Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Bau von Dampfkammern verwendet, um Mäuse zu Alkohol Expose Während der Equivalent aller drei Trimester der Human Development

14.6K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/51839

⸱

13. Juli 2014

 ,  ,  , 
1Department of Neurosciences, School of Medicine, University of New Mexico Health Sciences Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir zeigen den Aufbau der Alkoholdampf Kammern mit leicht verfügbaren Materialien, die gleichzeitig beherbergen 6 Mäusekäfige. Wir beschreiben weiter ihre Verwendung in einem Mausmodell der fetalen Alkohol-Exposition entspricht allen 3 Trimester der Schwangerschaft beim Menschen. Dieses Paradigma macht Tieren während der Trächtigkeit und postnatalen Tag 1-12.

Zusammenfassung

Alkoholexposition in der Entwicklung kann in einer Konstellation von morphologischen und Verhaltensauffälligkeiten, die kollektiv als Fetal Alcohol Spectrum Disorders (FASDs) bekannt sind, führen. Am schwersten Ende des Spektrums ist Fetale Alkoholsyndrom (FAS), gekennzeichnet durch Wachstumsverzögerung, kraniofaziale Dysmorphien und Neuropsychologische Defizite. Studien mit Tiermodellen, einschließlich Nagetiere, haben viele molekularen und zellulären Mechanismen in der Pathophysiologie beteiligt FASDs erläutert. Ethanol Verwaltung, schwanger zu Nagetieren wurde verwendet, um die Exposition des Menschen während der ersten und zweiten Trimester der Schwangerschaft zu modellieren. Dritten Trimester Ethanolkonsum bei Menschen wurde mit neonatalen Nagern modelliert. Allerdings haben einige Studien an Nagetieren die Wirkung der Ethanolexposition während der äquivalent zu allen drei Trimester der Schwangerschaft beim Menschen, ein Muster der Exposition, die häufig bei schwangeren Frauen aus. Hier zeigen wir, wie man Dampfkammern aus leicht zu bauen obtainable Materialien, die jeweils Platz für bis zu sechs Standard-Maus-Käfigen. Wir beschreiben eine Dampfkammer Paradigma, das verwendet werden kann, um Muster der Exposition gegenüber Ethanol bei minimaler Handhabung während aller drei Trimester. Unsere Studien zeigen, dass schwangere Dämme entwickelt signifikante metabolische Toleranz zu Ethanol. Allerdings hat neugeborenen Mäusen nicht entwickeln metabolischen Toleranz und die Anzahl der Föten, Gewicht Fötus, der Plazenta Gewicht, Anzahl der Jungtiere / Wurf, die Anzahl der toten Welpen / Wurf Welpen und Gewicht wurden durch Ethanolexposition nicht signifikant beeinflusst. Ein wichtiger Vorteil dieses Paradigma ist die Anwendbarkeit auf Studien mit genetisch modifizierten Mäusen. Zusätzlich minimiert dieses Paradigma Umgang mit den Tieren, eine große verwechseln in fetalen Alkohol-Forschung.

Einleitung

Trinken während der Schwangerschaft kann den Fötus schädigen, was zu anhaltenden Veränderungen in vielen Organen und Systemen, die die Lebensqualität für die betroffenen Menschen und ihre Familien deutlich verringern. Es wird geschätzt, dass ca. 10-30% der Frauen trinken während der Schwangerschaft in den USA, mit 1-8% in einer Binge drinking Muster 1,2. Die Palette der Wirkungen von Ethanolexposition während der fetalen Entwicklung hergestellt wird kollektiv als fetale Alkohol-Spektrum-Störungen (FASDs) bekannt. Aktuelle Schätzungen zeigen, dass FASDs sind ein großes Gesundheitsproblem mit einer Prävalenz so hoch wie 2-5% in den USA drei. Je schwerer Manifestation FASDs ist Fetale Alkoholsyndrom (FAS), die durch Wachstumsverzögerung, kraniofaziale Anomalien, neurologisch und Defizite, einschließlich Lernschwierigkeiten gekennzeichnet ist. Die Prävalenz von FAS wurde geschätzt, 0,2-0,7% in der US 3 sein. Die derzeit verfügbaren Behandlungen für FASDs sind nur teilweise wirksamund Entwicklung von effektiveren Behandlungen wird durch die schlechte Verständnis der zellulären und molekularen Grundlagen dieses komplexen Spektrum von Erkrankungen beschränkt.

Daten aus dem National Birth Defects Prevention Study (NBDPS) zeigen, dass schwangere Frauen am häufigsten während des 1. Trimesters trinken, vor der Schwangerschaft festgestellt worden ist, gefolgt von der Abstinenz während der späteren Stadien der Schwangerschaft 2. Die NBDPS auch festgestellt, dass die zweithäufigste Muster von Ethanolkonsum während der Schwangerschaft trinken geht durch alle Trimester der Schwangerschaft 2. Die Gründe dafür sind mangelnde Bewusstsein über die potenziell schädlichen Auswirkungen von Ethanol fetalen Exposition (selbst bei niedriger Dosierung), begrenzter Zugang zu Schwangerschaftsvorsorge, positive Geschichte für neuropsychiatrische Störungen und Missbrauch oder Abhängigkeit von Ethanol 4. Interessanterweise berichtete die NBDPS, dass die dritthäufigste Konsummuster beteiligt Abstinenz während der 1 Und 2. Trimester während des 3. Trimesters, wenn es oft angenommen wird, dass das Trinken ist sicher, weil Organogenese wurde größtenteils abgeschlossen, gefolgt von Verbrauch. Allerdings ist das 3. Trimester eine Zeit der hohen Anfälligkeit für Ethanol-induzierten Schäden des Nervensystems, denn dies ist eine Zeit, in neuronalen Schaltkreisen zu unterziehen tiefe Verfeinerung 2. Die NBDPS identifiziert andere, weniger häufige Muster des Alkoholkonsums während der Schwangerschaft auftreten, einschließlich Verbrauch während der 1. und 2. Trimester, gefolgt von Enthaltsamkeit während des 3. Trimenon 2.

