Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Maus Pneumonektomie Modell der Ausgleichs Lung Wachstum

13.2K Aufrufe

DOI:

10.3791/52294

17. Dezember 2014

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die Maus-Pneumonektomie ist ein häufig verwendetes Modell des kompensatorischen Lungenwachstums. Dieses Verfahren kann in Verbindung mit der Abstammungsverfolgung oder transgenen Mausmodellen verwendet werden, um die zugrundeliegenden Mechanismen aufzuklären.

Zusammenfassung

Beim Menschen trägt eine gestörte Reparatur und Umbau der verletzten Lunge zu einer Vielzahl von akuten und chronischen Lungenerkrankungen bei, die letztendlich zu Behinderung oder Tod führen können. Verletzungsbasierte Tiermodelle der Lungenreparatur und -regeneration sind durch verletzungsspezifische Reaktionen begrenzt, was es schwierig macht, Veränderungen im Zusammenhang mit der Verletzungsreaktion und der Verletzungsauflösung von Veränderungen im Zusammenhang mit der Lungenreparatur und Lungenregeneration zu unterscheiden. Die Verwendung von Tiermodellen zur Identifizierung dieser Reparatur- und Regenerationssignalwege ist jedoch entscheidend für die Entwicklung neuer Therapien zur Verbesserung der Lungenfunktion nach Lungenverletzungen. Das Maus-Pneumonektomie-Modell nutzt das kompensatorische Lungenwachstum, um diese Reparatur- und Regenerationssignale zu isolieren und die Mechanismen der alveolären Reseptation klarer zu definieren. Hier beschreiben wir unsere Technik zur Durchführung der Mauspneumonektomie und der Scheinpneumonektomie. Diese Technik kann in Verbindung mit der Abstammungsverfolgung oder anderen transgenen Mausmodellen verwendet werden, um den molekularen und zellulären Mechanismus der Lungenreparatur und -regeneration zu definieren.

Einleitung

Die Hauptfunktion der Lunge ist für Sauerstoff und Kohlendioxid Austausch zwischen einem Organismus und der Atmosphäre bereitzustellen. Beim Menschen eine Vielzahl von angeborenen und erworbenen Bedingungen führen zu verminderter Lungenfläche, die zu einer Beeinträchtigung der Lungenfunktion führt. Dh Lungen - Obwohl eine Vielzahl von Therapien wie inhalativen Kortikosteroiden, Bronchodilatatoren, zusätzlichen Sauerstoff und chronische mechanische Belüftung verwendet werden, um die Folgen der Beeinträchtigung der Lungenfunktion 1-3 abzuschwächen, wäre die ideale Therapie für diesen Bedingungen Nachwachsen der funktionellen Lungengewebe zu fördern Regeneration.

Säugetiergeweberegeneration ist gut dokumentiert worden. Die Afrikanische Stachelmaus können große Bereiche der Haut ohne Narbenbildung 4 zu regenerieren. Die Phalanx beim Menschen nach einer Verletzung oder Amputation 5-7 regenerieren. Nach Pneumonektomie (PNX) tritt Ausgleichslungenwachstum bei Mäusen, 8, 9 Ratten, zu tungs 10 und 11 Menschen. Per Definition beinhaltet Ausgleichslungenwachstum nicht nur Ausbau der bestehenden Lufträume, aber erneut Septierung dieser vergrößerten Lufträume mit der Expansion des zugehörigen Mikrozirkulation 12. Genexpressionsanalyse hat gezeigt, dass dieses Modell rekapituliert viele der Signalwege der Lungenentwicklung 13. Vier Wochen nach der Maus PNX ist Alveolaroberfläche äquivalent zu der scheinoperierten Tieren 14. In diesem Manuskript beschreiben wir die Maus PNX und Schein PNX Verfahren.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

