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Methodenartikel

Die Nutzung Chironomidae (Diptera) Oberflächenschwimm Pupal Exuviae als schnelle Bioassessment Protokoll für die Wasserkörper

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DOI:

10.3791/52558

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24. Juli 2015

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1Department of Entomology, University of Minnesota, 2Biology, Chemistry & Physics, and Mathematics Department, Northern State University, 3Environmental Analysis and Outcomes Division, Minnesota Pollution Control Agency, 4RMB Environmental Laboratories, Inc.

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Schnelle Biobewertungsprotokolle mit benthischen Makroinvertebraten werden oft verwendet, um die Wasserqualität zu überwachen und zu bewerten. Ein effizientes Protokoll beinhaltet die Sammlung von oberflächenschwimmenden Puppenexuvien (SFPE) von Chironomidae. Hier werden Techniken für die Feldsammlung, die Laborverarbeitung, die Montage von Objektträgern und die Identifizierung von Chironomidae SFPE beschrieben.

Zusammenfassung

Schnelle bioassessment Protokolle mit benthischen Makroinvertebraten Assemblagen wurden erfolgreich verwendet, um menschliche Auswirkungen auf die Wasserqualität zu beurteilen. Leider traditionellen benthischen Larvenprobenahmeverfahren, wie beispielsweise die Tauch net, kann zeitaufwendig und teuer sein. Eine alternative Protokoll beinhaltet Sammlung von Chironomidae Oberfläche schwimmende Puppen exuviae (SFPE). Chironomidae ist eine artenreiche Familie der Fliegen (Diptera), deren unreifen Stadien in der Regel in der aquatischen Lebensräume auftreten. Erwachsene Chironomiden ergeben sich aus dem Wasser, so dass ihre Puppen Skins, oder exuviae, schwimmt auf der Wasseroberfläche. Exuviae akkumulieren oft entlang Banken oder hinter Hindernissen durch die Wirkung des Wind- oder Wasserstrom, wo sie gesammelt, um Zuck Vielfalt und den Reichtum zu bewerten. Chironomiden können als wichtige biologische Indikatoren verwendet werden, da einige Arten sind toleranter Verschmutzung als andere. Daher ist die relative Häufigkeit und Artenzusammensetzung der gesammelten SFPE reflektierenVeränderungen der Wasserqualität. Hier werden Verfahren mit Felderhebung, Laborverarbeitung, Schienenführung und Identifizierung von Zuck SFPE assoziiert im Detail beschrieben. Vorteile der Methode sind SFPE minimaler Störung an einer Probefläche, effiziente und wirtschaftliche Probenentnahme und Labor Verarbeitung, leicht zu identifizieren, die Anwendbarkeit in fast allen aquatischen Umwelt und eine potenziell empfindlicher Maß Ökosystem Stress. Einschränkungen gehören die Unfähigkeit, Larvenmikrohabitatnutzung und die Unfähigkeit zu bestimmen, die Puppen exuviae um Arten zu identifizieren, wenn sie nicht mit erwachsenen Männern in Verbindung gebracht.

Einleitung

Biomonitoring-Programme, die lebende Organismen zu verwenden, um Umwelt und Gesundheit zu bewerten, werden oft verwendet, um die Wasserqualität zu beurteilen oder Erfolg der Wiederherstellung der Ökosysteme Programme überwachen. Schnelle bioassessment Protokolle (RBP) mit benthischen Makroinvertebraten Assemblagen waren unter den Zustand der Wasserressourcen Agenturen beliebt seit 1989 1. Traditionelle Methoden der Probenahme Makrozoobenthos für RBPs, wie die DIP-net, Surber Sampler, und Hess-Sampler 2, können zeit- aufwendig, teuer und kann nur messen Assemblagen von einem bestimmten Mikrohabitat 3. Eine effiziente, alternative RBP zur Erzeugung biologischer Informationen zu einem bestimmten Wasserkörper beinhaltet Sammlung von Chironomidae Oberfläche schwimmende Puppen exuviae (SFPE) 3.

