Methodenartikel

Minimal-invasive chirurgische Verfahren zur Induktion Myokardinfarkt in Mice

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DOI:

10.3791/52197

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4. Mai 2015

 ,  ,  , 
1Institute for Molecular Cardiovascular Research, RWTH Aachen University, Germany

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Ein hochgradig reproduzierbares Modell für Myokardinfarkt bei Mäusen mit minimalinvasiven Manipulationen wird beschrieben. Das Modell kann einfach durchgeführt werden, was zu einer hohen Reproduzierbarkeit und Überlebensrate führt. Somit wird das beschriebene Modell die Anzahl der benötigten Tiere reduzieren, wie es das 3R-Prinzip (Replacement, Refinement and Reduction) verlangt.

Zusammenfassung

Herzinfarkt bleibt immer noch die häufigste Todesursache in den westlichen Ländern, trotz erheblicher Fortschritte in den Stent Entwicklungsgebiet in den letzten Jahrzehnten. Zur Klärung der zugrunde liegenden Mechanismen und die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien, die Verfügbarkeit von Tiermodellen gültig sind Pflichtfelder. Da wir neue Einblicke in Pathomechanismen von kardiovaskulären Erkrankungen unter in vivo Bedingungen zu bekämpfen Myokardinfarkt, die Gültigkeit des Tiermodell ist ein entscheidender Aspekt. Schutz von Tieren sind jedoch höchst relevant in diesem Kontext. Daher nehmen wir eine minimalinvasive und einfaches Modell des Myokardinfarkts bei Mäusen, die eine hohe Reproduzierbarkeit und Überlebensrate der Tiere gewährleistet. Somit erfüllt diese Modelle die Anforderungen des 3R-Prinzips (Replacement, Refinement und Reduction) für Tierversuche und zur Gewährleistung der wissenschaftlichen Informationen für die weitere Entwicklung von therapeutischen Strategien für cardiov erforderlichascular Krankheiten.

Einleitung

Herzinfarkt ist eine der Haupttodesursachen in den Industrieländern. Trotz unbestreitbarer Fortschritte der diagnostische und therapeutische Ansätze, sind Herz-Kreislauf- Erkrankungen immer noch die Hauptursache von Sterblichkeit. Angesichts der verbesserten Lebenserwartung und Lebensrisiken wird ein kontinuierlicher Anstieg der Inzidenz von kardiovaskulären Erkrankungen in der Zukunft erwartet. Daher gibt es einen starken Bedarf für die Behandlung von kardiovaskulären Erkrankungen zu etablieren und zu validieren neuartigen Ansätzen. Die Information des menschlichen Studien leiden an seine Grenzen, im allgemeinen sind diese Studien nicht ausreichend zu erklären und die Mechanismen auf molekularer Ebene nicht in der Lage, Lösungen für diese große gesundheitliche Probleme bereitzustellen.

Außerdem hat die Grundlagenforschung aufgrund der Komplexität und der Schwierigkeit begrenzt, die Mechanismen von kardiovaskulären Erkrankungen im Labor zu reproduzieren. Deshalb, um unser Wissen über die Pathophysiologie des Herz-Kreislauf zu erhöhenGefäßerkrankungen, ist es notwendig, Tiermodellen 1,2 validieren. Um jedoch alle Kaskaden von molekularen Ereignissen in der Heilung nach Myokardinfarkt, Analyse zu verschiedenen Zeitpunkten erforderlich beteiligt sind, was zu einer großen Anzahl von Tieren Experimente.

Myokardinfarkt Versuche werden oft durch Verwendung von Tiermodellen durchgeführt. Induktion Myokardinfarkt in Kleintiere 3-11 ist die eingesetzt werden, um zelluläre und molekulare Ereignisse als Großtiermodellen zu untersuchen am besten geeignete und effiziente Modell. Darüber hinaus stellt keine andere Art der Verfügbarkeit von transgenen oder Knockout-Stämme als 12 Mäuse. Diese Mausmodelle sind sehr nützlich bei anderen Krankheiten, einschließlich kardiovaskulären Krankheiten (wie zum Beispiel Atherosklerose, Restenose im Stent) 13,14. Darüber hinaus ist die geringe Schwangerschaft und die hohe Zahl von Nachkommen qualifizieren Mausmodelle als attraktivsten System zu molekularen Mechanismen der Herzmuskel INFA studierenrction 12.

