Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Quantifizierung von Schwermetallen und anderen anorganischen Kontaminanten auf die Produktivität von Mikroalgen

15.7K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/52936

⸱

10. Juli 2015

 ,  ,  , 
1Mechanical and Aerospace Engineering, Utah State University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die Integration der Mikroalgenkultivierung mit industriellem Rauchgas wird letztendlich Schwermetalle und andere anorganische Verbindungen in das Wachstumsmedium einbringen. In dieser Studie wird ein Verfahren vorgestellt, mit dem das Endschicksal und die Auswirkungen von Schwermetallen und anorganischen Kontaminanten auf das Wachstum von Nannochloropsis salina bestimmt werden können, die in Photobioreaktoren gezüchtet werden.

Zusammenfassung

Die zunehmende Nachfrage nach erneuerbaren Kraftstoffen hat Forscher die Machbarkeit alternativer Einsatzmaterialien, wie beispielsweise Mikroalgen. Inhärenten Vorteile sind die hohe Ertragspotenzial, Verwendung von Nicht-Ackerland und die Integration mit Abfallströmen. Die Nährstoffbedarf eines großen Mikroalgen-Produktionssystem wird die Kopplung von Anbausystemen mit Industrieabfällen Ressourcen wie Kohlendioxid aus Rauchgas und Nährstoffe aus dem Abwasser erforderlich. In diesen Abfällen vorhanden anorganischen Verunreinigungen kann potenziell zu Bioakkumulation in Mikroalgen-Biomasse führen, sich negativ auf die Produktivität und die Begrenzung der Endanwendung. Diese Studie konzentriert sich auf die experimentelle Evaluierung der Auswirkungen und das Schicksal von 14 anorganischen Verunreinigungen (As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V und Zn) auf Nannochloropsis salina Wachstum . Mikroalgen in Photobioreaktoren bei 984 & mgr; mol m -2 s belichtet bei pH 7 in einem Wachstums m -1 kultiviert und gepflegtEdia verschmutzt mit anorganischer Verunreinigungen in Konzentrationen erwartet, basierend auf der Zusammensetzung in kommerziellen Kohlenabgasanlagen gefunden. In der Biomasse und dem Medium am Ende einer 7-tägigen Wachstumsperiode vorhandenen Verunreinigungen wurden analytisch durch Kaltdampf-Atomabsorptionsspektrometrie für Hg und durch induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie für As, Cd, Co, Cr, Cu, Mn, Ni quantifiziert, Pb, Sb, Se, Sn, V und Zn. Die Ergebnisse zeigen, N. salina ist ein empfindlicher Stamm, der zur Mehrmetall-Umgebung mit einer statistischen Abnahme der Biomasse yieldwith der Einführung dieser Verunreinigungen. Die hier vorgestellten Techniken sind ausreichend für die Quantifizierung von Algenwachstum und Bestimmung des Schicksals von anorganischen Verunreinigungen.

Einleitung

Im Vergleich zu herkömmlichen terrestrischen Kulturpflanzen Mikroalgen sind gezeigt worden, um höhere Biomasse und Lipid Ausbeuten aufgrund inhärenter höherer Solarumwandlungseffizienzen 1,2 erzielen. Kultivierung von Mikroalgen bei hohen Produktivitätsraten erfordert die Versorgung mit verschiedenen Nährstoffen, einschließlich einer externen Kohlenstoffquelle. Es wird erwartet, dass großflächige Wachstum Einrichtungen werden mit industriellen Abfallströme wie industriellen Abgas um die Produktionskosten zu minimieren integrieren und gleichzeitig bieten Umweltsanierung. Industrieabfälle Kohlenstoff ist in der Regel in Form von gasförmigem Kohlendioxid und Schadstoffe, die das Potenzial, sich negativ auf die Produktion von Mikroalgen haben, enthalten. Konkret wird Rauchgas aus Kohle eine Vielzahl von Verunreinigungen aufweisen, einschließlich aber nicht beschränkt auf Verbrennungsprodukte Wasser und Kohlendioxid, sowie Oxide von Schwefel und Stickstoff, Feinstaub, organische Verunreinigungen, wie Dioxine und Furane sowie anorganische con begrenztSchadstoffe wie Schwermetalle. Die Auswirkungen der meisten dieser Verunreinigungen, einschließlich anorganische Stoffe mit einigen von ihnen, wie Schwermetalle auf Mikroalgen Produktivität bekannt wurden nicht untersucht worden. Einige dieser Elemente können Nährstoffe in geeigneten Konzentrationen sein, aber bei höheren Konzentrationen sie Zelldysfunktion und sogar Tod 3 produzieren kann.

Die Integration von Mikroalgen mit industriellen Abgas hat das Potential, anorganischen Verunreinigungen in das Wachstumsmedium direkt einzuführen. Kohlebasis Abgas hat eine Vielzahl von anorganischen Elementen (beispielsweise As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V und Zn) in verschiedenen Konzentrationen von denen einige, in niedrigen Konzentration, stellen Nährstoffe für Mikroalgenwachstum. Anorganischen Verunreinigungen haben eine hohe Affinität zu den Mikroalgen zu binden und weiter intern durch Nährstofftransport sorbiert werden. Einige anorganische Verunreinigungen (dh, Co, Cu, Zn und Mn) sind Nährstoffe, die Bestandteil von Enzymen bilden beinhaltend in der Photosynthese, Atmung und andere Funktionen 3,4. Jedoch im Überschuß von Metallen und Metalloiden können toxisch sein. Andere Elemente, wie Pb, Cd, Sn, Sb, Se, As und Hg, sind nicht bekannt, die Zellfunktion in jeder Konzentration unterstützt und stellen nicht-Nährstoff Metalle, die sich negativ auswirken könnte Kulturwachstum 3,5,6. Das Vorhandensein von jeder dieser Verunreinigungen hat das Potenzial, negative Auswirkungen auf die Mikroalgenzellfunktion zu erzeugen. Weiterhin ist die Wechselwirkung von mehreren Metallen mit Mikroalgen verkompliziert Wachstumsdynamik und das Potential hat, das Wachstum auswirken.