Die Chironomidae (Insecta: Diptera), allgemein bekannt als Zuckmücken genannt, sind holometabolous Fliegen, die in der Regel in der aquatischen Umwelt auftreten, bevor Schwellen als Erwachsene 60; auf der Oberfläche des Wassers. Die Zuck Familie ist artenreich, mit rund 5.000 weltweit beschriebenen Arten; sind jedoch so viele wie 20.000 Arten schätzungsweise 4 existiert. Chironomiden sind nützlich bei der Dokumentation von Wasser und Lebensraumqualität in vielen aquatischen Ökosystemen aufgrund ihrer hohen Vielfalt und variable Verschmutzung Toleranzen 5. Außerdem sind sie oft die reichlich vorhanden und weit verbreitet Makrozoobenthos in Wassersystemen, in der Regel, die 50% oder mehr der Spezies in der Gemeinschaft 5,6. Nach Entstehung der terrestrischen Erwachsenen, die Puppen exuviae (Gusspuppenhaut) bleibt schwimmt auf der Wasseroberfläche (Abbildung 1). Puppen exuviae akkumulieren entlang Banken oder hinter Hindernissen durch die Einwirkung von Wind oder Wasser Strom und kann einfach und schnell gesammelt, um eine umfassende Stichprobe von Zuckmücken-Arten, die in der vorangegangenen 24-48 hr 7 entstanden sind zu geben.

ntent "> Die relative Häufigkeit und taxonomische Zusammensetzung der gesammelten SFPE spiegelt die Wasserqualität, wenn man bedenkt, dass einige Arten sind sehr tolerant Verschmutzung, während andere sehr empfindlich 5 Die SFPE Verfahren hat viele Vorteile gegenüber herkömmlichen Larvenzuckstichprobenverfahren, einschließlich:. (1) minimal , falls vorhanden, tritt Lebensraum Störung bei einer Stichprobenraum, (2) Proben nicht auf das Sammeln von lebenden Organismen zu konzentrieren, sondern die nicht-lebenden Haut, so dass die Flugbahn des Gemeinschaftsdynamik nicht beeinträchtigt wird, (3) die Identifizierung an Gattung und oft Spezies ist relativ leicht entsprechenden Tasten und Beschreibungen 3 gegeben, (4) der Erhebung, Verarbeitung und Identifizieren Proben ist effizient und wirtschaftlich im Vergleich zu herkömmlichen Methoden zur Probenahme 3,8,9, (5) angesammelt exuviae stellen Taxa, die von ihren Ursprung haben eine breite Palette von Mikrohabitaten 10, (6) das Verfahren ist in fast allen aquatischen Umwelt, einschließlich Bächen und Flüssen, Flussmündungen, lakes, Teichen, Felsen-Pools, und Feuchtgebieten; und (7) SFPE vielleicht ein empfindlicher Indikator für die Gesundheit Ökosystem, da sie Personen, die alle unreifen Stadien abgeschlossen haben und erfolgreich wie Erwachsene 11 entstanden darstellen.

Die SFPE Methode ist nicht ein neuer Ansatz für die Sammlung von Informationen über Zuck Gemeinden. Die Nutzung SFPE wurde zuerst von Thienemann 12 in den frühen 1900er Jahren vorgeschlagen. Eine Vielzahl von Studien haben SFPE für taxonomische Studien (zB 13-15), die biologische Vielfalt und ökologische Studien (zB 7,16-19), und biologische Assessments (zB 20-22). Darüber hinaus haben einige Studien verschiedene Aspekte der Stichprobenplan, Stichprobengröße und Anzahl der Proben Veranstaltungen für das Erreichen verschiedener Erfassungsebenen von Arten oder Gattungen (zB 8,9,23) erforderlich gerichtet. Diese Studien zeigen, dass relativ hohe Prozentsätze der Art oder Gattung kann mit moderaten effor nachgewiesen werdent oder Kosten mit Probenverarbeitung verbunden. B. Anderson und Ferrington 8 bestimmt, dass auf der Grundlage einer 100-count Teilprobe, 1/3 weniger Zeit erforderlich war, um SFPE Proben im Vergleich zu Proben-net tauchen holen. Eine andere Studie festgestellt, dass 3-4 SFPE Proben konnten sortiert und für jede dip-net Probe und dass SFPE Proben waren effizienter als Dip-net Proben bei Erkennen Arten als Artenzahl um 3 identifiziert werden. Beispielsweise an Standorten mit Artenreichtum Werte 15-16 Arten, war die durchschnittliche Tauchnettowirkungsgrad von 45,7%, während SFPE Proben waren 97,8% effiziente 3.