Dennoch ist die Größe des Herzens bei Mäusen erwartet hohe Präzision der Handhabung bei der Mikrochirurgie. Unterricht wie qualifizierte Fachpersonal Operation ist ein zeitraubender und arbeitsintensiver Prozess. Deshalb haben wir hier einen detaillierten mikrochirurgisches Verfahren, einschließlich Tipps und Tricks, um Mitarbeiter auch bei mittleren Qualifikationen, wie Studenten oder Techniker, die komplexe Myokardinfarkt-Modell bei Mäusen durchführen zu führen.

Anfänglich wird Intubation mittels einer kurzen Kanüle, ohne mit der Tracheotomie. Die Brust Schnitt in der Zwischenrippengegend, die Vermeidung der Beschädigung von Rippen oder / und des umgebenden Gewebes. Dieser Teilschritt ist von großer Bedeutung für eine schnelle Wiederherstellung und Heilung 15 zu gewährleisten. Die Ligatur ist Differenz für chronische Ischämie und Ischämie / Reperfusion-Modelle hergestellt, für eine hohe Überlebensrate während immer noch eine signifikante Infarktgröße. Unsere Erfahrung zeigt, that mit Seidennaht sorgt für eine höhere Reproduzierbarkeit im Vergleich zu Cryo-Verletzungen 16.

Zusammenfassend ist das hier beschriebene Verfahren sowohl chronischen Ischämie und Ischämie / Reperfusion-Modelle in kleine Tiere anwendbar. Die Tipps und Tricks in diesem Verfahren vorge sollen Personal mit noch niedrigen oder mittleren Qualifikation zu ermöglichen, um es in kleinen Tiermodellen anzuwenden.

Protokoll

HINWEIS: Die Experimente in diesem Papier werden entsprechend dem Deutschen niedrig und zu den europäischen Tierpflege-Richtlinien durchgeführt. Die Tiere werden in der Tier Anlage von Institut für Labortierkunde, Universiy Krankenhaus Aachen, Deutschland unter der Leitung von Prof. Dr. R. Tolba und Dr. A. Teubner (Tierschutzbeauftragte) gezüchtet.

1. Animal Care

  1. Halten Sie die Maus in einem spezialisierten Station, versichern richtigen Zugang zu Nahrung und spezialisierte tierärztliche Kontrolle und Behandlung. Wenn die Tiere bewegt oder von Dritten erworben, stellen Sie bitte sicher einwöchigen Unterkunft, bevor das Verfahren.

2. Intubation

  1. Betäuben 8-10 Wochen alten männlichen C57BL / 6-Wildtyp-Mäusen, 25-27 g mit intraperitoneale Injektion von 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg Xylazin. Überwachen Sie das Niveau der Anästhesie durch toe Prise Reflexe. Zeigen vet Salbe auf die Augen bis zur Trockenheit während des Verfahrens zu verhindern.
  2. verwalten Schmerztherapie mit buprenophine 0,1 mg / kg Körpergewicht subkutan vor dem Start des chirurgischen Eingriffs, nach der Tierpflege-Richtlinien Ihrer Einrichtung.
  3. Gewährleistet die Einhaltung von sterilen Bedingungen, um Infektionen während der Operation unter Verwendung steriler Materialien und Instrumente zu vermeiden.
  4. Setzen Sie den narkotisierten Maus in Rückenlage auf einer beheizten Operationstisch. Entfernen Sie die Haare von beiden ventralen Halsbereich und linken Thoraxhälfte mit einem kleinen Rasierer und Desinfektion mit 70% Alkohol vor der Inzision.
    1. Führen Sie eine kleine Medianschnitt von 0,5 cm mit der Operation Schere in der Mitte des Halses. Unter der Haut, durch die 2 Fettkörper gehen mit sterilem gebogenen Pinzette und Visualisierung der Luftröhre unter Stereomikroskop durch die Transparenz der Abdeckung Muskel.
  5. Einzuführen oral die Intubationskanüle in die Luftröhre unter Ansicht mit Hilfe des Stereomikroskops (Abbildung 1A). Unterscheiden Sie die Metallkanüle through das transparente Gewebe. Und zu überprüfen, die Position und die Lage während des Betriebs jederzeit (1B).
  6. Schließen Sie die Kanüle in die Kleintierbeatmungsgerät und passen Lüftungseinstellungen entsprechend stellt Leitlinien (Atemvolumen zwischen 100 bis 150 & mgr; l und einer Atemfrequenz zwischen 100-150 pro min).