Großökonomie wurden direkt auf die Produktivität des Kultivierungssystem 7-19 verbunden. Außerdem ist Medium Rückführung in der Mikroalge Wachstumssystem für entweder offen Laufbahn Teichen (ORP) oder Photobioreaktoren (PBR) kritisch, da sie repräsentiert 99,9 und 99,4% der Masse, bzw. 20. Die Anwesenheit von anorganischen Verunreinigungen in den Medien könnte letztlich begrenzen microalgae Produktivität und das Recycling von Medien durch Verunreinigung Aufbau. Diese Studie experimentell bestimmt die Auswirkungen 14 anorganischen Verunreinigungen (As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V und Zn) in Konzentrationen von der Integration von Mikroalgen Kultivierungssysteme erwartet Kohle abgeleiteten Rauchgas, auf die Produktivität der N. salina in Luftbrücke PBRs gewachsen. Die in dieser Studie verwendeten Verunreinigungen haben gezeigt, dass nicht nur in Steinkohle gewonnene Rauchgas aber Siedlungsabfall-basierte Abgas, biosolids-basierte Abgas, kommunales Abwasser, erzeugt Wasser, beeinträchtigt das Grundwasser und Meerwasser 21-23 vorliegen. Die in dieser Studie verwendeten Konzentrationen sind auf erwarten wäre, wenn Mikroalgenwachstumssysteme wurden mit einem Kohlebasis CO 2 -Quelle mit einer Aufnahmeeffizienz in kommerziellen PBR Systeme 20 gezeigt, integriert werden kann. Detaillierte Berechnungen unterstützen die Konzentration der Schwermetalle und anorganische Verunreinigungen werden in Napan vorgestelltet al. 24 Analytische Techniken wurden verwendet, um die Verteilung der meisten Metalle in den Biomasse, Medien und Umwelt zu verstehen. Die vorgestellten Methoden ermöglichte die Beurteilung der Produktivitätspotenzial von Mikroalgen unter anorganische Kontaminanten Stress und Quantifizierung ihrer Ende Schicksal.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

1. Wachstum System

figure-protocol-1

Abbildung 1. Mikroalgen Wachstum-System. (A) Luft Rotometer, (B) CO 2 Rotometer, (C) pH-Regler mit Magnet, (D) Datenlogger (E) in-line Luftfilter (F) Luftverteilerkopf, (G) Fluoreszenzlicht Bank, (H) pH-Meter, (I) Kühlsystem, (J) Wasserbad, (K) Thermoelementdraht, (L) Airlift-Photobioreaktor, (M) Heizung, (N) begehbarer fume Abzugshaube, (O) zu entlüften, (P) Liefermenge Kapillare, (Q) Luftfilter, (R) Probenrohr, (S) PBR Silikondeckel, und (T)pH auch in Silikondeckel. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

  1. Erstellen Sie das folgende Mikroalgen experimentellen Wachstumssystem (Abbildung 1).
    1. Erwerben zwölf Airlift PBRs bestehend aus Glas Rohrreaktoren 4,5 cm Durchmesser und 80 cm in der Höhe mit einem Kultivierungs Kapazität von 1,1 l mit Silikon Deckel. Erwerben vorgeschnittenen Glaskapillaren (5 mm Außendurchmesser und 1 mm Innendurchmesser) von 10 cm (3 pro PBR) und 85 cm (1 pro PBR) in der Länge.
    2. Einfrieren Silikondeckel in einem -80 ° C Tiefkühltruhe. Schmieren Sie einen Bohrer mit Glycerin und während Deckel eingefroren Bohrer 3 Löcher, um die Entlüftung, Probenahme und Gasförder Kapillaren Gastgeber und 1 Loch von 17 mm Durchmesser, um eine pH-Sonde zu hosten.
    3. Setzen Sie die 3 Kapillaren in Stadt mit der längsten Röhre, die sich 2 cm vom Boden des PBR. In der anderen Kapillarröhrchen fügen Sie einen Silikonschlauch with ein Kapillarrohr an das andere Ende sich zu einem gewünschten Abtastpunkt befestigt. Decken Sie das Loch für die pH-Meter mit einem Silikonstopper Größe 21D.
    4. Befeuchtung der Luft durch Sprudeln es durch Wasser und liefern die befeuchtete Luft zum Luftverteilerkopf. Führen Sie das Gas durch ein 0,2 um Filter und liefern sie an die Algensuspension durch die längste Glas Lieferung Kapillare.
    5. Liefern komprimierte CO 2 in den befeuchteten Luftstrom, um einen neutralen pH-Wert von 7,0 ± 0,1 in der Kultursuspension zu erhalten. Steuern Sie die Geschwindigkeit der CO 2 Lieferung mit einem automatisierten CO2-Apotheke System (pH-Controller), die ein magnetisches Solenoid öffnet, wenn die Algenkultur erreicht pH 7,1 und schließt bei pH 6,9.
    6. Sorgen für Licht mit 24 T5-Leuchtstofflampen, die in einer durchschnittlichen Ausleuchtung von 984 & mgr; mol m -2 s -1 ähnlich wie die Außentemperaturen Spitzenergebnis.
    7. Tauchen Sie die PBRs in ein Wasserbad, um maintain eine konstante Temperatur von etwa 25 ° C. Kontrollieren Sie die Temperatur des Systems mit Hilfe eines Umlaufkühler und eine automatische Heizungswasserkreislauf Bad Einheit Kontrolle.
    8. Überwachen Temperatur und pH-Wert in Echtzeit aufzeichnen und mit einem Datenlogger.
    9. Sicherzustellen, dass alle Komponenten der Mikroalge Wachstumssystem richtig funktionieren, insbesondere vor der Ernte Mikroalge Inokulum oder Herstellung von anorganischen Verunreinigungen, wie sie nicht erhalten werden kann.