HINWEIS: Tier Verwendung Aussage: Alle Verfahren in dieser Studie wurden mit Genehmigung und nach den Richtlinien der Institutional Animal Benutzung und Pflege Committee (IACUC) in Cincinnati Kinderklinik durchgeführt. Acht Wochen alte C57BL / 6J männliche Mäuse wurden von Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME) erhalten und man ließ sie für eine Woche vor dem Gebrauch akklimatisieren. Bis der Operation wurden die Tiere in einem pathogenfreien Barriere Anlage untergebracht und zur Verfügung gestellt autoklaviert Chow und gefiltertes Wasser ad libdium. Jede Maus Käfig wurde mit einer dedizierten Luft und Wasser versorgt, und die Zimmer wurden auf einem 12 Stunden Tag-Nacht-Zyklus gehalten. Nach Erholung von der Operation wurden die Mäuse in Käfigen mit gefiltertem Spitzen aufrechterhalten, sofern autoklaviert Futter ad libidum und sofern aus einer Wasserflasche gefiltertes Wasser.

1. Herstellung des Instruments

  1. Stellen Sie 6 Haut Wundhaken mit Büroklammern und Pins. Twist bogene Büroklammern auf den Schäften der Papier-Pins, lTraufe eine 5 cm gerader Stahldraht an einem Ende und machen eine einzige 0,5 cm "U" förmigen Haken am Ende des Drahtes.
  2. Stellen ca. 15 x 15 cm im Quadrat-OP-Abdeckungen mit Plastikfolie. Bereiten Sie eine Umkleide pro Maus. Setzen Sie ein Papierturm zwischen den einzelnen Wickel.
  3. Sterilisieren Sie alle chirurgische Instrumente zusammen mit einem Stapel von 12 x 12 Zoll Korkplatten, Gaze, und Wattestäbchen.

2. Maus Vorbereitung

  1. Induzieren Anästhesie mit 2% Isofluran. Wiegen Tier.
  2. In einem speziellen Operationsvorbereitungsbereich rasieren linken Brust und Nackenbereich mit elektrischen Rasierer.
  3. Geben Sie einen Tropfen der künstliche Tränen Salbe die Augen die Maus.
  4. Dekontaminieren Hals und linken Brust mit Chlorhexidin und Isopropylalkohol. Wiederholen Sie zweimal.

3. Maus-Oro-Intubation und Beatmung

  1. Haben Sie ein nicht-sterilen OP-Techniker statt mit der Maus auf dem Rücken in der vorgewärmten OP-Bereich.
  2. Narkosetiefe Bestätigen Dokumentation Fehlen einer Reaktion auf die Pfote Prise.
  3. Nach dem Waschen der Hände und das Anziehen OP-Kleidung, Maske und Hut, don sterile Handschuhe.
  4. Nach Drapierungen und unter aseptischen Bedingungen, machen Sie einen 1 cm vertikale Inzision über der vorderen Mitte Nacken, den Kehlkopf freizulegen. Leicht einfahren Halsmuskulatur mit gebogenen, gezackten 10 cm Pinzette und setzen den Kehlkopf und Luftröhre durch die Streuung der Halsmuskulatur mit der Spitze einer geraden Schere.
  5. Oral legen Sie eine 22 G stumpfen Spitze Angiokatheter in die Mitte der Luftröhre (1A) und optisch Platzierung (1B) zu bestätigen. Pflegen Anästhesie und belüften mit 1-3% Isofluran durch Nagetierventilator (225 ul pro Hub; 200 Stokes pro min). Verwenden Sie ein Druckgrenze von 15 cm H 2 O