3. Myokardinfarkt Induction

  1. Führen Sie einen Hautschnitt von weniger als 0,5 cm in der Mitte einer Linie zwischen Schwertfortsatz und links axila. Verwenden einer Pinzette, um die Muskelschicht aus den zugrunde liegenden Rippen trennen.
  2. Führen einen kleinen Einschnitt zwischen den Rippen durch Verwendung einer kleinen Schere bis die Brusthöhle geöffnet 17. Bei chronischen Infarkt, führen Sie den Schnitt in der 5. Zwischenrippenraum (1C) und / oder für die Ischämie / Reperfusion-Modell, in dem 4. Zwischenrippenraum (1D): für eine einfachere Ansatz Zahl von unterhalb der 2-ten und der 3 th Zwischenrippenraum, respectively).
  3. Legen Sie die Wundhaken in den Einschnitt, um Brusthöhle zu öffnen und das Herz zu visualisieren.
  4. Den Herzbeutel, um übermäßige fibrotische Prozesse verhindern vorsichtig entfernen.
  5. Visualisieren Sie die linke absteigende Koronararterie (LAD) als Tief positioniert hellrot Schiff. Wenn der LAD kann nicht dargestellt werden, sollten Sie einige Referenzpunkte, um die Reproduzierbarkeit zu erhöhen.
    1. Bei chronischen Infarktmodell, legen Sie die Unterbindung in der Mitte der Bauchseite des Herzens (zwischen der Ohrmuschel und Spitze), die als Referenz die Richtung wie in 1C gezeigt. Binden Sie die beiden Äste der Arterie mit 0/7 Seidennaht, eine transmurale vorderen und hinteren Infarkt zu erhalten. Die graue Farbe zeigt die Position der Ligatur und kann bei Bedarf (1C) wiederholt werden.
    2. Für Ischämie / Reperfusion-Modell, legen Sie die Ligatur unter der Ohrmuschel, über den Hauptkörper der LAD (1D). Die ligtur über einen Siliconschlauch entfernt, um die Integrität des Behälters zu schützen. Die graue Farbe zeigt die Infarktareal und sollte in das gesamte Herz (1D) angezeigt. Zeigen zeitlichen Nähte auf den Rippen während der Ischämie Zeitraum und befeuchten mit einem Tupfer, um Gewebe ein Austrocknen zu verhindern. Nach Ischämie, entfernen Sie den Silikonschlauch und schneiden Sie die Naht mit einer kleinen Schere, um die Reperfusion zu visualisieren.
  6. Neben den Anästhetika und Analgetika zu Beginn des Verfahrens verwendet (Schritte 2.1 und 2.2), verwenden Sie 0,5% Isofluran während der Operation, um die richtige Komfort der Tiere sicherzustellen, oder folgen Sie den Tierpflege-Richtlinien Ihrer Einrichtung.

4. Naht and Recovery

  1. Beseitigen Sie die Restluft aus Thorax durch Auffüllen mit warmer isotonischer Kochsalzlösung.
  2. Schließen des Thorax mit 3 0/6 Nahtmaterialien (wie in 2A und 2B gezeigt). Positionieren der medialen Nähte in einem Winkel von 90 °, wie versichern(B 2A) ealed Verschluß der Rippen, wie in Abbildung 2 dargestellt.
  3. Schließen Sie die Muskelschicht mit 2 Nähten (2C) und die Haut mit 3-4 Nahtmaterial 0/6 (2D). Führen Sie diese Nähte getrennt, eine richtige Fenster für weitere echokardiographischen Messung zu erhalten.
  4. Trennen Sie das Intubationskanüle vom Beatmungsgerät und lassen Spontanatmung. Zur späteren Identifizierung, markieren Sie die Maus mit dem lokalen System (fragen Sie den Tierschutzbeauftragten Ihrer Einrichtung).
  5. Legen Sie sich die Maus auf der linken Seite unter dem roten Lampe, bis er aufwacht. Haben ein Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis es ausreichend Bewusstsein wiedererlangt. Achten Sie darauf, ein Tier, das Operation unterzogen hat, um in der Gesellschaft von anderen Tieren zu sein, bis nicht vollständig erholt.
  6. Verwalten Schmerztherapie mit buprenophine 0,1 mg / kg Körpergewicht subkutan für die nächsten 3 Tage, nach der Tierpflege-Richtlinien Ihrer Einrichtung.