2. Lab Ware Vorbereitung

  1. Messkolben, PBRs, Ballons und keine Behälter mit Seife und Leitungswasser zu waschen. Spülen mit VE-Wasser (DW).
  2. Säure spülen Sie die Labormaterialien verwenden, um alle Spuren von anorganischen Verunreinigungen zu beseitigen. Dies kann durch eine von zwei Arten durchgeführt werden:
    1. Soak Labormaterialien O / N in 10% Spurenmetall Salpetersäure (ACHTUNG: Rauch nicht einatmen, konzentrierte Salpetersäure kann schwere Verbrennungen und giftigen Rauch, unter dem Abzug hoo produzierend mit Nitril-Handschuhe, Schutzbrille und Labormantel).
    2. Soak Labormaterialien für 15 min in 50% Spurenmetall Salpetersäure.
    3. Mit DW Spülen Sie die Labormaterialien gründlich mindestens 3 mal dafür, dass alle Säure entfernt wird. Es ist kritisch, daß PBRs gut gespült werden, insbesondere die Probenahmeröhrchen und die Kapillarrohre. Gelingt dies nicht, wird Ansäuerung des Mediums und mögliche Wachstumshemmung zu erzeugen. Testen Sie den pH-Wert des Spülwassers, um alle Säure überprüfen, wurde entfernt.
    4. Sterilisieren PBRs, Behälter und Flaschen durch Autoklavieren sie bei 120 ° C und Standardatmosphärendruck von mindestens 30 min.

3. N. salina Medium Vorbereitung

  1. Herstellung der Lösung A: Teilweise einen 1 L-Messkolben mit DW zu füllen. Setzen Sie einen Magnetrührstab und fügen Sie die in der Tabelle 1 nacheinander gezeigt Chemikalien. Stellen Sie sicher, dass jede Zutat löst vor der Zugabe des nächsten Bestandteil. Entfernen Sie den Magneten und füllen the-Kolben auf die 1 L Volumen-Marke.
Komponente Menge hinzufügen (g) Endkonzentration (g / L)
H 3 BO 3 0,900 0,900
Na 2 MoO 4 · 2H 2 O 0,012 0,012
MnCl 2 · 4H 2 O 0,300 0,300
ZnSO 4 · 7H 2 O 0,060 0,060
CuSO 4 · 5H 2 O 0,020 0,020

. Tabelle 1: Lösung A Rezeptur Mengen sind Mengen, die bei der Herstellung von 1 l konzentrierte Lösung benötigt.

  1. Herstellung von Vitamin-Lösung: In drei separaten volumetric Kolben hinzuzufügen, die Vitamine, wie in Tabelle 2 gezeigt. Filter Jeder Vitaminlösung durch ein steriles 0,2 um-Spritzenfilter in einen sterilen Behälter. Preserve Vitamine bei -4 ° C im Dunkeln.
Vitamine Menge (mg) Endvolumen (ml) Schluss Vitamin-Konzentration (mg / L)
Biotin 12.22 500 24,43
Vitamin B12 13.50 100 135.00
Thiamin-Hydrochlorid 977,63 500 1,955.27

Tabelle 2:. Vitaminlösung Rezeptur Mengen sind Mengen, die für die Herstellung von konzentrierten Lösungen benötigttion.

  1. Teilweise zu füllen einen 20 l autoklavierbare Behälter mit DW und setzen Sie einen Magnetrührer. Stellen Sie den Behälter auf einem Magnetrührer Platte und fügen Sie die in Tabelle 3 (mit Ausnahme der Vitamine) gezeigt, Chemikalien, indem Sie sie eine nach der anderen und nach jedem vollständig auflöst. Füllen Sie den Behälter bis 20 L. erreichen
Komponente Belaufen sich auf bis mittel hinzufügen Einheit
NaCl 350.00 g
CaCl 2 · 2H 2 O 3.00 g
KCl 9.60 g
Na 2 SiO 3 · 9H 2 O 1.14 g
MgSO 4 · 7H 2 O 29.60 g
KNO 3 20.40 g
KH 2 PO 4 1.36 g
Ammonium Eisencitrat 0.10 g
Lösung A 20,00 ml
Biotin-Lösung * 818,00 ul
Vitamin B12-Lösung * 296,20 ul
Thiamin-Hydrochlorid-Lösung * 521,60 ul
* In den gekühlten Autoklaven Medien

Tabelle 3: N. salina Medium Rezept. Die Mengen sind Mengen, die bei der Herstellung von 20 l nährstoffreichen Medium benötigt.