In einem Versuch, die verschiedene Muster von Ethanolkonsum bei schwangeren Frauen beobachtet Modell, eine Anzahl von Entwicklungsethanolexposition Paradigmen wurden mit verschiedenen Tierarten festgelegt, an Ratten und Mäusen am üblichsten 5,6. Die Dauer der Schwangerschaft bei diesen Tieren in der Regel lasts ca. 3 Wochen, die an der 1. und 2. Trimester der Schwangerschaft beim Menschen entspricht. Viele Nager Studien haben die Auswirkungen der verschiedenen Dosen und Muster der Ethanolexposition während dieser Zeit bewertet. Beispiele für die Verfahren und Ratten häufig verwendet, um Ethanol zu verwalten schwangeren Mäusen die Verabreichung über flüssige Ernährung 7,8, Zugabe von Ethanol zum Trinkwasser 9,10, freiwillige Trink von Saccharin gesüßt Lösungen 11, 12 Magensonde, Dampf Inhalation 13 und subkutane oder intraperitoneale Injektion 14. Die Ergebnisse dieser Studien haben mehrere der in den Menschen mit FASDs beobachteten Defizite rekapituliert, was zeigt, dass die Exposition während der frühen Stadien der Schwangerschaft ist ausreichend, um über neuronale Schaltkreise des Gehirns (in 6,15 bewertet) beschädigen.

Versuche mit Nagetieren haben auch gezeigt, daß während der Belichtung entspricht der 3. Trimester der Schwangerschaft beim Menschen, die in etwa den ersten 1-2 Wochen der postnatalen Leben in Ratten und Mäusen deutlich die Entwicklung des Gehirns beeinträchtigen. Exposure in diesem Zeitraum hat sich durch die Gabe von Ethanol zu neonatalen Ratten oder Mäuse modelliert. Ethanol hat auf diese Tiere mit einer Vielzahl von Methoden, einschließlich Fütterung über Gastrostomie bei künstlich aufgezogenen Tieren 16-18, intragastrischen Intubation 19, 20 subkutane Injektion, Inhalation und Dampf 21,22 verabreicht. Diese Studien haben überzeugend gezeigt, dass das Gehirn Wachstumsschub ist eine Zeit der hohen Anfälligkeit für die Auswirkungen auf die Entwicklung von Ethanol 6.

Wie oben erwähnt, trinken während aller Trimester der Schwangerschaft ist ein häufiges Muster von Ethanolkonsum bei Frauen zwei. Allerdings haben vergleichsweise wenige Studien die Auswirkungen dieser Expositionsmuster anhand von Tiermodellen untersucht. Einige dieser Studien haben advantag genommene von großen Tieren, wo das 3. Trimester-Äquivalent tritt in utero nicht der neonatalen Periode wie in dem Fall von Ratten und Mäusen. Diese Tiermodelle sind nicht-menschlichen Primaten 23,24 und Schafe 25-27. Allerdings sind diese Tiermodellen nicht weit verbreitet in FASDs Forschung, teilweise wegen der hohen Kosten und die Notwendigkeit für spezialisierte Einrichtungen. Nagetiere wurden häufiger verwendet, um die Wirkung von all-Trimester Ethanolexposition auf die fetale Entwicklung 5 charakterisieren. Meerschweinchen haben in dieser Hinsicht aufgrund ihrer umfassenden pränatalen Entwicklung und Gemeinsamkeiten in der Hirnreifung dem des Menschen besonders vorteilhaft 28,29 gewesen. Mit Meerschweinchen, war es möglich, die Wirkung von Ethanol Exposition in utero, die das Äquivalent Entwicklungszeit des menschlichen 3. Trimester umfasst charakterisieren. Die vergleichsweise hohen Kosten dieser Tiere sowie die relativ lange Dauer der Schwangerschaft(~ 67 Tage), ihre Verwendung zu einigen Laboratorien, die auf FASDs Forschung beschränkt.