5. Analyse der Myokardinfarkt

  1. Regelmäßige Überwachung der Herzfunktion mittels Echokardiographie (3A): der Ejektionsfraktion, Verkürzungsfraktion, Herzzeitvolumen und Herz Dimensionen.
  2. Betäuben die Tiere mit einer intraperitonealen Injektion von 100 mg / kg Ketamin und 10 mg / kg Xylazin. Überprüfen Sie die ordnungsgemäße Betäubung vor der Operation durch das Fehlen von Reflexen.
  3. Öffnen Sie die Brusthöhle und der Verbrauch das Herz, indem sie in sterile PBS-Lösung Wasch ausgiebig die verbleibende Blut.
  4. Wenn nötig, sammeln das Blut direkt aus dem Herzen durch die Vermeidung von Verletzungen der Infarktregionen oder nach Entfernen des Herzens von der Brusthöhle.
  5. Nach dem Waschen zu stoppen das Herz in Diastola in gesättigte KCl-Lösung (steril filtriert 3M KCl in PBS). Für die histologische Analyse fixieren das Herz in 10% Formalin und fahren Sie mit Schritt 5.7.
  6. Erforderlichenfalls eine Messung der Lebensfähigkeit des AutosDiac Zellen von Evans-Blau / Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) Färbung. Nach dem Wiederaufbau der Ligatur in der Anfangs Ort, durchströmen das Herz mit 200 ul 1% Evans Blue Solution mit einer Aortenkanüle und frieren das Herz in eine kleine Plastiktüte bei -20 ° C, ohne Waschen.
    1. Nach 2 Stunden durchführen 5 quer gleitet mit einem scharfen Skalpell und inkubieren sie für 10-15 Minuten in TTC-Lösung bei 37 ° C, wie beschrieben hergestellt. Befestigen Sie die Objektträger für 10 Minuten in 10% Formalin und legte sie zwischen den Objektträger zur weiteren Analyse.
    2. Betten Sie die Herzgewebe in Paraffin, indem Sie den Herz an der Spitze, um transversale Schnitte durchzuführen. Führen serielle Abschnitt 5 um. Sammeln Sie die ersten 20 Abschnitte und entsorgen Sie die nächsten 300 um. Weiter im Abschnitt Protokoll, bis der Mitralklappe Stufe erreicht ist (3A, B). Serienschnitte, 400 & mgr; m voneinander entlang der gesamten Herz werden gesammelt und können gefärbt werden, foder die qualitative und quantitative Analyse.
  7. Messen Sie die Infarktgröße mit Gomori die Ein-Schritt-Färbung 6-8.
  8. Analysieren Sie die Angiogenese, Kollagengehalt oder Entzündungszellen Rekrutierung in Serienschnitt mit üblichen immunhistologische Färbung.

Ergebnisse

Der Herzinfarkt Verfahren erfolgt innerhalb 25-30 min und eine Mortalitätsrate von 10%. Nach der Operation zu erholen die Mäuse aus der Narkose innerhalb der nächsten 15 min. Keine körperliche Beeinträchtigung wurde der Betrieb der Maus beobachtet. Allerdings gibt es ein höheres Risiko von Herzbruch eine Woche nach der post-chronischem Myokardinfarkt, wenn die Reparatur von Prozessen während der Entzündungsphase gestört. Da Herz ist in der Lage, während des Pump deutlich seinen Abmessungen zu verändern, ist es wichtig, alle gesammelten Herzen, in der gleichen Position angehalten werden, zum Beispiel in Diastola. Dies kann durch Perfusion der Herzen mit gesättigter KCl-Lösung erreicht werden kann. Erhöhten extrazellulären K + -Konzentration Blöcke der ionischen Pumpen, verringert die Membranruhepotential von Herzzellen, was zu einer Verhaftung der diastolischen Herzaktivität.