Wichtig ist, dass die SFPE Verfahren in der Europäischen Union 24 genormt (bekannt als Zuck pupal exuviae Technik (CPET)) und Nordamerika 25 zum ökologischen Bewertung, aber das Verfahren ist nicht im Detail beschrieben worden. Eine Anwendung der SFPE Methodik wurde von Ferrington, et al. 3; jedoch war der Schwerpunkt dieser Studie, um die Effizienz, Wirksamkeit und Wirtschaftlichkeit des SFPE Verfahren zu bewerten. Das Ziel dieser Arbeit ist es, alle Schritte des SFPE Verfahren im Detail zu beschreiben, einschließlich Probenahme, Laborverarbeitung, Schienenführung und Gattung Identifikation. Die Zielgruppe umfasst Studenten, Forscher und Fachkräfte in den Ausbau der traditionellen Überwachung der Wasserqualität Bemühungen in ihren Studien.

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Protokoll

1. Vorbereitung der Feld Sammlung Supplies

  1. Bestimmen die Anzahl der Proben, die SFPE bezogen auf das Studiendesign gesammelt werden sollen, und erwerben eine Probengefäß (beispielsweise 60 ml) für jede Probe.
  2. Bereiten Sie zwei Datum und Ort Etiketten für jede Probe jar. Legen Sie eine auf der Innenseite und bringen die anderen an der Außenseite des Glases. Stellen Sie sicher, dass jedes Datum und Ort Etikett enthält die folgenden Informationen: Staat, Land, Landkreis, Stadt, Wasserkörper, GPS-Koordinaten, Datum und Name der Person (en) das Sammeln der Probe.
  3. Sammeln Sie anderen speziellen Materialien und Geräte (siehe Tabelle spezifischer Materialien / Ausrüstung).

2. Feld Sammlung

  1. Halten Sie ein Larvenschale in einer Hand und ein Sieb in der anderen. Tauchen Sie den Larvenschale ins Wasser, wo SFPE sammeln (zB Schaum Ansammlungen, Baumstümpfe, Auftauchende Vegetation, Schutt, wieder Wirbel, und entlang bank Kanten) (2A), ermöglichen watäh, exuviae, und Schutt, um die Larvenschale geben, und dieses Material durch das Sieb gießen. Wenn Probenahme in einem lotic System, beginnen am unteren Ende der Probe zu erreichen und arbeiten stromaufwärts (2B). Wenn Probenahme in einem lentic System, beginnen an der Windrichtung Küstenlinie.
    1. Wiederholen Sie Schritt 2.1 für 10 Minuten (oder zu einem anderen für einen bestimmten Probenahmeverfahren definiert) innerhalb jeder vordefinierten Proben Reichweite (in der Regel 100 bis 200 m für Proben von Ströme gesammelt, aber abhängig von der Gesamtfläche der Wassermessstelle); bewegen sich zwischen SFPE Akkumulation Bereichen nach Bedarf.
  2. Konzentrieren Ablagerungen in einem Bereich des Siebes mit Spritzflasche mit Wasser aus der Probe Seite gefüllt und sorgfältig über SFPE Probe vor, eine markierte Probe jar mit Hilfe einer Pinzette und einem Strom von Ethanol aus einer Spritzflasche. Füllen Probenglas mit Ethanol.
  3. Wiederholen Sie die Schritte 2.1 und 2.2 für alle Proben.

3. Probe Picking

HINWEIS: Der Rest dieses Protokoll bezieht sich auf ein 300 SFPE Teilprobe und müssen möglicherweise für andere Teilprobe Größen verändert werden. Siehe Bouchard und Ferrington die 9 Unterabtastung und Abtastfrequenz Richtlinien für Schneiderei SFPE Methoden zu studieren spezifische Ziele und Ressourcen zu treffen.