Wegen ihrer Wirtschaftlichkeit und den breiten Einsatz in der biomedizinischen Forschung, haben Forscher Ratten verwendet, um die Exposition zu Ethanol in allen Trimester der Schwangerschaft zu modellieren. In ersten Studien wurden die Ratten während der Schwangerschaft über flüssige Ernährung gefolgt von der Verabreichung von Ethanol über Gastrostomie künstlich aufgezogen Neugeborenen (postnatalen Tag (P) 10.1), was zu Spitzenblutethanolkonzentrationen (BEC) in den Staudämmen von 0,08 g / dl ausgesetzt und in der Welpen 0,16 g / dl. Dieses Paradigma verursacht dauerhafte Veränderungen im Sehnerv Myelinisierung und die Zahl der Bergmann Gliazellen Fasern im Kleinhirn 30-32 reduziert. Ebenso Maier und Mitarbeiter mit künstlichen Haltungsbedingungen über intragastrischen Intubation, gefolgt von Neugeborenen-Verwaltung während eines Teils des 3. Trimesters Äquivalent (P4-9) 33,34 verabreicht Ethanol, schwanger zu Ratten-Muttertiere in einer Binge artig. PEAK Mutter und Welpen BECs waren 0,3 g / dl bei beiden Schwangerschafts Tag 20 und P6. Das All-Trimester Exposition Paradigma führte zu Wachstumsverzögerungen, die deutlich größer ist als bei Jungtieren während ausgewählter Perioden der Schwangerschaft ausgesetzt 33 beobachtet wurde. Zusätzlich Ratten zu Ethanol während des gleichen für alle Trimester ausgesetzt zeigte eine Reduktion in der Anzahl der Purkinje und Granulatzellen, die größer ist als die bei Tieren während anderer Perioden 34 ausgesetzt wurde beobachtet. Ermäßigungen in Hippocampus-Zellzahlen wurden auch mit diesem Paradigma berichtet, aber diese Effekte scheinen eine Folge der Exposition während des 3. Trimester-Äquivalent 35 in erster Linie sein. Eine Methode, die Ethanol-Verwaltung beinhaltet über intragastrischen Magensonde zu beiden trächtigen Ratten und neugeborenen Mäusen wurde auch verwendet, um alle Trimester Exposition 36 modellieren. Diese Methode, die BECs von 0,13 g / dl bei den Muttertieren (Schwangerschafts Tag 17) und 0,24 g / dl bei P6 Welpen, induziert lon ergabg anhaltende Veränderungen in der Monoamin-Neurotransmitter-Spiegel im Hippocampus und Hypothalamus, und erhöhten Expression der DNA-Methyltransferasen und Methyl-CpG-Bindungsprotein 2 im Hippocampus 37,38. Mit einer ähnlichen Exposition Paradigma (BEC = 0,14 bis 0,2 g / dl bei Dämmen und 0,2 g / dl bei Jungtieren), 39 wurde eine Zunahme der Zahl der neuen unreifen Nervenzellen im Gyrus dentatus von erwachsenen Ratten Gil-Mohapel et al., Dass kann ein Ausgleichsmechanismus, um Ethanol-induzierten neuronalen Schäden oder eine Änderung bei der Reifung von Erwachsenen geboren Neuronen darstellen. Die Ermittler haben auch versucht, alle Trimester Ethanolexposition zu modellieren, indem Dämme über flüssige Nahrung oder Wasser sowohl während der Schwangerschaft und Stillzeit 9,40 trinken. Allerdings ist der Nutzen der Freilegung der Welpen über die Muttermilch begrenzt, weil es typischerweise zu niedrig pup BECs (zB 0,002 bis 0,05 g / dl, 41,42).

Mäuse wurden auch verwendet extensively um die Wirkungen der Entwicklungsethanolexposition zu charakterisieren. Dieses Tiermodell teilt viele der oben für die Ratten-Tiermodell beschrieben, mit dem zusätzlichen Vorteil, die viele Stärken genetisch veränderte Mausstämme sind vorhanden 5. Mäuse wurden erfolgreich eingesetzt, um die Auswirkungen von Ethanol in der 1., 2. oder 3. Trimester der Schwangerschaft 43,44 charakterisieren. Doch die Auswirkungen der Exposition auf alle Trimester diesen Tieren nicht gut aus, da es technisch schwieriger zu Mäusen während der äquivalent zu allen Trimestern der Schwangerschaft aussetzen. Zum Beispiel künstliche Aufzucht und Magensonde, die in Ratten erfolgreich eingesetzt wurden, erfordern spezielle Verfahren bei Mäusen 45. Nach bestem Wissen unseren Erkenntnissen nur eine Studie hat bisher versucht, die Wirkung aller Trimester Ethanolexposition mit Mäusen zu studieren; Diese Tiere wurden zu Ethanol-Lösung im Trinkwasser ausgesetzt During Schwangerschaft und Stillzeit 46. Maternal BECs waren 0,07 g / dl und Welpen BECs wurden nicht bestimmt, aber erwartet, dass ein Bruchteil der in Dämmen sein.

Hier beschreiben wir ein neues Modell für alle Trimenon Ethanol Exposition von Mäusen, wo Alkohol an beide schwanger Dämme und Neugeborenen über Dampfinhalationskammern verabreicht. Dampfkammern wurden auf der Grundlage einer früheren Design-47 gebaut. Wir bieten detaillierte Anleitung, wie man die Inhalation Kammern zu bauen und führen Sie die Belichtungsverfahren. Wir bieten auch Informationen über die BECs, die erreicht werden können und die Auswirkungen der Exposition auf pup Überleben und Wachstum.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle Tier-Verfahren wurden von der Universität von New Mexico-Health Sciences Center Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt.

