° C mit 1 ° C / min, und dann auf 280 ° C bei 4 ° C / min, mit einer endgültigen Haltezeit 4 min. Injektor und Transferleitung Temperaturen sollten bei 280 ° C eingestellt werden. Injizieren 1 bis 2 ul der Probe unter Verwendung des splitlosen Injektionsmodus.
  4. Analysieren alle Standards und Proben von der internen Standardmethode mit 13 C-markierten Decachlorbiphenyl.
  5. Führen Sie eine Überprüfung der anfänglichen Kalibrierung, indem Sie eine zweite Quelle-Standard und Aroclors 1242 und 1260, und vergleichen Sie dann die vorhergesagten Werte für die Aroclor Kongenere mit den beobachteten Mengen von diesem Prüfverfahren.
  6. Sobald die erste Kalibrierungsprozedur erfolgreich durchgeführt wurde, vollständige Analyse aller Proben. Führen Sie eine Kalibrierung prüfen alle zehn Proben, mit einer der Kalibrierung Gemische aus der anfänglichen Kalibrierung.

6. Berechnung des Netto Trophic Transfereffizienz

  1. Berechnen Netto trophische Transfereffizienz, γ, die für jede Kombination of Tank und PCB Kongeneren mit der folgenden Gleichung:
    figure-protocol-1 , Wobei [PCB f] ist die durchschnittliche PCB Kongener Konzentration des Raubfische im Tank am Ende des Experiments, W f das Durchschnittsgewicht der Raubfische im Tank am Ende des Experiments [PCB i] Die durchschnittliche PCB Kongener Konzentration des Raubfische im Tank zu Beginn des Experiments, W i das Durchschnittsgewicht der Raubfische zu Beginn des Experiments, und die Menge an PCB Kongener eingenommen bezieht sich auf das Gewicht der PCB Kongeneren eingenommen wird, im Durchschnitt von jedem Seeforelle im Tank während des Experiments.
  2. Berechnen Sie den Nenner in der obigen Gleichung durch Multiplikation der durchschnittlichen Konzentration der PCB-Kongeneren in den Beutefisch Verbundwerkstoffen durch die durchschnittliche Menge (Gewicht) der Beute Fische in den Tank dur gegessen pro Raubfischeing den gesamten Verlauf des Experiments.

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Ergebnisse

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Seeforelle zeigte eine erhebliche Menge an Wachstum während des Experiments, als die ersten Seeforelle bedeuten Gewichte reichten von 694 bis 907 g, während die letzten Seeforelle bedeuten Gewichte reichten von 853 bis 1.566 g (Tabelle 1). Die durchschnittliche Menge der Nahrung durch eine Seeforelle im Laufe der 135-Tage-Experiment verbraucht reichten von 641 bis 2.649 g. Bedeuten, PCB-Konzentrationen in der Kongeners Seeforelle erhöht während des Experiments, als mittlere PCB-Konzentrationen Kongeners...

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Diskussion

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Um die genauesten Schätzung der γ muß der Experimentator in der Lage, genau zu verfolgen, sowohl die Menge der Nahrung in jedem der Tanks und der Menge des Futterreste in jedem der Behälter während des Verlaufs des Experiments platziert werden. Um dies zu erreichen, muss der Experimentator in der Lage, alle Futterreste aus den Tanks zu entfernen und das Gewicht genau zu bestimmen sein. Zusätzlich zur genauen Verfolgung der Nahrung tatsächlich durch die Raubfische verzehrt, kann eine genaue Abschätzung der γ auch auf aus...

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Danksagungen

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Diese Arbeit wurde teilweise von der Great Lakes Fishery Commission und dem Annis Water Resources Institute finanziert. Die Verwendung von Handels-, Produkt- oder Firmennamen impliziert keine Billigung durch die US-Regierung. Dieser Artikel ist Beitrag 1867 des U.S. Geological Survey Great Lakes Science Center.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
870-Liter-Fiberglas-TanksFrigid UnitsRT-430-1
2.380-L-Fiberglas-TanksFrigid UnitsRT-630-1
Tricain-Methansulfonat (Finquel)Argent Chemical Laboratories, Inc.C-FINQ-UE-100GEugenol könnte auch als Anästhetikum verwendet werden.
Ashland KochmesserChicago BesteckSKU 1106336
SchneidebrettWilliams-Sonoma3863586
Hobart Verical Mixer (40 Quart)Hobart Corporation
1,9-L KüchenmaschineRobot Coupe, Inc.RSI 2Y1 
Polyethylen-Beutel (verschiedene Größen)Arcan Inc.
I-Chem DosenI-Chem220-0125
Elektronische TopladerwaageMettler ToledoMettler PM 6000 
Natriumsulfat, wasserfrei - körnigEMDSX0760E-3
Extraktionskauschen aus Glas (45 mm x 130 mm)Wilmad-Lab GlassLG-7070-114
Siedechips aus TeflonChemware919120
Rapid Vap Stickstoff-ProbenkonzentratorLabconco7910000
N-Vap StickstoffkonzentratorOrganomation112
Soxhlet Extraktionsglas (500 ml)Wilmad-Lab Glas  LG-6900-104
HexanBurdick & Jackson Kat. 211-4
DichlormethanBurdick & Jackson Kat. 300-4
KieselgelBDHKat. BDH9004-1KG
Labl Line 5000 Multi-Unit-ExtraktionsheizungLab Line Instruments
Agilent 5973 GC/MS mit chemischer IonisationAgilent5973N
Interne Standardlösung Cambridge Isotope LaboratoriesEC-1410-1.2
PCB-Kongener-KalibrierstandardsAccustandardC-CSQ-SET
DB-XLB Säule (60 m x 0,25 mm, 0,25 Mikron)Agilent/ J& W122-1262

Referenzen

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