  1. Vergeben Sie einen 1-Dram-Fläschchen für jeden SFPE Probe; bereiten ein Datum und Ort Etikett im Inneren jedes Fläschchen legen und füllen Sie das Fläschchen ¾ mit Ethanol.
  2. Entfernen Sie den Deckel von der entsprechenden Probengefäß und überprüfen Sie die beigefügten Puppen exuviae. Inhalte aus dem Deckel sanft ausspülen auf eine Petrischale mit Spritzflasche mit Ethanol gefüllt. Suchen und entfernen Sie Etikett von der Innenseite des Probenglas mit einer Pinzette und sanft spülen Inhalte aus dem Etikett auf der Petrischale. Set-Label zur Seite.
  3. Den Inhalt des Probenglas in eine Larvenschale, Spülen mit Ethanol, um sicherzustellen, keine SFPE verbleiben im Probengefäß. Bringen Sie einen Teil des Puppen exuviae, resiGrund und Ethanol aus dem Fach an die Petrischale. Sicherzustellen, dass die Probe in Ethanol bedeckt.
  4. Legen Sie die Petrischale unter einem Stereomikroskop. Systematisch scannen den Inhalt der Petrischale für Puppen exuviae. Wählen Sie alle Puppen exuviae aus der Schale mit einer Pinzette und Ort in das Fläschchen. Proben, die defekt sind Wählen Sie nicht (dh, die nicht über mindestens die Hälfte der Cephalothorax und Bauch), getrocknet, oder komprimiert werden, um spätere Identifikationsprobleme zu vermeiden.
    HINWEIS: Identifizierung von Arten häufig erforderlich, dass die gesamte Probe ist vorhanden, wenn auch in einigen Fällen Gattung Ebene Identifizierung möglich mit Teilproben sein.
    1. Swirl Gericht und scannen für zusätzliche Puppen exuviae auch etwaige auf Seiten der Schüssel stecken könnte, sowie, alle kleinen und scheinenden Proben, die zunächst nicht erkannt haben kann. Wiederholen, bis zwei aufeinanderfolgende Scans zeigen keine zusätzlichen Puppen exuviae.
  5. Wiederholen Sie die Schritte 3.3 und3.4 bis alle oder 300 Puppen exuviae wurden abgeholt. Wenn 300 Puppen exuviae wurden abgeholt, geben Sie den Rückstand aus der Petrischale auf die Larvenschale und spülen Sie die Petrischale mit Ethanol. Dann überweisen Sie den Rückstand aus der Larvenschale auf den leeren Probenglas, fügen Sie das Datum und die Ortschaft Etikett, und setzen Sie den Deckel auf den Topf. Behalten oder abgeben Rückstand nach projektspezifischen Protokollen.

4. Proben Sortierung

  1. Gießen Sie alle abgeholt Puppen exuviae von dem markierten Fläschchen in eine Petrischale mit ausreichend Ethanol zu decken nur Proben gefüllt.
  2. Unter einem Stereomikroskop, separate Proben in verschiedene morphologische Gruppen (dh morphotaxa) und ordnen Sie morphotaxon in separat eine markierte Ampullen gefüllt 3/4 th voll mit Ethanol.
    1. Nutzen Sie externe morphologischen Eigenschaften zu Zuck morphotaxa trennen. Beispielsweise aus Cephalothorax verwenden Unterschiede in Gegenwart, der Größe, der Form undFärbung der Kopf Tuberkel frontal Warzen, frontal Seten und Brusthorn. Aus dem Bauch, benutzen Sie Stacheln, hookrows, shagreen, Seten und Ausläufer der Abdominalsegmente, zusätzlich zu den anal Lappen für morphotaxa Trennung (4A). Siehe Ferrington, et al. 5, Sæther 26. Pinder und Reiss 27 zusätzliche Beschreibungen und Abbildungen der morphologischen Eigenschaften.
    2. Verwenden Sie zusätzliche Ethanol, wenn Proben zu trocknen beginnen.