1. Vapor Chamber Versammlung

  1. Cut Polycarbonat-Platten mit einer Kreissäge oder Stichsäge auf die Abmessungen in dem Video für oben, unten, vorne, hinten, seitlich und Tür (Abbildung 1 und Tabelle 1).
  2. Mit einer Kreissäge oder Stichsäge, schneiden Sie eine Öffnung 8 cm hoch und 16 cm breit in der Mitte der Frontplatte.
  3. Messen und markieren Sie die Löcher für die Klavierband auf die 18-Zoll von 10-Zoll-Polycarbonatplatten, die die Tür der Kammer werden wird.
  4. In der Tür bohren Gegenwanne Löcher mit einem 5/16 Zoll-Bohrer, und mit einem 3/16 Zoll-Bohrer, bohren Sie das Loch für die Schrauben. Achten Sie darauf, Gegenkörper Löcher auf der Innenseite der Tür für die Schraubenköpfe zu bohren.
  5. Bereiten Sie die Polycarbonat-Platten für das Schweißen.
  6. Montieren hernt, Rücken und Seitenteile auf der Bodenplatte mit Weld-on # 16.
  7. Verschließen Sie alle Lücken zwischen den Platten mit Weld-on # 16.
  8. Bringen Sie die obere Panel mit Weld-on # 16.
  9. Verwenden Sie Schraubzwingen oder Schwer Text Bücher, alles an Ort und Stelle zu halten, während die Schweißnähte zu heilen.
  10. Befestigen eines 1 Zoll durch eine 12-Zoll-Stück Polycarbonat auf der Frontplatte 1 Inch unterhalb der Öffnung für die Befestigung des Türscharniers.
  11. Lassen Sie mindestens 24 Stunden für Weld-on zu heilen.
  12. Schneiden Sie zwei Stücke von PEX-Schlauch 12 cm lang und 1 Stück 1 Zoll langen PEX-Schlauch.
  13. Mit einer 5/16 Bohrer ein Loch bohren, in jeder der 12-Zoll-PEX-Schlauch ca. 1 bis 2 cm von einem Ende.
  14. Befestigen 2 x 12 Zoll PEX Schlauch mit einer 3/8 Zoll-T-Stück mit den Löchern von dem Stecker.
  15. Verschließe die offenen Enden des PEX Schläuche mit 3/8 inch-Stecker.
  16. Befestigen Sie den Klavierband an der Frontplatte und Tür mit 4-40 Maschinenschrauben und Muttern.
  17. Mit der Tür als ein Führer, marche die Löcher für die Klavierband erforderlich auf die 1 inch-Abstandshalter auf der Vorderseite der Kammer.
  18. Mit einem 3/16 Zoll-Bohrer, bohren die Löcher in der Frontplatte für den Klavierband.
  19. Schließen Sie die Tür und Klavierband an der Frontplatte mit 4-40 Maschinenschrauben und Muttern.
  20. Bauen Sie die Schnellspanner nach dem Video mit einer Unterlegscheibe und Mutter auf jeder Seite des Auslegers angezeigt.
  21. Mark und Bohrer 3/16 Zoll Löcher für den Schnellspannern auf der Frontplatte und befestigen Knebelklemmen mit 4-40 Maschinenschrauben und Muttern.
  22. Add 3/8 Zoll Gummidichtungslippendichtungen an der Innenseite der Tür.
  23. Mit einer 5/8 Zoll langweilig Bohrer, bohren Sie ein Loch in der Mitte der oberen Platte für die Einlassöffnung.
  24. Bohren Sie ein 1/2 Zoll Loch im Boden / Mitte der Rückwand für die Austrittsöffnung.
  25. Montieren Sie die Austrittsöffnung, indem Sie den Gewindeteil des 3/8 Zoll Wanddurch Adapter durch die Rückwand der Dampfkammer, in der Austrittsöffnung Loch. Bringen Sie die Mutter von derinnerhalb der Kammer in Position zu halten.
  26. Entfernen Sie die Schutzabdeckung aus Polycarbonat-Platten.
  27. Befestigen Sie die 1-Zoll-Stück von PEX-Schlauch an den T-Verbinder und die Kraft der PEX-Schlauch durch das Loch in der Decke der Kammer von innen.
  28. Bringen Sie ein 3/8 Zoll 90 Ellenbogen an die Spitze der 1-Zoll-PEX-Schlauch von außen.
    HINWEIS: Bohren Sie ein 1/2 Zoll Loch in der Tür und legen Sie eine 1/2 Zoll Dichtung Septen in das Loch.
  29. Wiederholen Sie die Schritte 1 bis 22 für die Luftkammer nur steuern.

2. Rack und Luftzufuhranordnung

  1. Wenn Platzierung der Kammern auf der in der Materialliste genannten Warenkorb / Rack, montieren den Wagen nach den Anweisungen des Herstellers.
  2. Mit Ersatz Muttern und Schrauben, befestigen ein Reststück von Polycarbonat mit der Zahnstange, um die Volumenstromregler halten.
  3. Überall auf dem Schrott Stück Polycarbonat, markieren und Bohrer 3/4 Zoll Löcher für die Luftaufsichtsbehörden und Regulatoren zu befestigen mit den Mutternzur Verfügung gestellt.
  4. Befestigen 3/8 Zoll Wanddurch Adapter an den Eintritts-und Austrittsöffnungen der Luftmengenregler.
  5. Montieren Sie den Ethanol-Kolben mit Belüftungsstein, # 8 Stopper und Schnell In-Line-Steckverbinder.
  6. Verwendung von 3/8 Inch Tygon-Schlauch, verbinden die Durchflussreglern mit der Luftpumpe und Ethanol Kolben wie in Fig. 1 gezeigt.
  7. Für die einzige Luftkammer, befestigen die Austrittsöffnung des Luftstromreglers mit dem Einlass 3/8 Zoll Ellbogen 90 mit 3/8 Zoll Tygon-Schlauch, wie in Fig. 1 gezeigt.

