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Methodenartikel

TIRFM und pH-sensitive GFP-Sonden an Neurotransmitter-Vesikel-Dynamics Werten in SH-SY5Y Neuroblastomzellen: Cell Imaging und Datenanalyse

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DOI:

10.3791/52267

⸱

29. Januar 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacological and Biomolecular Sciences, Università degli Studi di Milano, 2San Raffaele Scientific Institute and Vita-Salute University, 3CEND Center of Excellence in Neurodegenerative Diseases, Università degli Studi di Milano

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Diese Arbeit stellt eine Methode zur Untersuchung der Vesikeldynamik von Neurotransmittern in Neuroblastomzellen unter Verwendung eines Synaptobrevin2-pHluorin-Konstrukts und Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie vor. Auch über die entwickelte Strategie für die Bildverarbeitung und Datenanalyse wird berichtet.

Zusammenfassung

Synaptischen Vesikeln frei Neurotransmitter an chemischen Synapsen durch einen dynamischen Zyklus der Fusion und den Abruf. Überwachung synaptische Aktivität in Echtzeit und sezieren die verschiedenen Schritte von exo-Endozytose auf Einzel Vesikel Ebene sind entscheidend für das Verständnis der synaptischen Funktionen in Gesundheit und Krankheit.

Genetisch kodierte pH-sensitive Sonden direkt an synaptischen Vesikeln und Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (TIRFM) gezielte bieten die räumlich-zeitliche Auflösung erforderlich sind, um Vesikel Dynamik zu folgen. Das abklingende Feld durch interne Totalreflexion erzeugt wird, kann nur Fluorophore in einer dünnen Schicht (<150 nm) über der Glasdeckel an dem Zellen anhaften platziert erregen, genau dort, wo die Verfahren der exo-Endozytose erfolgt. Die entstandenen Bilder mit hohem Kontrast sind ideal geeignet für Vesikel Tracking und quantitative Analyse von Fusions Veranstaltungen.

In diesem Protokoll, SH-SY5Y menschlichen neuroblastoma Zellen werden als ein wertvolles Modell für die Untersuchung der Neurotransmitterfreisetzung an der Single-Vesikel Ebene durch TIRFM aufgrund ihrer flachen Oberfläche und der Gegenwart verteilt Vesikel vorgeschlagen. Die Verfahren zum Züchten von SH-SY5Y als adhärente Zellen und zur Transfektion von ihnen synapto-pHluorin vorgesehen sind, sowie als ein Verfahren, TIRFM und Bildgebung auszuführen. Schließlich wurde eine Strategie mit dem Ziel, zu wählen, zu zählen und zu analysieren Fusion Ereignissen an Ganzzell-und Single-Vesikel Ebenen dargestellt.

Um das Bildgebungsverfahren und Datenanalyse-Ansatz zu validieren, die Dynamik des pHluorin-markierten Vesikel unter Ruhe analysiert und stimuliert (depolarisierenden Kaliumkonzentrationen) Bedingungen. Membrandepolarisation erhöht die Frequenz der Fusionsereignisse und verursacht eine parallele Erhöhung des Nettofluoreszenzsignals im ganzen Zelle aufgezeichnet. Single-Vesikel Analyse zeigt Modifikationen Fusionsereignis Verhalten (erhöhte Spitzenhöhe und Breite). Diese Daten legen nahe thbei Kalium-Depolarisation nicht nur induziert eine massive Freisetzung von Neurotransmittern, sondern auch verändert den Mechanismus der Fusion von Vesikeln und Recycling.

Mit dem geeigneten fluoreszierenden Sonde kann diese Technik in verschiedenen Zellsystemen eingesetzt werden, um die Mechanismen der konstitutiven und stimulierte Sekretion sezieren.

Einleitung

Chemische synaptische Übertragung zwischen Neuronen ist ein Hauptmechanismus der Kommunikation im Nervensystem. Es beruht auf der Freisetzung von Neurotransmittern durch einen dynamischen Zyklus Vesikelfusion Auslagern in der präsynaptischen Seite. Viele der Proteine ​​in Vesikel Dynamik beteiligt identifiziert worden sind; jedoch ihre spezifischen Beitrag zum Phänomen bleibt zu klären 1.