  1. Sterilisieren des Mediums durch Autoklavieren für 30 Minuten bei 120 ° C und Atmosphärendruck. Lassen Sie das Medium cool bis auf RT.
  2. Stellen Sie den Behälter auf einem Magnetrührer Platte. Fügen Sie die in Schritt 3.2 vorbereitet Vitamine und lassen Sie die mittlere Mischung gründlich.

4. anorganischen Verunreinigungen Stoffaufbereitung

  1. Teilweise zu füllen den Messkolben in Tabelle 4 angegeben mit DW und fügen Sie die einzelnen Salz aufgeführt. Füllen Sie mit DW auf die gewünschte endgültige Volumen und gründlich mischen. Diese Aktien erhalten Sie nicht als einzelne Elemente zu adsorbieren an Wänden Flasche
    ACHTUNG: Mehrere anorganischen Verunreinigungen in diesem Protokoll verwendet werden, sind krebserregend, teratogen und mutagen, ein Mundschutz getragen, Handschuhe und Laborkittel beim Umgang mit Salzen.
Analyten Salzquelle Volumen der Stamm vorzubereiten (L) Salz nach in den Kolben hinzufügen60; (Mg Salz) Analytkonzentration zu der Kultur zugegeben (mg Analyt / l)
Als NaAsO 2 0.1 14,8 7.74E-02
CD CdCl 2 0,5 13,5 1.50E-02
Co CoCl 2 · 6H 2 O 0,5 34,7 1.56E-02
Cr Na 2 Cr 2 O 7 · 2H 2 O 0.1 40,6 1.29E-01
Cu CuCl 2 · 2H 2 O 0.1 38,3 1.30E-01
Hg HgCl 2 1.0 14,6 9.80E-03
Mn MnCl 2 · 4H 2 O 0.1 58,8 1.49E-01
Ni NiCl 2 · 6H 2 O 0.1 112,0 2.51E-01
Pb PbCl 2 0,5 39.9 5.41E-02
Sb Sb 2 O 3 0,5 26,7 4.06-02
Se Na 2 SeO 3 0,5 11,8 9.80E-03
Sn SnCl 2 · 2H 2 O 0,5 3.9 3.76E-03
V V 2 O 5 0.1 22.2 1,13e-01
Zn ZnCl 2 0.1 99,9 4.36E-01

Tabelle 4:. Konzentrierte anorganische Verunreinigungen Stoffaufbereitung Die Zugabe von 1 ml dieser konzentrierten Stamm auf den 1.1 L PBR Medium erzeugt den in der letzten Spalte angezeigt Endkonzentration.

  1. Sterilisieren der anorganischen Verunreinigung Bestände, indem die Lösung durch ein steriles 0,2 um-Spritzenfilter filtriert und das Filtrat in ein steriles Röhrchen.

5. N. salina Inokulum Produktion

  1. In einem 500 ml Erlenmeyer-Kolben mit 200 ml Medium in Schritt 3 hergestellt und dann werden 3 g Agar. Bedecken Sie den Kolben, der mit Aluminiumfolie und Autoklaven für 20 min bei 120 ° C. Füllen Sie die Lösung in sterile Petrischalen und abkühlen lassen, bis es sich verfestigt. Dies sollte eine sterile Haube oder zumindest in der Nähe einer Flamme in einer sauberen Umgebung zu Kontaminationsrisiko zu verringern abgeschlossen sein.
  2. Streak N. salina Zellen in sterile Petri-dishes bereit in Schritt 5.1 mit einer sterilen Seeding loop. Legen Sie die Petrischale Kulturen auf einem Tisch mit T12-Leuchten bei RT gehalten beleuchtet. Mikroalgen wachsen lassen, bis Kolonien sichtbar sind.
  3. Transfer Kolonien Erlenmeyer-Kolben, die 200 ml von nährstoffreichen Medium in Schritt 3 hergestellt und halten sie auf einer beleuchteten Rütteltisch (1.000 RPM) steril. Lassen Sie die Kultur wachsen, bis Medium wird grün.
  4. Übertragen Sie die Mikroalgen zu einem 1,1 l sterile PBR. Setzen Sie den PBR in einem Inokulum Wasserbad bei 200 & mgr; mol m -2 s -1 mit T8 Leuchtstoffröhren durch eine Umlaufkühler und einem automatisierten Heizung Umlaufwasserbad Steuer beleuchtet und bei 23 ° C gehalten. Einstellen der Luft und CO 2 Rotometern bis 2,5 L min -1 und 25 cm min -1.
  5. Nach einer Woche Wachstum Split Biomasse in neuen 1 .1 L PBRs enthält neue Medium und lassen Sie es, bis insgesamt mindestens 28 g Trockengewicht Biomasse wachsenzwischen den beiden Reaktoren, die optische Dichte bestimmt werden kann, erhalten.
  6. Ernte des Inokulums Biomasse durch Zentrifugation bei 2.054 × g für 15 min bei 10 ° C unter Verwendung von sterilen Zentrifugenflaschen und sterile Techniken, um eine Kontamination zu vermeiden. Entsorgen Sie den Überstand und weiterhin Zellkonzentration nach Bedarf.
  7. Sobald alle Biomasse zentrifugiert Wieder die Zellen in 300 ml frischem sterilem Medium.
  8. Verdünnte 0,1 ml Mikroalgenkultur in 3 ml DW auffüllen und 0,1 ml dieser neuen Lösung in 3 ml DW. Achten Sie darauf, die Probe wird gründlich gemischt. Anschließend wird die optische Dichte (OD) der Mikroalgen-Konzentrat bei 750 nm () sofort unter Verwendung eines Spektrophotometers.
  9. Verwenden der Gleichung (1), um die Menge an Biomasse in dem Konzentrat zu bestimmen.
    Hinweis: Die Gleichung (1) wurde aus der linearen Regression zwischen gegen Schwebstoffen von N. erhalten (in g / L -1) Salina (R 2 = 0,9995). Gleichung 1 wurde für die spectr entwickeltenophotometer Modell in der Werkstoff-Tabelle, erzeugen eine neue Kalibrierung, wenn mit einem anderen Spektralphotometer Modell.
    1. Unter Verwendung der Gleichung (2) berechnet das Volumen der Mikroalgen-Konzentrat (in L) benötigt, um eine 4 g / L -1 Kulturdichte in einem pBr-Wert von 1,1 l Volumen (in L) zu erhalten.