figure-protocol-1
1. Schematische Darstellung der Anordnung der Dampfkammern. Ein T-Verbinder mit dem rauscharmen Luftpumpe angebracht. Eine Seite des T-Verbinders ist direkt an einen Volumenstromregler für die Luft nur Dampfkammer verbunden ist. Die anderen side wieder aufgeteilt und an zwei verschiedenen Volumenstromregler, einer für Luft und einen für Ethanol beigefügt. Die Luftkammer ist direkt mit dem Regler verbunden, wie gezeigt. Für die Ethanoldampf Kammer wird ein Volumenstromregler auf der Belüftungsstein in flüssigem Ethanol in der Filterkolben eingetaucht ist. Der Seitenarm-Port der Saugflasche ist mit dem Ausgang des Luftregler verbunden, wie angegeben. Das fusionierte Ethanoldampf und Luft wird dann zu dem Einlaß des Ethanoldampfkammer verbunden ist. Die Austrittsrohre (nicht gezeigt) an einer Lüftungsöffnung in dem Raum verbunden.

3. Testen Vapor Chambers und Stellen Ethanol Levels

  1. In 600 ml 190 Proof Ethanol zu der Filterflasche, legen Sie die Belüftungs Stein und Haken bis zu Rohr an dem Seitenarm des Kolbens Einlass.
  2. Schließen Kammertüren und wiederum auf die Luftpumpe.
  3. Volumenstromregler einstellen, so dass etwa halb so viel Luft durch die Flüssigkeit Alkohol als Luft ist es mit gemischt fließt. AdjusT die Luft nur Luftstrom zur kombinierten Strom des Alkohols und der Luftkammer Ethanol.
  4. Kammern ermöglichen, für mindestens 30 min äquilibrieren gelassen, bevor die Messung der Luftethanolkonzentration.
  5. Messen Sie Luft Ethanol-Konzentration durch Extraktion 5 ml Luft mit einer 18G Nadel und einer 60-ml-Spritze durch das Septum. Verdünnen, dass die Probe mit der Raumluft, indem Sie den Kolben wieder auf 60 ml (1.12 Verdünnung). Messen Sie Luft Ethanol Ebene mit Alkoholtester gemäß den Anweisungen des Herstellers. Die Verdünnung der Kammerluft benötigt wird, um Alkoholdampf Ebenen innerhalb des Erfassungsbereichs des Alkohol erzielen.
    HINWEIS: Bei Verwendung von verschiedenen Ebenen der Alkohol-Exposition die Verdünnung muss unter Umständen angepasst werden.
  6. Als Ausgangspunkt, wie nötig, um eine Luftalkoholkonzentration von etwa 4,5 bis 5 g / dl (g verdampften Alkohol pro dl Luft) zu erreichen passen Sie die Volumenstromregler.

4. Tierzucht

  1. Gruppenhaus Weibchen C578BL / 6 Mäusen (2-3 Monate alt) für mindestens 1 Woche, um Eierstockzyklen synchronisieren.
  2. Individuell Haus männlichen C57BL / 6 Mäuse (2-5 Monate alt) für mindestens 2 Wochen.
  3. Nach der Synchronisierung, setzen Sie ein einzelnes Weibchen mit einem Männchen für 5 Tage bis zur Paarung zu ermöglichen.
  4. Nach der Paarung, entfernen Männchen und Weibchen Haus individuell und legen Sie sie in die Kammern.

5. Pre-und Post-Natal Ethanol Vapor Belichtungs

  1. Expose schwanger Dämme Ethanoldampf für 4 Stunden pro Tag ab 10 Uhr während des Licht-Zyklus (Licht an von 6.00 bis 06.00 Uhr), außer dem Tag der Geburt bis zum Tod zu verhindern pup.
  2. Wiegen Dämme an Schwangerschafts-Tag (G) 5, G13-G14, G20 und G18-Schwangerschaften zu überwachen; Bettwäsche wurde an den Tagen, dass Frauen wurden gewogen, um die Handhabung zu minimieren geändert.
  3. Jeder Tag ersetzen, das Essen für die Ethanol-exponierten Gruppen Verbrauch von Pellets mit jeder in sie aufgenommen Ethanol zu vermeiden.
  4. Am TagGeburt keine Tiere aussetzen. Nach der Geburt setzen die Dämme und Welpen für 4 Stunden pro Tag ab 10 Uhr von P1-P12.
  5. Wiegen Welpen auf P2, P8, P12, P25 und; und Bettzeug wechseln auf P8 und P12 zusätzliches Handling zu minimieren.
  6. Unmittelbar nach der letzten Exposition (P12), übertragen Sie die Käfige zu einem Standard-Tierhaltungsraum.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