Unser Verständnis teilweise durch die Tatsache, dass die am häufigsten verwendeten Assays zur exo / Endozytose nicht immer am besten geeignet beschränkt. Mehrere Studien zu Vesikelfusion bezogenen und Dynamik setzen auf elektrophysiologischen Techniken. Diese Technik sorgt für eine optimale zeitliche Auflösung und ist ausgezeichnet für die Untersuchung der anfänglichen Fusion von Bläschen an der Plasmamembran aber nicht erkennen viele der molekularen Mechanismen, die präsynaptischen Funktion unterstützen. Elektronenmikroskopie, auf der anderen Seite stellt die feinste morphological Beschreibung jeder einzelnen Schritt, aber der dynamische Aspekt der Veranstaltung können nicht erfasst werden, weil Proben müssen, um fest zu analysieren werden.

Das Aufkommen von neuen optischen Aufzeichnungstechniken 2,3, in Kombination mit den Fortschritten in Fluoreszenzmolekularsonden Entwicklung 4-6, ermöglicht die Visualisierung der Exozytose Prozessen in lebenden Zellen, wodurch ein neues Maß an Informationen über die synaptische Struktur und Funktion.

Erste Studien genutzt aktivitätsabhängigen Styrylfarbstoffe (FM1-43 und verwandte organische Farbstoffe) 7,8. State-of-the-Art-bildgebenden Verfahren eingesetzt werden pH-sensitive Varianten des Green Fluorescent Protein (GFP) (pHluorin) zu Lumen Vesikel Proteine ​​9 angebunden. Diese Sonden werden in der Regel aus, wenn in den Vesikeln aufgrund der geringen luminale pH vorliegenden geschaltet. Nach der Fusion mit der Plasmamembran, die Vesikelinnenraum zur neutralen Extrazellularraum der pH Einstrahlung abrupt, entlastet den Protonenabhängige Abschrecken pHluorin und das Fluoreszenzsignal schnell angezeigt. Da die Änderung in pHluorin schneller ist als die Fusionsereignis, durch Messen der Fluoreszenz zunimmt, kann Vesikelfusion mit der Membran gemessen und analysiert werden. Da Oberflächen pHluorin-markierte Moleküle Endozytose werden, danach kehrt das Fluoreszenzsignal auf Basisniveau, also das gleiche Konstrukt kann auch Vesikel Recycling 9 Überwachung verwendet werden.

Während die Vesikel-markierten pH-Sensor sorgt für die Visualisierung nur dieser Vesikel, die wirklich verschmelzen mit der Plasmamembran wird Bildgebung mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung benötigt, um im Detail zu beschreiben die Schritte in den exo / endozytischen Prozesse. Die optische Technik, die die notwendigen räumlichen und zeitlichen Auflösung bietet, ist Totalreflexions-Fluoreszenzmikroskopie (TIRFM), eine Anwendung der Fluoreszenzmikroskopie 10.

"> Totalreflexion an der Grenzfläche zwischen dem Glasdeckglas und der Probe. Wenn der Lichtpfad des Glasdeckglas mit einem Einfallswinkel größer als der kritische Winkel erreicht auftritt, wird das Erregungslicht nicht in die Probe übertragen, aber ist vollständig zurückreflektiert wird. Unter diesen Bedingungen wird ein evaneszentes Licht-Wellenformen an der Grenzfläche und breitet sich in dem Medium mit geringer optischer Dichte (der Probe). Da die Intensität des abklingenden Feldes nimmt exponentiell mit dem Abstand von der Schnittstelle (mit einer Eindringtiefe von etwa 100 nm) nur die Fluorophore in unmittelbarer Nähe vom Deckglas angeregt werden, während diejenigen, die weiter vom Rand entfernt liegen nicht. In Zellen, die mit GFP-Konstrukten transfiziert, entspricht diese Tiefe, um Proteine ​​auf der Plasmamembran exprimiert oder vesikuläre Strukturen nähert sie. Als Fluorophore im Zellinneren nicht erregt werden, wird die Hintergrundfluoreszenz minimiert, und ein Bild mit einem sehr hohen Signal / Hintergrund-Ratteio 11 gebildet.

Mehrere Eigenschaften machen TIRFM die Technik der Wahl für die Überwachung von Vesikeln Dynamik. Die perfekten Kontrast und die hohe Signal-zu-Rausch-Verhältnis ermöglicht die Detektion von sehr niedrigen Signalen, die aus einzelnen Vesikeln. Chipbasierte Bildaufnahme in jedem Frame bietet die zeitliche Auflösung erforderlich sind, um hochdynamische Prozesse zu erkennen. Schließlich ist die minimale Exposition von Zellen gegen Licht an jedem anderen Flugzeug in der Probe reduziert stark Phototoxizität und ermöglicht langlebige Zeitrafferaufnahme 12.