Die Infarktfläche kann in der Ultraschallanalyse (3A, unteres Feld) gesehen werden. Im Vergleich zuder normale Herzmuskel, ischämischen Regionen erscheinen dünn und hypokinetischen (3A, oberes Bild). Je nach verwendetem Modell, wird der Infarkt Größe unterscheiden. Die chronischen Infarktmodell induziert kreisförmig, transmuralen Infarkt des Apex (3B), während der Ischämie / Reperfusion induziert eine dünne Mittelwand und in alle Herzen (3C). Es gibt viele Methoden zur Infarktgröße. Wenn es das Ziel ist, die unmittelbare Wirkung auf die Herz Lebensfähigkeit analysiert ein Evans-Blau / TTC-Färbung 18 wird angezeigt, um mindestens 2 Stunden nach der Reperfusion durchgeführt werden, um irgendwelche Änderungen in dem Myokard zu sehen. Abschnitte können nach Färbung sofort analysiert werden (3B, Mitte) oder zwischen Glasobjektträger in Formalin für 2-3 Tage (3C, Mitte) gehalten werden. Der blaue Bereich stellt das gesunde Myokard, nicht durch Ischämie betroffen. Der rote Bereich stellt die vitalen Myokards innerhalb the ischämischen Bereich (Risiko Myokard) und der weiße Bereich stellt das abgestorbene Gewebe. Üblicherweise wird das Infarktgröße als Prozent vom Gefahrenbereich zum Ausdruck gebracht.

Die reife Narbe nach Umbauvorgänge resultierende leicht durch immunohistolgy mit Gomori Ein-Schritt-Färbung gemessen werden. Blau gefärbten Infarkt und rot gefärbten gesunden Herzkammerbereiche (3B und C, rechte Felder) werden im ersten Abschnitt von jeder Ebene, bis der Mitralklappe bestimmt. Um die Variation aufgrund der Bindung von LAD auf verschiedenen Ebenen zu vermeiden, wird der Infarkt von allen Schnitt betrachtet und als Prozentsatz des Gesamt linksventrikulären Volumen ausgedrückt. Infarktvolumen von 15-20% der chronischen Infarktmodells und von 10-15% nach der Ischämie / Reperfusion-Modell erreicht werden können. Ferner wird die chronischen Infarktmodell einen akzentuierten Dilatation zu induzieren, nicht in der ischämischen / Reperfusions-Modell beobachtet (3B und C right-Panel).

Herkömmliche Färbeverfahren verwendet werden können, wie zum Beispiel: CD31-Färbung verwendet, um die Angiogenese zu offenbaren (Rot, 4A) oder Muskel Aktinfärbung glatt Myofibroblasten (grün, 4B) zu bestimmen. Doppelfluoreszenzfärbung kann auch angewendet werden, um verschiedene Zielmoleküle in der Infarktbereich zu identifizieren, da das Fehlen von Herzmuskelzellen gibt keinen Auto-Immunfluoreszenz (4C).