2A zeigt, dass sowohl schwangeren Mäusen und neonatalen Nachkommen wurden relativ stabil Ethanoldampfkonzentration in den Kammern ausgesetzt. Dies lag zwischen 4-6 g / dl. 2B zeigt die in den schwangeren Mäusen als Funktion der Zeit erreicht BECs. BECs wurden mit einem Standard-Alkohol-Dehydrogenase-Assay auf Basis 48 gemessen. Am G5, stieg schnell auf BECs ~ 60 mM 2 Stunden nach Beginn der Exposition und ihren Höhepunkt am Ende der 4 Stunden Belichtungszeit. BECs allmählich ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Hier beschreiben wir detailliert die Methoden für den Bau von Dampfinhalationskammern. Materialien und Werkzeuge erforderlich sind, um die Kammern zu bauen sind leicht von einer Reihe von kommerziellen Anbietern und die Schritte zur Konstruktion der Kammern sind relativ unkompliziert. Das System, das wir hier beschreiben keine Inline-Rückschlagventile enthalten, um den Rückfluss und Vermischung zu verhindern. Wir konnten keine nachweisbare Ethanol in der Luft zu messen nur Kammern was darauf hindeutet, dass wir keine Mi...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

Unterstützt vom National Institutes of Health gewährt R01-AA015614, AA014973-R01, T32-AA014127 und K12-GM088021. Die Autoren danken Samantha L. Blomquist für technische Unterstützung und Drs. Kevin Caldwell und Donald Partridge für das Manuskript und Video kritische Bewertung.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Polycarbonat 1/4" klar 48" x 24"McMaster-Carr8574K2310
Moosgummi Kolbendichtung 3/8" b x 7/32" hMcMaster-Carr93085K6710 ft
Anschweißen #16McMaster-Carr7515A113
Klavierscharnier 12" langMcMaster-Carr1658A112 x 1 ft
Niederhalter StandardMcMaster-Carr5126A268
PEX Schlauch 1/2"McMaster-Carr51275K8810 ft
T-Stück mit Widerhaken (Schwarz) Stück 10McMaster-Carr5463K6081
Steckverschraubung mit Widerhaken (Schwarz) Stück 10McMaster-Carr5462K791
Rohrverschraubung mit Widerhaken (Schwarz) Stück 10McMaster-Carr5463K5961
3/8" Durchgangsadapter, Rohr auf GewinderohrMcMaster-Carr5463K8511
Phillips Maschinenschraube 4-40McMaster-Carr91772A1121
Maschinenschraube Sechskantmutter 4-40McMaster-Carr90480A0051
Einbau-Durchflussmesser 2-20McMaster-Carr41945K763
KOLBEN, FILTER 1.000 ml 6/PACKVWR89001-800arabische Ziffer
Präzisionsdichtung SeptenVWR89084-4901
VWR Schwarz Gummistopfen #8 1-LochVWR59581-3671
ROHR TYGON R3603 3/8X9/16 50'VWR89068-5561
ROHR TYGON R3603 1/4X11/16 50'VWR89068-5021
Belüfterstein P2120VWR32573-0071
3/8" T-Verbinder Pk von 20VWR46600-0601
VWR Trennschalter konisch Pk von 10VWR46600-1101
3/8 Schlauch Tülle Ventil Inline-KupplungColder Products CompanyHFCD176121
Luftpumpe mittlere KapazitätLMI HerstellerDB60L1
Nexelate Drahtregal 36 "B x 24" T x 63 "HGlobaleindustrielle T9A9901351
Vorbaurollen Set mit (4) 5" Polyurethan RadGlobal IndustrieT9A5005911