Datenanalyse bleibt die größte Herausforderung und entscheidender Aspekt dieser Technik. Der einfachste Weg, Vesikelfusion überwachen ist die Ansammlung von fluoreszenten Reporter-Proteine ​​auf der Zelloberfläche zu messen, über die Zeit 13. Als Fusions erhöht, Nettofluoreszenzsignal steigt auch. Allerdings kann diese Methode den Prozess zu unterschätzen, insbesondere in großen Zellen und in Ruhebedingungen,weil Endozytose und Bleichen Prozesse versetzt den Anstieg in der Fluoreszenzintensität aufgrund von Bläschen Exocytose. Ein alternatives Verfahren besteht darin, jede einzelne Fusionsereignis 14 zu folgen. Dieses letztere Verfahren ist sehr empfindlich und kann wichtige Informationen über den Fusionsmechanismen offenbaren. Es erfordert jedoch die manuelle Auswahl der einzelnen Ereignisse, weil vollständig automatisierte Verfahren, um Vesikel zu verfolgen und die Fluktuation der Fluoreszenzsignale zu registrieren sind nicht immer verfügbar. Die Beobachtung der Vesikel Dynamik erfordert Sampling-Zellen mit einer hohen Frequenz. Dies erzeugt eine große Menge von Daten, die kaum manuell analysiert werden kann.

Der Vorschlag der vorliegenden Arbeit ist es, die TIRFM bildgebendes Verfahren zur Überwachung der basale und stimulierte Freisetzung von Neurotransmittern in der SH-5YSY Neuroblastom-Zelllinie zu optimieren und zu beschreiben, Schritt-für-Schritt wird eine im Labor entwickelt Verfahren, um Daten zu analysieren, sowohl bei Ganzzell-und Single-Vesikel Ebenen.