figure-results-1
Abbildung 1: Mediale Inzision und Einsetzen der Intubation der Kanüle (A). Die stereo Visualisierung der Metallkanüle durch die Transparenz des Gewebes (B). Die Trachealringe (blaue Pfeile) und die Kanüle (schwarzer Pfeil) aufgezeigt. Die Zwischenrippen Einschnitt für die chronischen Infarkt model und die Unterbindung der LAD (C). Die Ligatur ist an Mitte des Herzens (zwischen der Ohrmuschel und Spitze, schwarz in unteres Bild) befindet, wobei als Referenz das Ende der Ader (schematisch in blau, unteres Bild). Beide Zweige der Arterie sollte (rot in unteres Feld) gebunden. Die graue Farbe zeigt Infarktareal und in der unteren Hälfte des Herzens (rechts unteres Bild) angezeigt. Die Ligatur der Ischämie / Reperfusion-Modell ist unter der Ohrmuschel gemacht, die Bindung des Hauptkörpers der LAD (rot in unteres Bild) über einen Silikonschlauch (rechte Seite) (D). Die graue Farbe zeigt die Infarktbereich, die sich auf das gesamte Herz (rechte untere Reihe) vorhanden ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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Abbildung 2: (A) positioniert sind und Ischämie / Reperfusions-Modell (B, linke Tafel). In vivo-Abbildung von Rippen Naht (C, linkes Panel ), Muskelnaht (C, Mitte) und Hautnaht (C, rechts). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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Abbildung 3: echokardiographische Bilder. Bilder von normalen (A, oben) und Infarktbereiche (A, unteres Bild), sind in der langen Achse erfasst (Längs-, linke Felder) oder in der kurzen Achse (transversal, rechte Bilder) .. Infarkt durch chronische Ligatur induzierte(B) und eine Stunde Ischämie, gefolgt von Reperfusion, (C). Evans Blue / TTC-Färbung ermöglicht die Identifizierung durchbluteten (blau) / nicht-durchbluteten Gebieten sowie der lebensfähigen (red) / dead (white) Myokard (B, C, mittlere Platten). Gomori Ein-Schritt-Färbung ermöglicht die Identifizierung von Infarktbereichen (blau), und unterscheidet sie von den normalen Regionen (rot) (B, C, rechte Bilder). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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Figur 4: Verschiedene Färbungen in Infarktbereich durchgeführt werden, wie zum Beispiel CD31 beschrieben Neoangiogenese (A, rot, einfache Pfeile) oder Glattmuskelaktin für Myofibroblasten (B, green, einfache Pfeile) sowie Doppelfärbung (C, CD31-red / Glattmuskelaktin-grün), mit DAPI gegengefärbt für Kerne (blau). Myofibroblasten leicht von glatten Muskelzellen aus kleinen oder großen Arterien, die immer von einer Endothelschicht (C, Pfeile) begleitet unterschieden werden. Doppelpfeile zeigen die Erythrozyten-Autofluoreszenz. Maßstabsbalken 50 um.

Diskussion

Während des Verfahrens gibt es einige wichtige Punkte zu beachten: Die Intubation wird die Öffnung der Brusthöhle und der LAD Ligatur. Der erste kritische Schritt ist die Intubation des Tieres vor experiements. Viele Gruppen werden mit einem vertikalen Träger zum Fixieren der Maus und eine Lichtquelle, um die Kanüle direkt in die Trachea einzusetzen. Dieses Verfahren hat die Unsicherheit über die korrekte Einführen der Kanüle in die Luftröhre und ist die fehleranfällig durch die Novizen. Einen kleinen Schnitt, kann die Position der Kanüle während des gesamten Manövers gesteuert werden, wodurch eine Verringerung der Ausfallrate. Darüber hinaus wird die Tracheotomie übertroffen, dh verringert Komplikationen und zur Verringerung der Betriebsdauer.

Der nächste Schritt ist die kritische Öffnung der Brusthöhle. Die mediane Sternotomie eine Hochrisiko-Manöver Verzögerung der Erholung der Tiere. Die seitliche linke Einschnitt impliziert das Schneiden von 2-3 Rippen 15 , führt zu mangel Erholung und erhöhte Sterblichkeit. Wir haben in dem Modell kleiner, diskreter Einschnitt zwischen den Rippen mit minimaler Belastung. Die Tiere erholen sich sehr schnell nach der Operation und nicht vorhanden Defekte oder gestörte Heilung. Die untere inter-Küstenraum als Bezugspunkt genommen. In Anbetracht dieser, die richtige und differenzierte Zugang zur Unterbindung Platz für chronische und Ischämie / Reperfusion-Modell, nicht schwerwiegende Probleme aufwerfen.