5. Schieben Montage

  1. Füllen einer Vertiefung einer Multi-Well-Platte für jede morphotaxon mit 95% Ethanol.
    1. Platzieren Sie mehrere Darstellungen (zB 25% der Gesamt) jedes morphotaxon zu Rutsche in die einzelnen Vertiefungen der Platte montiert werden. Erlauben Proben gut sitzen in für mindestens 10 min, ausreichend zu entwässern.
  2. Etikettenträger mit geeigneten Ort, Sammlung und Identifizierung informatiauf (Abbildung 3).
  3. Den Objektträger auf dem Stereomikroskop.
    HINWEIS: Eine Vorlage des Schlittens auf die Bühne mit Klebeband ist für die konsequente Platzierung.
  4. Geben Sie einen Tropfen Euparal auf der Folie; verbreiten Euparal so daß er die Größe des Deck annähert. Verwenden Sie für ausreichende Belüftung, wenn mit Euparal.
    Hinweis: Verwenden Sie für ausreichende Belüftung, wenn mit Euparal.
  5. Betten Sie einen Vertreter aus der ersten in die morphotaxon Euparal mit einer Pinzette.
    HINWEIS: Um überschüssige Ethanol von der Probe ungültig, mit einer Pinzette, leicht auf Probe auf Laborwischtücher vor der Einbettung in Euparal.
  6. Trennen Sie die Cephalothorax aus dem Bauch mit spitzen Pinzette und / oder Dissektion Sonden (4A).
    1. Teilen Sie die Cephalothorax entlang der Naht ecdysial (4B) und öffnen Sie die Cephalothorax so dass die Nahtkanten auf gegenüberliegenden Seiten (4C).
    2. Richten Sie die cephalothorax so dass die Bauchseite nach oben zeigt (4C).
    3. Positionieren Sie den Bauch Rückenseite nach oben; unmittelbar unterhalb der cephalothorax (4C).
  7. Legen Sie ein Deckglas auf die Probe. Halten Sie Deckglas in einem Winkel, mit einer Kante berühren Sie die Folie, und dann langsam tiefer und Drop das Deckglas der Luftblasenbildung zu reduzieren. Drücken Sie leicht auf das Deckglas der Probe zu glätten.
  8. Wiederholen Sie die Schritte 5.3 bis 5.7 für alle Proben dehydriert.

6. Genus Identification

  1. Bestimmen Sie, Gattung der Objektträger angebrachten Proben unter Verwendung eines zusammengesetzten Mikroskop. Identifizieren Sie Proben zur Gattung mit den Tasten und Diagnosen in Wiederholm 28 und Ferrington, et al. 5. Bei Bedarf bestätigen familien Ebene Identifikation mittels Ferrington, et al. 5. HINWEIS: Es gibt zahlreiche allgemeine Beschreibungen und Revisionen seit Wiederholm 28 und Ferrington,et al. 5 sind daher diese Tasten und Diagnosen unvollständig und müssen mit Primärliteratur ergänzt werden.

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Ergebnisse

Abbildung 1 zeigt die Zucklebenszyklus; unreifen Stadien (Ei, Larve, Puppe) nehmen in der Regel in oder eng mit, einer aquatischen Umwelt. Nach Abschluss der Larvenlebensphase, erstellt die Larve einen schlauchartigen Unterstand und heftet sich mit seidenen Sekret an das umgebende Substrat und Verpuppung erfolgt. Sobald die Entwicklung von Erwachsenen ist gereift, befreit die Puppe selbst und schwimmt auf der Wasseroberfläche, wo die Erwachsenen aus dem Puppen exuviae entstehen. Die exuviae mit Luft fül...

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Diskussion

Die wichtigsten Schritte für eine erfolgreiche SFPE Probensammlung, Kommissionierung, Sortierung, Schienenführung und Identifikation sind: (1) Lokalisieren Gebieten mit hohem SFPE Akkumulation im Untersuchungsgebiet während der Feldsammlung (2A); (2) langsames Abtasten der Inhalt der Petrischale für die Detektion aller SFPE während der Probensammeln; (3) Entwicklung der erforderlichen manuellen Geschicklichkeit, um die Cephalothorax aus dem Bauch während der Schienenführung (4A) zu zerl...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Danksagungen

Die Finanzierung für die Komposition und Veröffentlichung dieses Papiers wurde durch mehrere Finanzhilfen und Aufträge an die Chironomidae Research Group (LC Ferrington, Jr., PI) in der Abteilung Entomologie an der Universität von Minnesota, um Nathan Roberts für den Austausch von Feldarbeit Fotografien als Zahlen verwendet wird. Dank in dem Video mit dieser Handschrift verbunden.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
EthanolFisher ScientificS25309B 70-95%
Waschflaschen aus KunststoffFisher Scientific0340923B
ProbenglasFisher Scientific0333510BGlas oder Kunststoff, empfohlen 60 ml
PrüfsiebAdvantech120SS12FMaschenweite mit 125 Mikrometern
LarvenschaleBioQuip5524Weiß
Stereomikroskop
GlasschalenfläschchenFisher Scientific0333926B1-Dram-Größe
Pipette aus KunststoffThermo Scientific137111030 bis 35 Tropfen/ml
Feine PinzetteBioQuip4524#5
PetrischaleCarolina741158
Multi-Well-PlatteThermo Scientific144530
- oder Kunststoff-ObjektträgerThermo Wissenschaftliche30100023 x 1 Zoll
AbdeckgläserThermo Scientific12-519-21GKreisförmiges oder quadratisches
Euparal MontagemediumBioQuip6372B
Pigma StiftBioQuip1154FSchwarz
SondeBioQuip4751
KimwipesKimberly-Clark Professional™Artikel-Nr.: 34120
aus Glas oder Kunststoff Glas