4. Maus Pneumonektomie

  1. Legen Sie die Maus in die richtige Seitenlage mit der Maus den Rücken vorder Betreiber (links oben). Verwenden Sie einen selbstdichtenden Plastikfolie als sterilen Tuch. Schneiden durch den Faltenwurf, verwenden stumpfer Spitze gebogene Schere, einen 2 cm langen Schnitt parallel zu den Rippen auf der 4. und 5. Zwischenrippenraum zu machen. Legen Sie die stumpfe Spitze gebogene Schere und sezieren die Haut von den zugrunde liegenden Rippen und Rippenmuskeln.
  2. Ziehen Sie die Haut mit vier Wundhaken, um ein Quadrat aussetzen 1,5 x 1,5 cm Operationsfenster (Abbildung 2A). Sichern Sie die Wundhaken an den Kork Bord.
  3. Präparieren Sie auf Rippen mit einer gebogenen Pinzette, und verwenden Sie eine Spitze der gebogenen Pinzette, um die Brusthöhle zu gelangen.
  4. Mit Hilfe der stumpfen Spitze Mikroscheren, verwenden Sie die Untermesser, um die Brusthöhle zu gelangen. Machen Sie eine 0,5 cm Einschnitt zwischen den Rippen, und wiederholen Sie in die entgegengesetzte Richtung.
  5. Mit den beiden verbleibenden Wundhaken, öffnen Sie den Brustkorb in der Vorwärts-Rückwärts-Achse und die sichere die Retraktoren mit dem Kork Bord (2B).
  6. Mit gebogenen stumpfen Pinzette in der linken Hand das linke Lunge und verdrängen den oberen Teil der linken Lunge seitlich und unten durch die Thorakotomie, bis die linke Lungenarterie und Bronchien ausgesetzt sind (3A, B).
  7. Halten Sie die geladenen Titan Gefäßmikroclip Applikator in die rechte Hand mit dem Körper des Applikators in der Handfläche und gebogene Spitze nach weg von der Handfläche (3C), schieben Sie die Applikatorspitze in den Brustkorb entlang der Krümmung der hinteren Seite des linken Lunge und Clip der linken Bronchus und Lungenschlagader (3D).
  8. Entfernen Sie den Applikator aber halten Sie die linke Lunge eingefahren. Fassen Sie die stumpfe Spitze Mikro-Schere mit der rechten Hand und schneiden Sie die Bronchien und Lungenarterie distal der Clip und entfernen linken Lunge (3E).
  9. Entfernen Sie die Rippenspreizer.
  10. Mit den gebogenen stumpfen Pinzette zu kneifen bis 1 cm von der Haut schlechter als die incisiauf, sondern über dem Niveau der Membran und setzen Sie eine 24 G Angiokatheter durch die Haut und in die linke Brusthöhle (4A, B).
  11. Verwenden Sie 5-0 Prolene Naht zu zwei Knopfnähten auf der 4. und 5. Rippen platzieren, um die Brusthöhle zu schließen.
  12. Entfernen Sie die Haut Wundhaken. Verwenden Sie zwei Sätze von Pinzette, um die Haut entlang der Länge des Einschnitts nähern und kleben die Haut verschlossen.
  13. Schließen Sie einen 3 ml Luer-Lock-Spritze mit dem Angiokatheter und entfernen Restluft durch leichten Ansaugen und Zurückziehen des Angiokatheter.
  14. Kleben Sie den Halsschnitt geschlossen mit zwei Sätzen von Zangen wie zuvor.

5. Maus Sham Pneumonektomie

  1. Setzen Sie die linke Lunge wie in "Maus Pneumonektomie" Protokoll vermerkt. Heben Sie den Brustkorb mit gebogenen stumpfen Pinzette, um Luft in die linke Brusthöhle zu ermöglichen (5A, B).
  2. Legen Sie eine 24 G Angiokatheter in die linke thoRacic Hohlraum wie oben darauf achten, daß die linke Lunge schädigen.
  3. Mit 5-0 Prolene Nahtmaterial und darauf achten, daß die Lunge (5C) durchstoßen, indem Sie zwei Längen von Nahtmaterial in der 3. / 4 und 5. / 6. Rippenzwischenräumen (5D). Gebe beide Längen von Nahtmaterial vor den Bund, um die Risiken der linken Lunge Herniation zu verringern. Binden Sie die Nahtmaterial zu zwei unterbrochenen Stichen (5E) zu machen.
  4. Kleben Sie die Haut über der Brust-Schnitt, entfernen Sie Restluft mit dem Angiokatheter und kleben Sie den Halsschnitt wie oben.