Referenzen

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). World Health Organization Who. Alcohol use and binge drinking among women of childbearing age--United States. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 61 (28), 534-538 (2012).
  2. Ethen, M. K., et al. Alcohol consumption by women before and during pregnancy. Matern Child Health J. 13, 274-285 (2009).
  3. May, P. A., et al. Prevalence and epidemiologic characteristics of FASD from various research methods with an emphasis on recent in-school studies. Dev Disabil Res Rev. 15, 176-192 (2009).
  4. Wendell, A. D. Overview and epidemiology of substance abuse in pregnancy. Clin Obstet Gynecol. 56, 91-96 (2013).
  5. Cudd, T. A. Animal model systems for the study of alcohol teratology. Exp Biol Med (Maywood. 230, 389-393 (2005).
  6. Valenzuela, C. F., Morton, R. A., Diaz, M. R., Topper, L. Does moderate drinking harm the fetal brain? Insights from animal models). Trends Neurosci. 35, 284-292 (2012).
  7. Sliwowska, J. H., Song, H. J., Bodnar, T., Weinberg, J. Prenatal Alcohol Exposure Results in Long-Term Serotonin Neuron Deficits in Female Rats: Modulatory Role of Ovarian Steroids. Alcohol Clin. Exp. Res. 10, (2013).
  8. Sutherland, R. J., McDonald, R. J., Savage, D. D. Prenatal exposure to moderate levels of ethanol can have long-lasting effects on hippocampal synaptic plasticity in adult offspring. Hippocampus. 7, 232-238 (1997).
  9. Naassila, M., Daoust, M. Effect of prenatal and postnatal ethanol exposure on the developmental profile of mRNAs encoding NMDA receptor subunits in rat hippocampus. J Neurochem. 80, 850-860 (2002).
  10. Servais, L., et al. Purkinje cell dysfunction and alteration of long-term synaptic plasticity in fetal alcohol syndrome. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 9858-9863 (2007).
  11. Brady, M. L., Allan, A. M., Caldwell, K. K. A limited access mouse model of prenatal alcohol exposure that produces long-lasting deficits in hippocampal-dependent learning and memory. Alcohol Clin Exp Res. 36, 457-466 (2012).
  12. Bake, S., Tingling, J. D., Miranda, R. C. Ethanol exposure during pregnancy persistently attenuates cranially directed blood flow in the developing fetus: evidence from ultrasound imaging in a murine second trimester equivalent model. Alcohol Clin Exp Res. 36, 748-758 (2012).
  13. Cuzon, V. C., Yeh, P. W., Yanagawa, Y., Obata, K., Yeh, H. H. Ethanol consumption during early pregnancy alters the disposition of tangentially migrating GABAergic interneurons in the fetal cortex. J Neurosci. 28, 1854-1864 (2008).
  14. Godin, E. A., et al. Magnetic resonance microscopy defines ethanol-induced brain abnormalities in prenatal mice: effects of acute insult on gestational day 7. Alcohol Clin Exp Res. 34, 98-111 (2010).
  15. Gil-Mohapel, J., Boehme, F., Kainer, L., Christie, B. R. Hippocampal cell loss and neurogenesis after fetal alcohol exposure: insights from different rodent models. Brain Res Rev. 64, 283-303 (2010).
  16. Diaz, J., Samson, H. H. Impaired brain growth in neonatal rats exposed to ethanol. Science. 208, 751-753 (1980).
  17. Stanton, M. E., Goodlett, C. R. Neonatal ethanol exposure impairs eyeblink conditioning in weanling rats. Alcohol Clin Exp Res. 22, 270-275 (1998).
  18. West, J. R., Hamre, K. M., Pierce, D. R. Delay in brain growth induced by alcohol in artificially reared rat pups. Alcohol. 1, 213-222 (1984).
  19. Tran, T. D., Stanton, M. E., Goodlett, C. R. Binge-like ethanol exposure during the early postnatal period impairs eyeblink conditioning at short and long CS-US intervals in rats. Dev Psychobiol. 49, 589-605 (2007).
  20. Ikonomidou, C., et al. Ethanol-induced apoptotic neurodegeneration and fetal alcohol syndrome. Science. 287, 1056-1060 (2000).
  21. Heaton, M. B., Paiva, M., Madorsky, I., Siler-Marsiglio, K., Shaw, G. Effect of bax deletion on ethanol sensitivity in the neonatal rat cerebellum. J Neurobiol. 66, 95-101 (2006).
  22. Ryabinin, A. E., Cole, M., Bloom, F. E., Wilson, M. C. Exposure of neonatal rats to alcohol by vapor inhalation demonstrates specificity of microcephaly and Purkinje cell loss but not astrogliosis. Alcohol Clin Exp Res. 19, 784-791 (1995).
  23. Kraemer, G. W., Moore, C. F., Newman, T. K., Barr, C. S., Schneider, M. L. Moderate level fetal alcohol exposure and serotonin transporter gene promoter polymorphism affect neonatal temperament and limbic-hypothalamic-pituitary-adrenal axis regulation in monkeys. Biol Psychiatry. 63, 317-324 (2008).
  24. Schneider, M. L., et al. Moderate-level prenatal alcohol exposure alters striatal dopamine system function in rhesus monkeys. Alcohol Clin Exp Res. 29, 1685-1697 (2005).
  25. Ramadoss, J., Hogan, H. A., Given, J. C., West, J. R., Cudd, T. A. Binge alcohol exposure during all three trimesters alters bone strength and growth in fetal sheep. Alcohol. 38, 185-192 (2006).
  26. Ramadoss, J., Lunde, E. R., Pina, K. B., Chen, W. J., Cudd, T. A. All three trimester binge alcohol exposure causes fetal cerebellar purkinje cell loss in the presence of maternal hypercapnea, acidemia, and normoxemia: ovine model. Alcohol Clin Exp Res. 31, 1252-1258 (2007).
  27. Ramadoss, J., Tress, U., Chen, W. J., Cudd, T. A. Maternal adrenocorticotropin, cortisol, and thyroid hormone responses to all three-trimester equivalent repeated binge alcohol exposure: ovine model. Alcohol. 42, 199-205 (2008).
  28. Byrnes, M. L., Reynolds, J. N., Brien, J. F. Brain growth spurt-prenatal ethanol exposure and the guinea pig hippocampal glutamate signaling system. Neurotoxicol Teratol. 25, 303-310 (2003).