figure-protocol-2

figure-protocol-3

  1. Verwendung steriler Techniken fügen das Volumen der Mikroalgen konzentrieren sich in dem Schritt 5.9 mit einem autoklavierten PBR gefunden, um eine anfängliche Kulturdichte von 4 g / L -1 zu erreichen. Füllen PBR mit mittleren bis 1,1 L. Wiederholen Sie diesen Schritt, bis 6 PBRs geimpft werden. Legen Sie die PBRs in dem Inokulum Wasserbad.
  2. Lassen Sie die Mikroalgen in den PBRs wachsen für 8 Tage und dann ernten die Biomasse (durch Wiederholen der Schritte von 5,6 bis 5,7). Wiederholen Sie Schritt 5.8 zur Berechnung der AnfangsInokulum Volumen für einen anfänglichen Kulturdichte von 1 g / L -1.

6. Versuchsreaktoren

  1. Mit sterilen Techniken hinzuzufügen ca. 1 l Medium in Schritt 3, um jedem der 12 säure gespült sterile PBRs vorbereitet. Platzieren Sie die PBRs im Wasserbad der experimentellen Wachstumssystem. Schalten Spülung Luft auf bei 1,5 L min -1.
  2. Sterilisieren eines kalibrierten pH-Meters durch Reinigung mit 70% Ethanol. Messung des pH-Werts des Mediums, in dem PBR und sorgen pH ca. 7,0; Wenn nicht, wiederholen Sie Schritt 2, um Säure aus dem Säurewaschschritt ausgelaugt zu entfernen.
  3. Kalibrieren Sie jeden pH-Controller unter Verwendung von Puffer pH 7, Desinfizieren Sie die Sonden mit Ethanol (70%) und dann legen Sie sie in den PBRs Deckel.
  4. Zu jeder PBR (mit Ausnahme der Steuer PBRs) 1 ml jeder der sterile anorganischen Verunreinigungen Aktien in Schritt 4 bereit Lassen Sie die Verunreinigungen gründlich im PBR mischen. Die endgültige Konzentration der anorganischen Verunreinigungen in den PBRs sind Shown in der letzten Spalte der Tabelle 4 und werden die geschätzten maximalen Konzentrationen von einem Kohlekraftwerk Integration erwartet.
  5. Hinzuzufügen 14 ml sterilem DW den Steuer PBRs.
  6. Fügen der konzentrierten Mikroalgen Inokulums in Schritt 5.11 an die experimentellen PBRs erhalten, um einen anfänglichen Kulturdichte von 1 g / L -1 erhalten. Lassen Biomasse Mischung gründlich.
  7. Schalten hoher Lichtintensität Leuchten (von 984 & mgr; mol m -2 s -1) und pH-Controller auf und passen CO 2 bis 30 cc min 1. Erhöhen Sie die CO 2 Fluss in 50 ccm min -1 von Tag 3 danach. Initial niedrigen CO 2 Flussrate ist entscheidend, um große Veränderungen im pH-Wert zu vermeiden, aufgrund von Verzögerungen bei Gas / Flüssig-Transfer und die pH-Messung.
  8. Messen und Proben nach Bedarf. Achten Sie darauf, um den Wasserstand nach der Probennahme zu markieren. (ACHTUNG: einige anorganische Schadstoffe in der PBR sind krebserregend, teratogen und mutagen, Handschuhe und CAPPed Behälter beim Umgang mit Proben).
  9. In sterile DW täglich zu den PBRs um für Verdunstungsverluste auszugleichen.
  10. Nach 7 Tagen Wachstum geerntet, die Biomasse durch Zentrifugation bei 9.936 × g und bewahren sowohl Biomasse und Überstandsmedium, bei -80 ° C.
  11. Gefriertrockne die Biomasse bei 0,1 mbar und -50 ° CO / N. Powder die Biomasse (verwenden Sie einen Spachtel, um Pulver Biomasse innerhalb der Zentrifugenröhrchen). Bewahren gefriergetrocknet Biomasse bei -80 ° C.