6. Wiederbelebung, Analgesie und Wiederherstellung

  1. Schalten Sie die Isofluran und Verwalten 0,1 mg / kg von Buprenorphin und 0,5 ml physiologischer Kochsalzlösung subkutan.
  2. Wenn spontane Atmung wieder aufzunehmen, entfernen Sie den Endotrachealtubus.
  3. Beachten Maus, bis es wieder ambulante ist. Wandern in der Regel Resum¯es mehrere Minuten nach der Entfernung des Endotrachealtubus.
  4. Platzieren Sie die Maus in einem 27 ° C Inkubator (befeuchteten, Sauerstoff 25%) zu erholen O / N.
    HINWEIS: Legen Sie mehrere Pellets von Chow mit Wasser für die ersten 24 Stunden nach der Operation benetzt auf dem Käfigboden.
  5. Verabreichen 0,1 mg / kg Buprenorphin durch intraperitoneale Injektion zweimal täglich für drei Tage nach der Operation. Darauf achten, dass die Operationsstelle beim Umgang mit Tieren zu öffnen.

7. Maus-Überwachung

  1. Wiegen Mäusen nach 1, 3, 5 und 7 Tage nach der Operation.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

. Ein Grundstück von PNX und scheinoperierten Maus Gewichte ist in Abbildung 6 vorgesehen In unseren Händen, ist das Überleben konsequent 95-100% für beide PNX und Schein Pneumonektomie. Eine Beschreibung, wie die rechte Lunge wieder wächst in diesem Modell und dem erwarteten zeitlichen Verlauf, verweisen wir den Leser auf Manuskripte Gibney et al. 15 und Wang et al. 14

Einige häufige Fehler zu vermeiden, um die Maus PNX und Maus Schei...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Wir haben die detaillierte Beschreibung der Maus PNX und Maus Schein PNX Verfahren bis heute berichtet vorgesehen. Wir haben die Leser bewusst einige der häufigsten Fallstricke, dass die Ermittler das Erlernen der häufigsten Verfahren stoßen gemacht, und wir haben verschiedene Techniken, die von unserem Labor entwickelt, um gegen diese Gefahren zu mildern skizziert. Andere Labors nutzen dieses Modell können andere Technik Modifikationen entwickelt haben, oder verwenden Sie verschiedene Instrumente. Bei der Bewertung der...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren möchten sich bei der Cincinnati Children's Hospital Division of Veterinary Services für ihre Unterstützung bedanken. Dieses Manuskript wurde unterstützt von den National Institutes of Health K12 HD028827. Anna Perl, PhD, lehrte die Autoren dieses chirurgische Verfahren.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
6 Zoll Gefäßclip-ApplikatorTeleflex Medical (WECK)137062
Horizon kleiner titanroter ClipTeleflex Medical (WECK)1201
Schmales Muster 12 cm gebogene PinzetteFine Science Tools11003-12
Gebogene gezackte 10 cm Graefe PinzetteFine Science Tools11052-10
Castroviejo NadelhalterFine Science Tools12565-14
Gerade 9 cm Strabismusschere (stumpfe Spitze)Fine Science Tools14075-09
Gerade 8,5 cm gehärtete FeinschereFine Science Tools14090-09
Gerade Federschere Cohan-Vannas FederschereFine Science Tools15000-12
HautkleberGluture32046
22 G Angiokatheter
24 G Angiokatheter
3 ml Luer-Lock-Spritze
4 Kurze Retraktoren
2 Lange Retraktoren
5-0 Prolene auf gebogener SchneidenadelEthicon8698G
0,5 ml Spritze auf 27 G Nadel
Normale Kochsalzlösung
Buprenorphin
Press-n-Seal WrapGlad Products Company
12 x 12 Zoll Korkplatte StapelOffice Depot
70% Ethanol
Betadine
Maus BeatmungsgerätHugo Sachs ElektronnikMinivent Type 845
Isofluran-VerdampferOHMEDAExcel 210 SE
Künstliche TränensalbePuralubeNDC: 17033-211-38