Referenzen

  1. Southerland, M. T., Stribling, J. B. Biological Assessment and Criteria: Tools for Water Resource Planning and Decision Making. Davis, W. S., Simon, T. P. , Lewis Publishers. 81-96 (1995).
  2. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Resh, V. H., Batzer, D. P. An Introduction to the Aquatic Insects of North America. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Berg, M. B. , 4th edition, Kendall/Hunt Publishing Company. 15-37 (2008).
  3. Ferrington, L. C., et al. Sediment and Stream Water Quality in a Changing Environment: Trends and Explanation. , International Association of Hydrological Sciences Press. 181-190 (1991).
  4. Ferrington, L. C. Freshwater Animal Diversity Assessment in Hydrobiology. Balian, E. V., Lévêque, C., Segers, H., Martens, K. , Springer. Netherlands. 447-455 (2008).
  5. Ferrington, L. C., Berg, M. B., Coffman, W. P. An Introduction to the Aquatic Insects of North America. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Berg, M. B. , 4th ed, Kendall/Hunt Publishing Company. 847-989 (2008).
  6. Armitage, P. D., Cranston, P. S., Pinder, L. C. V. The Chironomidae: Biology and Ecology of Non-Biting Midges. 572, Chapman & Hall. (1995).
  7. Coffman, W. P. Energy Flow in a Woodland Stream Ecosystem: II. The Taxonomic Composition of the Chironomidae as Determined by the Collection of Pupal Exuviae. Archiv fur Hydrobiologie. 71, 281-322 (1973).
  8. Anderson, A. M., Ferrington, L. C. Proceedings of 18th International Symposium on Chironomidae on Fauna norvegica. Ekrem, T., Stur, E., Aagaard, K. 31, (2011).
  9. Bouchard, R. W., Ferrington, L. C. The Effects of Subsampling and Sampling Frequency on the Use of Surface-Floating Pupal Exuviae to Measure Chironomidae (Diptera) Communities in Wadeable Temperate Streams. Environmental Monitoring and Assessment. 181, 205-223 (2011).
  10. Wilson, R. S. Monitoring the Effect of Sewage Effluent on the Oxford Canal Using Chironomid Pupal Exuviae. Water and Environment Journal. 8, 171-182 (1994).
  11. Wentsel, R., McIntosh, A., McCafferty, W. P. Emergence of the Midge Chironomus tentans when Exposed to Heavy Metal Contaminated Sediment. Hydrobiologia. 57, 195-196 (1978).
  12. Thienemann, A. Das Sammeln von Puppenhäuten der Chironomiden. Eine Bitte um Mitarbeit. Archiv fur Hydrobiologie. 6, 213-214 (1910).
  13. Anderson, A. M., Kranzfelder, P., Egan, A. T., Ferrington, L. C. Survey of Neotropical Chironomidae (Diptera) on San Salvador Island, Bahamas. Florida Entomologist. 97, 304-308 (2014).
  14. Coffman, W. P., de la Rosa, C. Taxonomic Composition and Temporal Organization of Tropical and Temperate Assemblages of Lotic Chironomidae. Journal of the Kansas Entomological Society. 71, 388-406 (1998).
  15. Brundin, L. Transantarctic Relationships and their Significance, as Evidenced by Chironomid Midges. With a Monograph of the Subfamilies Podonominae and Aphroteniinae and the Austral Heptagyiae. Svenska Vetenskapsakademiens Handlingar. 11, 1-472 (1966).
  16. Anderson, A. M., Ferrington, L. C. Resistance and Resilience of Winter-Emerging Chironomidae (Diptera) to a Flood Event: Implications for Minnesota Trout Streams. Hydrobiologia. 707, 59-71 (2012).
  17. Anderson, T. Contributions to the Systematics and Ecology of Aquatic Diptera-A Tribute to Ole A. Saether. , Caddis Press. 99-105 (2007).
  18. Bouchard, R. W., Ferrington, L. C. Winter Growth, Development, and Emergence of Diamesa mendotae (Diptera: Chironomidae) in Minnesota Streams. Environmental Entomology. 38, 250-259 (2009).