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Protokoll

1. Zellkultur und Transfektion

  1. SH-SY5Y-Zellkultur
    HINWEIS: Die Versuche wurden durchgeführt unter Verwendung der humanen Neuroblastom-SH-SY5Y (ATCC # CRL-2266) 15. SH-SY5Y-Zellen zu wachsen als eine Mischung von Floating-Cluster und adhärenten Zellen. Folgen Sie den Anweisungen im Protokoll (Zelldichte, Teilungsverhältnis, etc.) Berichtet, dass Zellen, die fest mit Glasabdeckung, die entscheidend für TIRFM ist angebracht wachsen.
    1. Vor dem Start unter laminaren Strömungs Biosicherheit, Kosmetik die gelegene Volumen sterilen Phosphatpuffer Kochsalzlösung (PBS) und Kulturmedium.
      1. Make 50 ml PBS mit Konzentrationen von 150 mM NaCl, 24 mM Phosphatpuffer, pH 7,4. Faltenfilter filtrieren.
      2. Make 50 ml Zellmedium von Dulbecco modifiziertem Eagle-Medium (DMEM) mit hohem Glucose, 10% hitzeinaktiviertes fötales Rinderserum (FBS), Penicillin (100 U / ml), Streptomycin (100 ug / ml), L-Glutamin ( 2 mM) undNatriumpyruvat (1 mM). Faltenfilter filtrieren.
    2. Komplett ausbauen Wachstumsmedium und waschen Sie die Zellen mit 3 ml PBS.
    3. Inkubieren Zellen mit 2 ml 0,05% Trypsin-Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) (6 cm Petrischale) für 5 min bei 37 ° C, 5% CO 2 und nehmen Zellen mittels Pipette.
    4. Inaktivierung von Trypsin durch Zugabe von 2 ml DMEM und sammle die Zellen durch Zentrifugation bei 300 × g für 5 min.
    5. Entfernen Sie den Überstand, 1 ml DMEM zum Pellet pipettieren und die Lösung auf und ab, um genügend Zellen in eine Einzelzellsuspension zu zerstreuen.
    6. Splitten 1: 4 in einem neuen 6 cm Durchmesser Petrischale mit 3 ml Komplettmedium. Aufrechterhaltung von Zellen in Kultur in 6 cm Durchmesser Petrischalen bei 37 ° C in einem 5% CO 2 -Inkubator. Subkultur einmal pro Woche oder wenn sie 80 abgedeckt - 90% der Fläche.
  2. SH-SY5Y Zellen Beschichtung für die Bildgebung
    1. Für TIRFM Experimenten PlatteZellen auf Glasabdeckungen. Beschäftigen Glasabdeckungen mit 0,17 ± 0,005 mm Dicke und einer 1,5255 ± 0,00015 Brechungsindex. Bevor Sie beginnen, bereiten Sie die Deckgläser wie folgt:
      1. Saubere Glasabdeckungen mit 90% Ethanol, O / N.
      2. Gründlich sie in destilliertem Wasser (drei Änderungen destilliertes Wasser). Chemische Glasabdeckungen in einem Trockenschrank.
      3. Platz erstreckt sich in Petrischalen aus Glas und sterilisieren im vorgeheizten Backofen bei 200 ° C für 3 Stunden.
    2. Der Tag vor der Transfektion, legen jedes Deckglas in einem 3,5 cm Petrischale, 1 ml Kulturmedium und bei 37 ° C in einem 5% CO 2 Inkubator.
    3. Trypsinieren Zellen wie in den Schritten 1.1.3 beschrieben - 1.1.5 Aussetzung des Zellpellets in 1 ml Vollmedium und zu zählen. Berechnen Sie das richtige Volumen der Zellsuspension in zu jeder Petrischale hinzufügen, um 3 x 10 5 Zellen / Vertiefung. Optimale Bedingungen für Zellwachstum und effiziente Transfektion wird diese Dichte erforderlich. Bei 37 ° Cin einer 5% CO 2 -Inkubator O / N.
  3. SH-SY5Ytransfection von Polyethylenimin (PEI)
    ANMERKUNG: Um synaptischen Vesikeln Dynamik visualisieren pCB6-Vektor, der synapto-pHluorin verwendet. Die synapto-pHluorin durch Fusion im Leseraster mit einem pH-empfindlichen Variante des grün fluoreszierenden Proteins (GFP) 16 und der Vesikelmembran Synaptobrevin 2. Das Konstrukt wurde ausgiebig verwendet, um synaptische Vesikel Eigenschaften innerhalb Neuronen 9 untersuchen erzeugt.
    1. Vor dem Beginn der Transfektion machen 10 ml der folgenden Lösungen. Bewahren Sie die Lösungen maximale als 1 Monat.
      1. Machen Sie eine 150 mM NaCl-Lösung. Einstellen auf pH 5,5 mit 0,01 N HCl.
      2. Machen Sie eine PEI-Lösung bei 10% Polyethylenimin (PEI, 25 kDa linear) in 150 mM NaCl-Lösung. Der pH der Lösung steigt auf 8,8. Einstellen des pH auf 7,8 mit 0,01 N HCl.
    2. 24 h nach der Beschichtung, entfernen Sie das Medium und erfrischen mit 1,5 mlVollmedium. Halten der Zellen bei 37 ° C in einem 5% CO 2 -Inkubator.
    3. Unter laminaren Strömungs Biosicherheit Schrank in einem 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen, werden 3 ug Plasmid-DNA zu 25 & mgr; l von 150 mM NaCl-Lösung und 100 ul der PEI-Lösung pro 3,5 cm-Petrischale.
    4. Vortex für 10 sec, dann Inkubieren der DNA / PEI-Mischung für 30 min bei RT.
    5. Die DNA / PEI Mischung Vorsichtig in die Petrischale mit Deckgläser mit den Zellen und schütteln, um das Reagenz gleichmäßig verteilt in der Petrischale.
    6. Nach 4 Stunden ändern das Medium und Inkubation der Zellen O / N bei 37 ° C in einem 5% CO 2 Inkubator. Führen Imaging Experimente 24-48 h nach der Transfektion.