Referenzen

  1. Strueby, L., Thebaud, B. Advances in bronchopulmonary dysplasia. Expert review of respiratory medicine. , (2014).
  2. Donn, S. M., Sinha, S. K. Recent advances in the understanding and management of bronchopulmonary dysplasia. Seminars in fetal & neonatal medicine. 14, 332(2009).
  3. Molen, T., Miravitlles, M., Kocks, J. W. COPD management: role of symptom assessment in routine clinical practice. International journal of chronic obstructive pulmonary disease. 8, 461-471 (2013).
  4. Seifert, A. W., et al. Skin shedding and tissue regeneration in African spiny mice (Acomys). Nature. 489, 561-565 (2012).
  5. Vidal, P., Dickson, M. G. Regeneration of the distal phalanx. A case report. Journal of hand surgery. 18, 230-233 (1993).
  6. Potter, P. C., Levine, M. H. Bone Regeneration Following Chronic Suppurative Osteitis of the Distal Phalanx. Annals of surgery. 80, 728-729 (1924).
  7. McKim, L. H. Regeneration of the Distal Phalanx. Canadian Medical Association journal. 26, 549-550 (1932).
  8. Brown, L. M., Rannels, S. R., Rannels, D. E. Implications of post-pneumonectomy compensatory lung growth in pulmonary physiology and disease. Respir Res. 2, 340-347 (2001).
  9. Holder, N. Regeneration and compensatory growth. British medical bulletin. 37, 227-232 (1981).
  10. Hsia, C. C. Lessons from a canine model of compensatory lung growth. Curr Top Dev Biol. 64, 17-32 (2004).
  11. Butler, J. P., et al. Evidence for adult lung growth in humans. N Engl J Med. 367, 244-247 (2012).
  12. Konerding, M. A., et al. Spatial dependence of alveolar angiogenesis in post-pneumonectomy lung growth. Angiogenesis. 15, 23-32 (2012).
  13. Kho, A. T., Liu, K., Visner, G., Martin, T., Boudreault, F. Identification of dedifferentiation and redevelopment phases during postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, 542-554 (2013).
  14. Wang, W., Nguyen, N. M., Guo, J., Longitudinal Woods, J. C. Noninvasive Monitoring of Compensatory Lung Growth in Mice after Pneumonectomy via (3)He and (1)H Magnetic Resonance Imaging. Am J Respir Cell Mol Biol. 49, 697-703 (2013).
  15. Gibney, B. C., et al. Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging. EJNMMI research. 2, 48(2012).
  16. Rawlins, E. L., Perl, A. K. The a'MAZE'ing world of lung-specific transgenic mice. Am J Respir Cell Mol Biol. 46, 269-282 (2012).
  17. Ochs, M., Muhlfeld, C. Quantitative microscopy of the lung: a problem-based approach. Part 1: basic principles of lung stereology. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L15-22 (2013).
  18. Ysasi, A. B., et al. Effect of unilateral diaphragmatic paralysis on postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L439-445 (2013).
  19. Dane, D. M., Yilmaz, C., Estrera, A. S., Hsia, C. C. Separating in vivo mechanical stimuli for postpneumonectomy compensation: physiological assessment. Journal of applied physiology. 114, 99-106 (2013).
  20. Mortola, J. P., Magnante, D., Saetta, M. Expiratory pattern of newborn mammals. Journal of applied physiology. 58, 528-533 (1985).
  21. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. Journal of applied physiology. 106, 984-987 (2009).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Thorakotomie VerfahrenLungenregenerationalveol re Reseptationchirurgische TechnikSchein ThorakotomieLineage Tracingtransgene Modellealveol res Wachstum