  29. Catlin, M. C., Abdollah, S., Brien, J. F. Dose-dependent effects of prenatal ethanol exposure in the guinea pig. Alcohol. 10, 109-115 (1993).
  30. Phillips, D. E., Krueger, S. K. Effects of combined pre- and postnatal ethanol exposure (three trimester equivalency) on glial cell development in rat optic nerve. Int J Dev Neurosci. 10, 197-206 (1992).
  31. Phillips, D. E., Krueger, S. K., Rydquist, J. E. S. hort- Short- and long-term effects of combined pre- and postnatal ethanol exposure (three trimester equivalency) on the development of myelin and axons in rat optic nerve. Int J Dev Neurosci. 9, 631-647 (1991).
  32. Shetty, A. K., Burrows, R. C., Wall, K. A., Phillips, D. E. Combined pre- and postnatal ethanol exposure alters the development of Bergmann glia in rat cerebellum. Int J Dev Neurosci. 12, 641-649 (1994).
  33. Maier, S. E., Chen, W. J., Miller, J. A., West, J. R. Fetal alcohol exposure and temporal vulnerability regional differences in alcohol-induced microencephaly as a function of the timing of binge-like alcohol exposure during rat brain development. Alcohol Clin Exp Res. 21, 1418-1428 (1997).
  34. Maier, S. E., Miller, J. A., Blackwell, J. M., West, J. R. Fetal alcohol exposure and temporal vulnerability: regional differences in cell loss as a function of the timing of binge-like alcohol exposure during brain development. Alcohol Clin Exp Res. 23, 726-734 (1999).
  35. Livy, D. J., Miller, E. K., Maier, S. E., West, J. R. Fetal alcohol exposure and temporal vulnerability: effects of binge-like alcohol exposure on the developing rat hippocampus. Neurotoxicol Teratol. 25, 447-458 (2003).
  36. Kelly, S. J., Lawrence, C. R. Intragastric intubation of alcohol during the perinatal period. Methods Mol Biol. 447, 101-110 (2008).
  37. Perkins, A., Lehmann, C., Lawrence, R. C., Kelly, S. J. Alcohol exposure during development: Impact on the epigenome. Int J Dev Neurosci. 31, 391-397 (2013).
  38. Tran, T. D., Kelly, S. J. Alterations in hippocampal and hypothalamic monoaminergic neurotransmitter systems after alcohol exposure during all three trimester equivalents in adult rats. J Neural Transm. 106, 773-786 (1999).
  39. Gil-Mohapel, J., et al. Altered adult hippocampal neuronal maturation in a rat model of fetal alcohol syndrome. Brain Res. 1384, 29-41 (2011).
  40. Popovic, M., Caballero-Bleda, M., Guerri, C. Adult rat's offspring of alcoholic mothers are impaired on spatial learning and object recognition in the Can test. Behav Brain Res. 174, 101-111 (2006).
  41. Guerri, C., Sanchis, R. Alcohol and acetaldehyde in rat's milk following ethanol administration. Life Sci. 38, 1543-1556 (1986).
  42. Matta, S. G., Elberger, A. J. Combined exposure to nicotine and ethanol throughout full gestation results in enhanced acquisition of nicotine self-administration in young adult rat offspring. Psychopharmacology (Berl. 193, 199-213 (2007).
  43. Olney, J. W. Fetal alcohol syndrome at the cellular level). Addict Biol. 9, 137-149 (2004).
  44. Sulik, K. K. Genesis of alcohol-induced craniofacial dysmorphism. Exp Biol Med (Maywood). 230, 366-375 (2005).
  45. Lewis, S. M., et al. Modifying a displacement pump for oral gavage dosing of solution and suspension preparations to adult and neonatal mice). Lab Anim (NY). 39, 149-154 (2010).
  46. Cebolla, A. M., et al. Effects of maternal alcohol consumption during breastfeeding on motor and cerebellar Purkinje cells behavior in mice. Neurosci Lett. 455, 4-7 (2009).
  47. Becker, H. C., Hale, R. L. Repeated episodes of ethanol withdrawal potentiate the severity of subsequent withdrawal seizures: an animal model of alcohol withdrawal "kindling". Alcohol Clin. Exp. Res. 17, 94-98 (1993).
  48. Galindo, R., Valenzuela, C. F. Immature hippocampal neuronal networks do not develop tolerance to the excitatory actions of ethanol. Alcohol. 40, 111-118 (2006).
  49. Workman, A. D., Charvet, C. J., Clancy, B., Darlington, R. B., Finlay, B. L. Modeling transformations of neurodevelopmental sequences across mammalian species. J Neurosci. 33, 7368-7383 (2013).
  50. Becker, H. C., Diaz-Granados, J. L., Weathersby, R. T. Repeated ethanol withdrawal experience increases the severity and duration of subsequent withdrawal seizures in mice. Alcohol. 14, 319-326 (1997).
  51. Ukita, K., Fukui, Y., Shiota, K. Effects of prenatal alcohol exposure in mice: influence of an ADH inhibitor and a chronic inhalation study. Reprod Toxicol. 7, 273-281 (1993).
  52. Varma, P. K., Persaud, T. V. Influence of pyrazole, an inhibitor of alcohol dehydrogenase on the prenatal toxicity of ethanol in the rat. Res Commun Chem Pathol Pharmacol. 26, 65-73 (1979).
  53. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemp Top Lab Anim Sci. 43, 42-51 (2004).
  54. Arias, C., Molina, J. C., Mlewski, E. C., Pautassi, R. M., Spear, N. Acute sensitivity and acute tolerance to ethanol in preweanling rats with or without prenatal experience with the drug. Pharmacol Biochem Behav. 89, 608-622 (2008).
  55. Nizhnikov, M. E., Molina, J. C., Varlinskaya, E. I., Spear, N. E. Prenatal ethanol exposure increases ethanol reinforcement in neonatal rats. Alcohol Clin Exp Res. 30, 34-45 (2006).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

AlkoholdampfkammernMaus-Fetales-Alkohol-ModellEthanol-Expositions-ParadigmaKonstruktion von PolycarbonatkammernLuftstromregelungssystemExposition trächtiger Mäuseneonatale Exposition von MäusenBlutalkoholmessungAbdichtung mit SpannhebelklemmenEin- und Auslassöffnungen
Bau von Dampfkammern verwendet, um Mäuse zu Alkohol Expose Während der Equivalent aller drei Trimester der Human Development
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.