7. mikrowellenunterstützten Aufschluss der Proben

Die Verdauung der Biomasse Proben als Vorverarbeitungsschritt für ICP-MS-Analyse erforderlich.
Hinweis: Diese Schritte geschlossenes Gefäß Mikrowellenaufschluss-System mit kontrollierten Druckentlastung. (ACHTUNG: Hohe Drücke entwickeln während der Säureaufschluss, überprüfen Sie die körperliche Unversehrtheit der Aufschlussgefäße und Schilde, und Neugestaltung des Mikrowellenaufschlussgefäßdeckel vor jedem Einsatz).

  1. Wash Teflon Mikrowellenaufschlussgefäße mit Wasser und Seife gründlich mit DW und lassen Gefäße der Luft trocknen. Um Spurenmetallverunreinigungen in den Gefäßen zu entfernen verdauen Säure, wie in den folgenden Schritten beschrieben.
  2. Umgestaltung der Mikrowellenaufschlussgefäß Deckel und schließen Sie die Fläschchen fest.
  3. 10 ml Salpetersäure zu jedem.
  4. Führen Sie das Gefäß in der Sicherheitsschild. Sicherzustellen, dass keine Biomasse, Wasser oder jegliche Reagenzien werden auf die Wände des Schutzschildes oder in den Außenwänden der Aufschlussgefäße, um eine Beschädigung der Schutzschild vermeiden gelassen. Verschließen Sie die Sicherheitsabdeckung mit Sicherheitsventil dafür, dass die Feder in der Ampulle bündig. Suchen Sie das Schild auf dem Rotor mit der Kappe Öffnungen nach außen zeigen in der äußeren Reihe und nach innen in der inneren Reihe.
  5. Am Schiff Nummer eins, legen Sie die Keramikschutzrohr und den Temperatursensor. Dieses Thermometer überwacht die tatsächliche Innentemperatur in dem Fläschchen und dient als Steuerungsgröße, um die Verdauung progr ausführenbin. Stellen Sie sicher, dass Fläschchen Nummer eins enthält die gleichen Proben- und Reagenzienmengen wie die anderen Durchstechflaschen.
  6. Geben Sie die Verdauung Parameter in Tabelle 5 gezeigt und starten Sie die Verdauung. Wenn das Programm beendet ist, kühle Luft die Fläschchen, bis sie RT erreichen.
Schritt Vials Spülen Probenaufschluss
Temperatur (° C) (Min) Max. Leistung (W) Temperatur (° C) (Min) Max. Leistung (W)
1 RT bis 190 25 1000 RT 180 15 1000
2 190 10 1000 180 15 1000
Abgas - 20 - - 20 -

Tabelle 5: Parameter in der Mikrowellen-Aufschlussprogramm verwendet.

  1. Innerhalb einer Abzugshaube, legen Sie die Druckentlastungswerkzeug auf der Schutzkappe mit den Kappenöffnungen darauf von Ihnen entfernt. Sobald Druck Öffnen Sie den Deckel freigegeben wird (ACHTUNG: Always open verdauten Fläschchen innerhalb Abzug, da Biomasse Verdauung unter Verwendung von Säure produziert giftige Dämpfe).
  2. Entsorgen Sie die Säure. Spülen Sie die Teflongefäßen mit DW 3 mal. Lassen Vials der Luft trocknen.
  3. Biomasse verdauen, fügen Sie 50 mg gefriergetrockneter Biomasse Mikrowellenaufschlussgefäße. Für die Qualitätskontrolle (QC) bereiten die folgenden Durchstechflaschen: Durchstechflaschen in zwei verschiedenen fügen entweder 5 ml Stufe 7 ICPMS oder 5 ml der Stufe 7 Hg CVAAS Standard in den Schritten 9.1 und 10.1 (der verdauten Lösung dieses Fläschchen vorbereitet wird als Labor Festungs blank (LFB)), lassen eine weitere Ampulle leer ist (die verdauten Lösungvon diesem Fläschchen wird als Laborreagenz blank (LRB)).
  4. Bis mittel verdauen, 10 ml überstehende Medium zu Säure gespült Mikrowellenaufschlussgefäße trocknen. Für die Qualitätskontrolle (QC) bereiten die folgenden Durchstechflaschen: In zwei verschiedenen Durchstechflaschen mit 5 ml Stufe 7 oder ICPMS CVAAS Metall Standard in Schritt 9.1 und 10.1 (der verdauten Lösung dieses Fläschchen wird als LFB) bereit, in ein anderes Fläschchen hinzufügen 10 ml DW (Die verdaute Lösung dieses Fläschchen heißt der LRB).
  5. Umgestaltung der Mikrowellenaufschlussgefäß Deckel und schließen Sie die Fläschchen fest.
  6. In 7 ml konzentrierte Spurenmetall Salpetersäure und 3 ml Wasserstoffperoxid zu jedem Fläschchen. Den Inhalt durch leichtes Schwenken Sie die Lösung. Verdauen, den Inhalt der Durchstechflaschen durch Wiederholung der Schritte 7.4 bis 7.7 (verwenden Sie die Mikrowellenaufschluss Parameter für Probenaufschluss in Tabelle 5).
  7. Hinzuzufügen verdaute Probe in einen 25 ml Meßkolben, das Spülen der Behälter mit DW für eine erhöhte Rückgewinnung. Messkolben mit DW füllenzur Marke.
  8. Übertragungs verdauten Proben zu einem verschlossenen Behälter. Bewahren Proben bei 4 ° C bis zur Analyse abgeschlossen werden kann. Für diese Studie Analyse wird noch am selben Tag für Hg und innerhalb von drei Tagen für die anderen Elemente durchgeführt.