2. Cell Imaging von Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (TIRFM)

  1. Imaging-Setup
    1. Führen TIRF Bilderzeugung mit der in Figur 1 beschriebenen Aufbau. Es umfasst eine motorisierte invertiertenMikroskop (Figur 1, Einschub A), die Laserquelle (Figur 1, Einschub B) und der TIRF-Schieber (Figur 1, Einschub C). Erreichen Sie TIRFM Beleuchtung durch eine hohe numerische Apertur (NA 1,45 Alpha Plan-Fluar) 100X Öl, Immersionsobjektiv.
    2. Für TIRFM Beleuchtung, verwenden ein mit mehreren Leitungen (458/488/514 nm) 100 mW Argonionenlaser. Verwendung eines Monomode-Faser, führen das linear polarisierte Laserlicht in den Strahlengang, über den TIRF-Schieber. Legen Sie die TIRF-Schieber in die Leuchtfeldblendenebene des reflektierten Lichtstrahlengang.
      1. Für Weitfeldbeleuchtung, schließen Sie das Mikroskop mit einer herkömmlichen Quecksilber-Kurzbogenlampe HBO weißes Licht. Eine polarisationserhaltende Doppelprisma in dem Schieber sichert die gleichzeitige Kombination TIRF Beleuchtung und weißem Licht.
    3. Filtern Sie das Laserlicht mit einem Anregungsfilter (Bandbreite 488/10 nm) auf einer Filterscheibe, in den Laserpfad eingeführt montiert. Beschäftigeneine hohe Geschwindigkeit, softwaregesteuerte, Auslöser, um eine schnelle Regelung der Laserbeleuchtung ermöglichen. Für pHluorin Analyse, montieren ein Bandpass 525/50 nm Emissionsfilter. Digitalbilder (512 x 512 Bildpunkte) auf einer gekühlten Schnelle CCD-Kamera mit der Bild ProPlus Software.
  2. Das Erreichen TIRF-Beleuchtung (Bild 2)
    1. Schalten Sie den Laser, der Computer, die Kamera, das Filterrad und die Shutter-Controller; Dann warten Sie 20 Minuten vor dem Start des Experiments als die Laser benötigen, um sich aufzuwärmen und zu stabilisieren.
    2. Vor Bildgebung, machen die günstigen Volumen der folgenden Lösungen.
      1. Make 50 ml Krebs (KRH) Lösung bei 125 mM NaCl, 5 mM KCl, 1,2 mM MgSO 4, 1,2 mM KH 2 PO 4, 25 mM 4- (2-Hydroxyethyl) piperazin-1-ethansulfonsäure (HEPES) (gepuffert pH 7,4), 2 mM CaCl 2, und 6 mM Glucose.
      2. Make 10 ml KCl-KRH-Lösung (pH 7,4) bei 80 mM NaCl, 50 mM KCl, 1,2 mM MgSO 4, 1,2 mM KH 2 PO 4, 25 mM HEPES (pH 7,4 gepuffert), 2 mM CaCl 2, und 6 mM Glucose.
    3. Glasabdeckung mit transfizierten Zellen und setzen Sie sie in das entsprechende Imaging-Kammer. Setzen Sie die Kammer und fügen Sie 500 ul von KRH-Lösung in der Mitte des Glases.
    4. Öl hinzufügen über das Ziel. Legen Sie die Imaging-Kammer auf der Bühne des Mikroskops und positionieren Sie das Ziel unter dem Deckglas. Positionieren Sie die Schutzabdeckung über der Probe.
    5. Im Epifluoreszenz-Modus, den Schwerpunkt auf das Deckglas (obere Oberfläche), und wählen Sie transfizierten Zellen in der Kammer Zentrums. Markieren Sie die Zellen, deren Fluoreszenzsignal eindeutig mit einer Belichtungszeit von unter 80 ms aufgezeichnet.
    6. Unter Software-Steuerung, um TIRF-Beleuchtung schaltet in den Live-Modus.
    7. Um die TIRF-Konfiguration eingestellt, überprüfen Sie die Position des Strahls, der aus dem Objektiv austritt, auf der Probenabdeckung (2B). Wenn der Strahl in der Mitte des T positionierter Objektivlinse (2A, links), ist ein Ort in der Mitte des TIRF Probenabdeckung sichtbar (2B, links) und die Zelle in Epifluoreszenz-Modus abgebildet (mehrere Fokusebenen, hohe Hintergrundfluoreszenz, 2C, links) .
    8. Um den Grenzwinkel zu erreichen, bewegen Sie den fokussierten Punkt in Y-Richtung (vorwärts oder rückwärts; 2B, Mitte) mit dem Winkel Einstellschraube am TIRF-Schieber (Abbildung 1C). Wenn der Strahl konvergiert auf der Probenebene in einem Winkel größer als dem kritischen Winkel (2A, rechts), der Punkt verschwindet, und eine gerade, dünne, konzentriert Linie zeigt sich in der Mitte der Probenabdeckung (2B, rechts).
    9. Zur Feinabstimmung der TIRF Winkels verwenden Sie den Zellprobe (2C). Beobachten der Fluoreszenzbild auf dem Video, in diesem Stadium, ist ein Epifluoreszenz ähnliches Bild immer noch sichtbar. Sanft, bewegen Sie die Schraube bis TIRF conBedingung erzielt: nur eine optische Ebene der Zelle im Fokus ist (dh der Plasmamembran in Kontakt mit dem Deckglas), führt dies zu einem flachen Bild mit hohem Kontrast (2C, rechts).
  3. Probenabbildung
    1. Stellen Sie den Single-Channel-Zeitraffer-Experiment. Zur Minimierung Bleichen, erfassen Sie das Bild mit niedrigen Belichtungszeit und hoher Verstärkung. Entsprechende Belichtungszeiten zwischen 40 bis 80 ms. Erwerben Sie Bilder mit einem 1 - 2 Hz Abtastfrequenz. Vesikel Kinetik besser gewürdigt Abtastung mit höherer Frequenz (10 Hz) sein. Die regelmäßige Zeit der Beobachtung ist in der Regel 2 min.
    2. Fügen Sie 500 ul von KRH-Lösung und Rekordzellen in TIRFM Modus. Dies ist der Ruhezustand. Speichern Sie die Zeit aufeinander folgenden Bildern.
    3. Konzentrieren Sie sich auf der gleichen Zelle und Rekord unter den gleichen Bedingungen von ruhenden (Laserleistung, Belichtungszeit, Rahmennummer). Nach fünf Bilder, fügen Sie 500 ul von KCl-KRH-Lösung und halten KCl in der Kammer.Dies ist der stimulierte Zustand; speichern Sie die Zeit aufeinander folgenden Bildern.