Die Ligatur sich die kritischste Schritt. Die linke absteigende Koronararterie ist schwer zu visualisieren, und muss ohne Ansicht gebunden werden oft. Daher sind einige anatomische Referenzpunkte hervorgehoben, um den Chirurgen, um die korrekte Ligation durchführen helfen. Für die chronische Infarkt-Modell, die Ligatur in der Mitte der Bauchseite des Herzens zwischen der Ohrmuschel und dem Scheitelpunkt über dem Ende des vorderen Hauptader (2B) angeordnet. Die Effizienz kann contro werdendurch die Visualisierung des Aussehens der grauen Farbe in den betroffenen Bereichen gefüllt. Wenn der Infarktbereichs erscheint vorderen und beinhaltet nicht die hintere Wand kann eine neue Naht an der linken Seite des ersten Naht platziert werden. Die Hauptwurzel LAD ist immer sichtbar unter der Ohrmuschel 18, und daher keine ernsthafte Probleme bei der Erkennung dieser Teil zu präsentieren. Jedoch stellt der Vorhof und die Gefahr eines Blutungen und muss vorsichtig behandelt werden.

Das Verfahren wird durch Vorhandensein geeigneter Geräte beschränkt. Ein Ventilator und geeignete Narkosesystem für die Kleintiere sind teuer und erfordern Verbindungen zu Gas und Belüftungssystem des Raumes. Ferner ist eine enge Überwachung der Tiere in der ersten Woche nach der erforderlichen Verfahren zu erkennen, die mögliche klinische. Um die Herzfunktion während des Experiments zu untersuchen, hochauflösende Ultraschall, komplexe Langen Perfusions-System, oder klein intraventrikulären Katheter Messungen erforderlich sind, involving hohen Kosten und zusätzliches Know-how.

In Anbetracht der Myokardinfarkt, gibt es keine alternativen Methoden zur Verfügung, um die Komplexität der Ereignisse in vitro zu reproduzieren. Je nach der Umgebung, ex vivo Perfusion eines isolierten Herzen im Langendorff-System liefert Informationen über die Kontraktilität, Herzfunktion und Myokardvitalität in Antwort auf unterschiedliche Stimuli oder Drogen. Jedoch schließt sie alle Interferenzen von Blutkomponenten und Immunsystems, und es ist nicht für eine langfris Studien der Remodelling und Heilung nach Myokardinfarkt angezeigt.

Nach der Durchführung der Myokardinfarkt Verfahren können alle anderen Funktionsanalyse durchgeführt werden, wie intraventrikulären Druckmessung, Ultraschall (Kleintierultraschallsysteme) oder isolierten Herzen Langendorff-Perfusion. Darüber hinaus können alle biologischen und molekularen Analysen durchgeführt, um Zellen, Proteinen mRNAs mikroRNAs identifizieren ge werdennes oder andere Biomarker, die als therapeutische Targets verwendet werden, um neue Behandlungsstrategien für Myokardinfarkt zu entwickeln.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde unterstützt durch das Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung IZKF Aachen (Nachwuchsgruppe zu E.A.L.) innerhalb der Medizinischen Fakultät der RWTH Aachen. Wir danken Dr. Rusu und Ashley Christina Vourakis für die kritische Durchsicht des Manuskripts und Frau Roya Soltan für die professionelle Hilfe bei der immunhistochemischen Färbung.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
StereomikroskopOlympusSZ/X9
Maus-BeatmungsgerätHarvard Apparat730043Modell Minient 845
Duales Anästhesiesystem (Tischversion)Harvard-Gerät EigenständigesAnästhesiegerät auf Isofluranbasis für den Einsatz auf Labortischen mit einer kompakten Grundfläche von 8" x 11".
IntubationskanüleHarvard Apparatus732737
PinzetteFST, Deutschland9119700Standardspitze gebogen 0,17 mm x 0,1 mm
SchereFST, Deutschland9146011gerade
Vannas SchereAesculap, DeutschlandOC 498 R
RetraktorenFST, Deutschland18200102,5 mm breit
RetraktorenFST, Deutschland18200115 mm breite
DrahtgriffeFST, Deutschland1820005  10 cm
DrahtgriffeFST, Deutschland1820006  14 cm
Ketamin 10%CEVA, Deutschland
Xylazin 2 %Medistar, Deutschland
Bepanthene Augen- und NasencremeBayer, Deutschland
SilikonschlauchIFK Isofluor, Deutschlandnach Maß  Produktdurchmesser 500 & Mikro; M
Querschnitt Dicke 100 & Mikro; m
Katheter
PROLENE Naht 6/0 ETHICON8707HMonofilament-Nahtmaterial aus Polypropylen, nicht resorbierbar, Nadel CC1, 13 mm, 3/8 Circle
7/0 SilkSeraflexIC 1005171Z
UltraschallVevo, Kanada770 Vevo
aus Polytetrafluorethylen