8. Qualitätskontrolle (QC) Proben

Hinweis: Analysieren Sie QC-Proben, um die Zuverlässigkeit der Ergebnisse von experimentellen Proben zu gewährleisten.

  1. Teilweise zu füllen eine Säure gespült 1 L Messkolben mit DW. In 280 ml konzentrierte Spurenmetall Salpetersäure und gründlich mischen (diese Lösung wird auch als Blindlösung) (ACHTUNG: Stets Säure in Wasser, niemals Wasser hinzufügen, um Säure als die exotherme Reaktion kann heftig sein). Lassen Lösung auf RT abkühlen.
  2. Neben der QC-Proben in den Schritten 7.9 und 7.10 bereit, bereiten Sie die folgenden QC-Proben.
    1. Für die weitere Überprüfung der Kalibrierung (CCV): Füllen Sie ein Polystyrolröhrchen mit Kalibrierungsstandard (Herstellung sieheSchritt 9.2 und 10.1). Legen Sie die Hg-Standardlösung auf der CVAAS Rack und den ICPMS Standardlösung in der ICPMS Autosampler.
    2. Für die weitere Kalibrierung blank (CCB): Füllen Sie zwei Polystyrolröhrchen (16 ml) mit dem Rohling (in Schritt 8.1) hergestellte Lösung. Legen Sie eine Probe in der CVAAS Rack und die andere Probe in der ICPMS Autosampler.
    3. Für Labor-angereicherte Matrix (LFM): Nach dem Zufall wählen 1 Probe von jeweils 12 Proben für jeden Typ der Probe (dh Biomasse oder mittel) und verwenden Sie es, um eine LFM vorzubereiten. Für ICPMS, fügen Sie 0,5 ml ICPMS Standard Stufe 7 und 3 ml verdaut Versuchsprobe (entweder aus Biomasse oder mittel) zu einem Polystyrolröhrchen.
    4. Mischen Sie Inhalte und legen Sie die Durchstechflaschen auf der ICPMS Autosampler. Für CVAAS, 2 ml Hg Standard Stufe 7 und 6 ml verdaut Versuchsprobe (entweder aus Biomasse oder mittel) zu einem Polystyrolröhrchen. Mischen Sie Inhalte und Platz auf dem Fläschchen CVAAS Rack.
    5. Für die Doppelproben: Nach dem Zufall wählen 1 Probe jey 12 Proben für jede Art der Matrix (beispielsweise Biomasse, mittel, LFM oder jeder verdünnten Matrix) und Duplizieren der Fläschchen. Legen Sie die wiederholte Phiolen ICPMS in der Autosampler oder CVAAS Rack.
    6. Für die Doppelproben: Nach dem Zufall wählen 1 Probe von je 12 Proben für jeden Typ der Matrix (zB Biomasse, mittel, LFM oder einer verdünnten Matrix) und duplizieren das Fläschchen. Legen Sie die wiederholte Phiolen ICPMS in der Autosampler oder CVAAS Rack.
  3. Definieren Sie die Datenqualitätskriterien für die Studie. Für die vorliegende Studie zu duplizieren die Qualitätskriterien von Eaton, Clesceri, Reis und Greenberg 25 etabliert. Die für die Qualitätskontrolle festgelegten Parameter sind: prozentuale Differenz (% D) für CCV innerhalb ± 10% 25 (mit Ausnahme von Pb und Sb, siehe Diskussion), LFB Prozent Rückgewinnung (% R) im Bereich von ± 70 bis 130% 25. LFM Prozent Erholung (% R) von 75-125% 25, und die relative Differenz in Prozent (RPD) innerhalb von ± 20% 25, und ein fort caLibration blank (CCB) unter Methode Meldegrenze (MRL) 25. Siehe Berechnungsgleichungen in Schritt 9.7.

9. Quantifizierung durch induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS)

  1. Am Tag der Analyse, Transfer ca. 5 ml aufgeschlossene Probe auf Polystyrolröhrchen und legen Sie sie in der ICPMS Autosampler. In etwa 15 ml verdauten Proben auf Polystyrolröhrchen und legen Sie sie in der CVAAS Rack.
  2. Am selben Tag der Analyse bereiten die Kalibrierungsstandards. Fügen gekauft ICPMS Standardlösung und füllen mit leeren (in Schritt 8.1 hergestellten Lösung), wie in Tabelle 6 beschrieben (siehe Standardlösung Beschreibung in Material Table) zu Säure-Messkolben gespült.
Parameter Stufe 1 Stufe 2 Stufe 3 Stufe 4 Stufe 5 Stufe 6 Stufe 7
Gekauft Standard hinzugefügt werden (ml) - - - - - - 100
Stufe 7 hinzugefügt werden (ml) 0.0 1.0 2.5 5.0 20,0 25,0 -
Endvolumen * (ml) - 50,0 50,0 50,0 100,0 50,0 100,0
Endkonzentration (ug / l)
75 Als 0.0 2.0 5.0 100 20,0 50,0 1000,0
111 Cd 0.0 1.0 2.5 5.0 100 25,0 50,0
59 Co 0.0 100 25,0 50,0 100,0 250,0 500,0
52 Cr 0.0 2.0 5.0 100 20,0 50,0 100,0
63 Cu 0.0 5.0 12,5 25,0 50,0 125,0 250,0
55 Mn 0.0 3.0 7.5 15,0 30,0 75,0 150,0
60 Ni 0.0 8.0 20,0 40,0 80.0 200,0 400,0
208 Pb 0.0 1.0 2.5 5.0 100 25,0 50,0
121 Sb 0.0 12.0 30,0 60.0 120,0 300,0 600,0
51 V 0.0 100 25,0 50,0 100,0 250,0 500,0
66 Zn 0,0 4.0 100 20,0 40,0 100,0 200,0
* Erreichen dieses Volumen durch Hinzufügen der in Schritt 8.1 hergestellten Lösung

Tabelle 6: Konzentration von Kalibrierstandards Ebenen 1 bis 7..