3. Bildanalyse und Datenverarbeitung

ANMERKUNG: Um Bilder zu analysieren, haben Makros im Labor entwickelt wurde, die auf bestehenden Funktionen der Bildanalyse-Software; ähnliche Makros sind online verfügbar (URL in der Tabelle der Materialien und Geräte zur Verfügung gestellt).

  1. Die Fluoreszenzintensität quantifiziert
    1. Verwenden Sie ein "Sequence Fluoreszenzintensität" Makro für Fluoreszenzintensität Quantifizierung in einer Region of Interest (ROI) des Bildes, im Laufe des Films.
    2. Öffnen Sie die zeitlich aufeinanderfolgenden Bildern. Zum Makro-Menü und wählen Sie "Sequence Fluoreszenzintensität. Im Fenster "Analyse" wird "wählen Sie den ROI".
    3. Wählen Sie eine der Auswahlwerkzeuge im Menü, um die ROI erstellen. Platzieren 3 ROIs in Bereichen der Zellmembran ohne Flecken (Hintergrund ROI). Beschäftigen this "Hintergrund ROI", um das Bleichen zu bewerten und die Schwelle für die Fusion Ereignisanalyse (3A) eingestellt.
  2. Photobleichen Korrektur und Schwellenwertbestimmung (3B)
    1. Um das Ausbleichen zu bewerten, öffnen Sie die Fluoreszenzintensität Reihen "Hintergrund ROIs" (Abbildung 3Ba). Normalisieren der Fluoreszenzintensitätswerte in jedem Rahmen in die Ausgangsintensitätswert (F0) (F / F0) (Abbildung 3Bb). Der Mittelwert der Werte.
    2. Markieren Sie die Durchschnittswerte und erstellen Sie ein Liniendiagramm mit den Diagrammmenüoptionen.
    3. Aus der Datenanalyse-Menü wählen Sie "Trendlinie", um den Plot-Analyse Dialog zu öffnen. Wählen Sie die Art der Regression. Stellen Sie "exponentiellen" Regression. Wählen Sie dann "Display Gleichung auf Diagramm". Im Grafik-Fenster, erscheint das Exponentialgleichung und die Parameterwerte werden automatisch zugewiesen, (Abbildung 3Bc ).
    4. Anwenden des exponentiellen Korrektur der Intensitätswerte in jedem Rahmen wie folgt:
      Fn (korrigiert) = Fn / exp (n * a)
      Fn = experimentellen Fluoreszenzintensität gemessen am Rahmen n; n = Anzahl der Rahmen; a = Bleichfaktor (Konstante der Rate der Intensitätsverlust durch Photobleaching zum Ausdruck bringen;   Abbildung 3Bd).
    5. Um den Grenzwert einzustellen, öffnen Sie eine normierte und korrigiert "Hintergrund ROI", Berechnung der durchschnittlichen Fluoreszenzsignal und dessen Standardabweichung (SD). Der Mittelwert plus 3 SD stellt die Schwelle (Abbildung 3BE). Verwenden Sie diese Schwelle für die Datenanalyse.
  3. Auswahl der Fusionsereignisse mit einem halbautomatischen Verfahren
    1. Öffnen Sie die zeitlich aufeinanderfolgenden Bildern mit Bildanalyse-Software. Tragen Sie eine Gauß-Filter auf den aktiven Bildsequenz.
    2. Analysieren Sie Bilder mit der "Zählen von Objekten" oder ein Makro, das die Auswahl erlaubteines Objekts, dessen Bildpunkte haben mittlere Fluoreszenz-Intensität in einem definierten Bereich. Stellen Sie die Intensität Bereich manuell mit Hilfe der Schwellenwertfunktion (gehen Sie auf die Bar-Menü, zu setzen Maßnahme → Schwelle den Bereich von Interesse hervorheben). Eine angemessene Schwelle von 30% gegenüber dem lokalen fluoreszierenden Hintergrundsignal.
    3. Anwenden eines Makros "Filter-Objekte", um nur die Objekte, die die folgenden Kriterien aus:
      1. Bewerben Bereiche Option (min und max einschließlich) für Aspekt. Aspekt berichtet das Verhältnis zwischen der Hauptachse und der Nebenachse der Ellipse entspricht dem Objekt. Aspect ist immer ≥1. Angemessene Werte min = 1, max = 3.
      2. Bewerben Bereiche für Durchmesser. Durchmesser zeigt die durchschnittliche Länge der Durchmesser gemessen bei zwei Grad-Intervallen Verbinden von zwei Konturpunkte und durch den Schwerpunkt des Gegenstandes. Stellen Sie den Bereich in Pixel (oder um, wenn mit einem kalibrierten System).
      3. Definieren Sie die optimale Reichweite in preliminary Experimente: Wählen Sie manuell die Punkte von Interesse und messen ihrem Durchmesser mit dem Grundstück Profilfunktion.
    4. Wählen Sie "Anzeigeobjekte": ausgewählte Objekte werden dem TIRFM Bild (4B) überlagert erscheinen.
    5. Umfassen in der Analyse nur die Punkte, die eine kurze (1-3 Frames) zeigen transiente Erhöhung der Fluoreszenzintensität, unmittelbar gefolgt von einem deutlichen Verlust des Signals (transient spots) gefolgt. Beschäftigen die Kreisauswahl um eine ROI etwa ein Punktdurchmesser radial um die ausgewählten Vesikel / Spots (experimentell ROIs) erstellen. Führen Sie diesen Schritt manuell.
    6. Mit den ausgewählten ROIs, die Berechnung der durchschnittlichen Fluoreszenzintensität jeder ROI innerhalb des Films.
  4. Datenanalyse (3C-D)
    1. Exportieren Sie den Zeitverlauf der Fluoreszenzänderungen in jedem "experimentellen ROI" in eine Tabellenkalkulation gemessen; (Abbildung 3DA). Normalisieren der Intensitätswert in jedem Rahmen in die Ausgangsfluoreszenzintensität (F / F0), (Abbildung 3dB).
    2. Anwenden des exponentiellen Korrektur der Intensitätswerte in jedem Rahmen, wie in Schritt 3.2.4 (Fig 3Dc) berichtet.
    3. Um die Gesamtzahl der Fusionsereignisse (Peak-Zahl), die Zeit jedes Fusion auftritt (Peakbreite) und die Amplitude der Fluoreszenz-Peak (Spitzenhöhe und AUC) berechnet gelten logische Funktionen mit Tabellenkalkulation oder Mathematik-Pakete. Ein Beispiel für eine Fusion Ereignisanalyse mit logischen Formeln ist in Abbildung 3Dd und 3De wiesen.
    4. Angenommen, die Zunahme der Fluoreszenzintensität der den Schwellenwert (durchschnittliche Hintergrundfluoreszenzintensität ± 3SD) als Vesikelfusion an die Plasmamembran und die resultierende Spitzen als Fusionsereignis.
    5. Berechnen der Peakbreite als Differenz zwischen dem letzten und dem ersten X-Wert jedes Peaks. Multiplizieren Sie diesen Wert für 1 / (Sampling-Frequenz). Betrachten Sie diesen Wert einist die Zeit der Fusion von Vesikeln und Haftung an der Plasmamembran vor Vesikel Wieder Versauerung und Recycling (Abbildung 3Dd).
    6. Berechnen der Gesamtzell-AUC als eine Summe von Werten über dem Schwellenwert. Betrachten Sie diesen Wert als Nettofluoreszenzänderung während der Aufnahmezeit aufgrund der spontanen (Urlaub) oder hervorgerufen (stimuliert) synaptische Aktivität.
    7. Berechnen der Peakhöhe als die Differenz zwischen der maximalen y-Wert jeder Spitze und dem Schwellenwert. Betrachten Sie diesen Wert als Hinweis auf die Fusionstyp (Einzel vs. gleichzeitige / fortlauf Fusion oder transiente vs. Vollfusion).