Referenzen

  1. Liehn, E. A., Postea, O., Curaj, A., Marx, N. Repair after myocardial infarction, between fantasy and reality: the role of chemokines. J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2357-2362 (2011).
  2. Liehn, E. A., Radu, E., Schuh, A. Chemokine contribution in stem cell engraftment into the infarcted myocardium. Curr Stem Cell Res Ther. 8 (4), 278-283 (2013).
  3. Alexander, S., et al. Repetitive transplantation of different cell types sequentially improves heart function after infarction. J Cell Mol Med. 16 (7), 1640-1647 (2012).
  4. Liehn, E. A., et al. Compartmentalized protective and detrimental effects of endogenous macrophage migration-inhibitory factor mediated by CXCR2 in a mouse model of myocardial ischemia/reperfusion. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (9), 2180-2186 (2013).
  5. Liehn, E. A., et al. Ccr1 deficiency reduces inflammatory remodelling and preserves left ventricular function after myocardial infarction. J Cell Mol Med. 12 (2), 496-506 (2008).
  6. Liehn, E. A., et al. A new monocyte chemotactic protein-1/chemokine CC motif ligand-2 competitor limiting neointima formation and myocardial ischemia/reperfusion injury in mice. J Am Coll Cardiol. 56 (22), 1847-1857 (2010).
  7. Liehn, E. A., et al. Double-edged role of the CXCL12/CXCR4 axis in experimental myocardial infarction. J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2415-2423 (2011).
  8. Oral, H., et al. CXC chemokine KC fails to induce neutrophil infiltration and neoangiogenesis in a mouse model of myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 60, 1-7 (2013).
  9. Projahn, D., et al. Controlled intramyocardial release of engineered chemokines by biodegradable hydrogels as a treatment approach of myocardial infarction. J Cell Mol Med. 18 (5), 790-800 (2014).
  10. Schuh, A., et al. Novel insights into the mechanism of cell-based therapy after chronic myocardial infarction. Discoveries. 1 (2), e9(2014).
  11. Schuh, A., et al. Effect of SDF-1 alpha on Endogenous Mobilized and Transplanted Stem Cells in Regeneration after Myocardial Infarction. Curr Pharm Des. 20 (12), 1964-1970 (2013).
  12. Zaragoza, C., et al. Animal models of cardiovascular diseases. J Biomed Biotechnol. 2011, 497841(2011).
  13. Kanzler, I., Liehn, E. A., Koenen, R. R., Weber, C. Anti-inflammatory therapeutic approaches to reduce acute atherosclerotic complications. Curr Pharm Biotechnol. 13 (1), 37-45 (2012).
  14. Liehn, E. A., Zernecke, A., Postea, O., Weber, C. Chemokines: inflammatory mediators of atherosclerosis. Arch Physiol Biochem. 112 (4-5), 229-238 (2006).
  15. Kolk, M. V. V., et al. LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction. J. Vis. Exp. (32), 1438(2009).
  16. Ryu, J. H., et al. Implantation of bone marrow mononuclear cells using injectable fibrin matrix enhances neovascularization in infarcted myocardium. Biomaterials. 26 (3), 319-326 (2005).
  17. Frobert, A., Valentin, J., Cook, S., Lopes-Vicente, J., Giraud, M. N. Cell-based Therapy for Heart Failure in Rat: Double Thoracotomy for Myocardial Infarction and Epicardial Implantation of Cells and Biomatrix. J. Vis. Exp. (91), e51390(2014).
  18. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery. J. Vis. Exp. (86), e51329(2014).

Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

Mausmodellminimalinvasive ChirurgieKoronararterienligaturIntubationskan leThoraxschnittIsch mie ReperfusionAnalyse der Infarktgr eTTC F rbungEvans Blue Perfusion
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