  19. Hardwick, R. A., Cooper, P. D., Cranston, P. S., Humphrey, C. L., Dostine, P. L. Spatial and Temporal Distribution Pattens of Drifting Pupal Exuviae of Chironomidae (Diptera) in Streams of Tropical Northern Australia. Freshwater Biology. 34, 569-578 (1995).
  20. Wilson, R. S., Bright, P. L. The Use of Chironomid Pupal Exuviae for Characterizing Streams. Freshwater Biology. 3, 283-302 (1973).
  21. Raunio, J., Paavola, R., Muotka, T. Effects of Emergence Phenology, Taxa Tolerances and Taxonomic Resolution on the Use of the Chironomid Pupal Exuvial Technique in River Biomonitoring. Freshwater Biology. 52, 165-176 (2007).
  22. Ruse, L. Lake Acidification Assessed using Chironomid Pupal Exuviae. Fundamental and Applied Limnology. 178, 267-286 (2011).
  23. Rufer, M. R., Ferrington, L. C. Sampling Frequency Required for Chironomid Community Resolution in Urban Lakes with Contrasting Trophic States. Boletim do Museu Municipal do Funchal (História Natural) Supplement. 13, 77-84 (2008).
  24. CEN. 15196, European Committee for Standardization. Brussels. 1-13 (2006).
  25. Ferrington, L. C. Collection and Identification of Surface Floating Pupal Exuviae of Chironomidae for Use in Studies of Surface Water Quality. Standard Operating Procedure No. FW 130A. , (1987).
  26. Saither, O. A. Glossary of Chironomid Morphology Terminology (Chironomidae Diptera). Entomologica Scandinavica Supplement. 14, 51(1980).
  27. Pinder, L. C. V., Reiss, F. Chironomidae of the Holarctic region. Keys and Diagnoses Part 2. Pupa. Wiederholm, T. 28, Entomologica Scandinavica Supplement. 299-456 (1986).
  28. Wiederholm, T. Chironomidae of the Holarctic region - Keys and Diagnoses, Part 2, Pupae. 28, Entomologica Scandinavica Supplement. (1989).
  29. Merritt, R. W., Webb, D. W. An Introduction to the Aquatic Insects of North America. , 4th edition, Kendall/Hunt Publishing Company. (2008).
  30. Wilson, R. S., Ruse, L. P., Sutcliffe, D. W. A Guide to the Identification of Genera of Chironomid Pupal Exuviae Occurring in Britain and Ireland (including Common Genera from Northern Europe) and Their Use in Monitoring Lotic and Lentic Fresh Waters. , Freshwater Biological Association. (2005).
  31. Egan, A. T. Communities in Freshwater Coastal Rock Pools of Lake Superior, with a Focus on Chironomidae (Diptera). , University of Minnesota. (2014).
  32. Raunio, J., Heino, J., Paasivirta, L. Non-Biting Midges in Biodiversity Conservation and Environmental Assessment: Findings from Boreal Freshwater Ecosystems. Ecological Indicators. 11, 1057-1064 (2011).
  33. Kavanaugh, R. G., Egan, A. T., Ferrington, L. C. Factors affecting decomposition rates of chironomid (Diptera) pupal exuviae. Chironomus: Newsletter on Chironomidae Research. 27, 16-24 (2014).
  34. Anderson, A. M., Stur, E., Ekrem, T. Molecular and Morphological Methods Reveal Cryptic Diversity and Three New Species of Nearctic Micropsectra (Diptera: Chironomidae). Freshwater Science. 32, 892-921 (2013).
  35. Ekrem, T., Willassen, E. Exploring Tanytarsini Relationships (Diptera: Chironomidae) using Mitochondrial COII Gene Sequences. Insect Systematics & Evolution. 35, 263-276 (2004).
  36. Ekrem, T., Willassen, E., Stur, E. A Comprehensive DNA Sequence Library is Essential for Identification with DNA Barcodes. Molecular Phylogenetics and Evolution. 43, 530-542 (2007).

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Schlagwörter

Chironomidae Puppenh utean der Oberfl che treibende ExuvienBewertung der Wasserqualit tFelderfassungsmethodeLaboraufbereitungObjektpr parationsmethodeTrennung morphologischer GruppenIdentifizierung von Gattung und ArtProbenahme in aquatischen Umgebungen
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