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Ergebnisse

Die beschriebenen TIRF Bildgebung und Datenanalyse-Verfahren sollen die Vesikel Dynamik in zellulären Systemen zu studieren. Diese Technik kann verwendet werden, um die Auswirkungen von Signalmolekülen und Medikamente auf Fusionsereignisse und Neurotransmitter-Vesikel Dynamik 17 zu bestimmen. Mit GFP-markierten Plasmamembranproteinen hat die TIRFM Analyse eingesetzt worden, um die konstitutive Handel mit GFP-markierten Glutamattransporter in Gliazellen und Epithelzellen 18,19 charakterisieren.

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Diskussion

Dieser Beitrag stellt ein Protokoll für Bild und analysieren Vesikel Dynamik in sezernierenden Zellen, unter Verwendung von fluoreszierenden cDNA-kodierten Vektoren und TIRFM. Schlüsselelemente für eine erfolgreiche Bildgebung durch TIRFM sind die Auswahl des Zellmodell und Zelltransfektion mit genetisch codierte optische Anzeigen von Vesikel-Freisetzung und Recycling.

TIRFM ist ideal für wachsende Zellen haft auf eine Glasabdeckung und ausreichend eben, um eine stabile Darstellung von Membr...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

Die Autoren bedanken sich bei der Università degli Studi di Milano für die Unterstützung von Eliana Di Cairano (Post-Doktorandenstipendium) und Stefania Moretti (Promotionsstipendium) bestätigen. Diese Arbeit wurde von der University Research Program PUR zu CP unterstützt

Wir möchten Prof. Jeremy M. Henley, School of Biochemistry, University of Bristol, Großbritannien, danke ich für das pHluorin bauen und Dr. Francesco Dotti für die Unterstützung bei der Datenanalyse und Silvia Marsicano für die technische Unterstützung.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Geräte
Axio Observer Z1figure-materials-1 Zeiss491912-9850-000invertiertes Mikroskop
Multiline Argon Laser Lasos 77figure-materials-2 Lasos00000-1312-752mehrzeiliger (458/488/514 nm), 100 mW Argon-Ionenlaser
Laser TIRF sliderfigure-materials-3 Zeiss423681-9901-000
100X Objektivfigure-materials-4 Zeiss421190-9900-000Öl, NA 1.45 Alpha-Plan
CCD-Kamera RetigaSRV Fast 1394figure-materials-5 QImaging
LAMBDA 10-3 optischer Filterwechsler mit SmartShutterfigure-materials-6 Sutter Instrument Company
Software
Image ProPlus 6.3 Softwarefigure-materials-7 Media CyberneticsSpot-Auswahl, ROI-Auswahl, Bestimmung der Fluoreszenzintensität
Excelfigure-materials-8 MicrosoftKorrektur von Photobleaching, Analysen von Gesamtzell- und Einzelvesikeldaten
GraphPad Prism 4.00figure-materials-9 GraphPad Software, Inc.statistische Analyse

Referenzen

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  2. Denk, W., Svoboda, K. Photon upmanship: why multiphoton imaging is more than a gimmick. Neuron. 18 (3), 351-357 (1997).
  3. Helmchen, F., Svoboda, K., Denk, W., Tank, D. W. In vivo dendritic calcium dynamics in deep-layer cortical pyramidal neurons. Nat Neurosci. 2 (11), 989-996 (1999).
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  5. Matz, M. V., et al. Fluorescent proteins from non bioluminescent Anthozoa species. Nat Biotechnol. 17 (10), 969-9673 (1999).
  6. Ribchester, R. R., Mao, F., Betz, W. J. Optical measurements of activity-dependent membrane recycling in motor nerve terminals of mammalian skeletal muscle. Proc Biol Sci. 255 (1342), 61-66 (1994).
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