  1. Entfernen Sie die Zapfen aus den ICPMS und beschallen sie für 1 min in DW. Trocknen Sie die Kegel und setzte sie wieder in das Instrument.
  2. Schalten Sie den Wasserkühler, Gase (Ar, H 2, He), der ICPMS, Steckleitungen zu internen Standards, und füllen Autosampler Spülung Behälter (DW, 10% Salpetersäure, 1% Salpetersäure + 0,5% Chlorwasserstoffsäure) .
  3. Öffnen Sie die Masshunter Workstation Software und schalten Sie das Plasma, Abstimmung der ICPMS und laden Sie die Parameter in Tabelle 7 beschriebenen Methode.
Parameter Werte
Interne Standards 72 Ge, 115 In
HF-Leistung 1.500 W
Plasmagasströmungsgeschwindigkeit 14,98
Vernebler Gasdurchsatz 1,1 l / min (Träger und Verdünnungsgas kombiniert - 0,6 + 0,5 L / min)
Probennahmekonus Nickel für x-Objektiv
Skimmer Kegel Nickel
Probenaufnahmerate 0,3 rps
Vernebler Pumpe 0,1 rps
S / C Temperatur 2 ° C
Scanning Zustand Verweilzeit 1 s Anzahl an Wiederholungs 3
H 2 Gasstrom N / A
Er Gasstrom 4,3 ml / min

Tabelle 7: ICPMS Betriebsbedingungen.

  1. Zeigen Kalibrierungsstandard, QC Proben und Versuchsproben in den Probengeber. In der ICPMS Software fügen Sie die Analyse-Sequenz und Proben zu analysieren. Absaugen Probe in das Instrument zu dem Plasma, wobei die Elemente ionisiert werden. Dann zieht ein Vakuum die Ionen auf einen Zähler. Die Ionen werden getrennt je nach ihrem Atomgewicht von den leichtesten bis zum schwersten.
    ACHTUNG: Sammeln ICPMS Abfälle in gefährlichen Rückhaltung und behandeln entsprechend zur Entsorgung bringen.
  2. Sicherzustellen, dass der Korrelationskoeffizient (R) Wert für die Eichkurve für jedes Metall oder Metalloid größer als 0.995 ist, 24.
  3. Während der Probenanalyse, Berechnung% R,% D und RPD wie in den Gleichungen 3 bis 6 26 beschrieben und vergleichen Sie die Ergebnisse auf die Projektdaten Qualitätskriterien in 8.3.
    1. Berechnen Prozent Rückgewinnung (% R), um Verluste zu bestimmen / zu gewinnen aus dem Labor befestigte blank (LFB) und Matrix-Interferenzen von Labor-angereicherte Matrix (LFM).

figure-protocol-4

figure-protocol-5

  1. Berechnen prozentuale Differenz (% D) auf der Geräteleistung mit der Zeit ändert, wann läuft CCV Proben.

figure-protocol-6

  1. Berechnen relativer Prozent Differenz (RPD), um Änderungen in der Methode Präzision mit der Zeit festzustellen, bei der Ausführung von experimentellen Proben.

figure-protocol-7

  1. Um Matrix-Interferenz (% R außerhalb des zulässigen Bereichs) zu reduzieren, verdünnen Sie die Proben für arme% R zu einem Verhältnis 1: 3 (Beispiel: DW).
10. Hg Quantifizierung von Cold Vapor Atomabsorptionsspektrometer (CVAAS)

  1. Bereiten Kalibrierungsstandards am selben Tag der Analyse. Verdünnen gekauft Hg Standard durch Zugabe von 1 ml gekauft Hg Standardlösung in einen 100 ml-Messkolben und füllt mit dem in Schritt 8.1 hergestellten Lösung.
    1. In 2,5 ml dieser Lösung in einen 100-ml-Messkolben und füllt mit dem in Schritt 8.1 hergestellten Lösung (diese neue Lösung ist Stufe 7 Hg-Standard). In verdünnter Ebene 7 Hg Standard-Messkolben und füllt mit leeren (Lösung in Schritt 8.1 vorbereitet.), Wie in Tabelle 8 (siehe gekauft Hg Standardlösung Beschreibung in Material Tabelle) beschrieben.
Parameter Stufe 1 Stufe 2 Stufe 3 Stufe 4 Stufe 5 Stufe 6
L7 Hg Standard hinzugefügt werden (ml) 0 1 2.5 5 20 25
Endvolumen * (ml) - 50 50 50 100 50
Endkonzentration (ug / l) 0 0,5 1.25 2.5 5 12,5
* Erreichen dieses Volumen durch Hinzufügen der in Schritt 8.1 hergestellten Lösung

Tabelle 8: Die Konzentration von Hg Kalibrierstandard Levels 1 bis 6..

  1. Öffnen Sie das Ar-Gas und Luftventil, schalten Sie den Atomic Absorptiontion Spektralphotometer und die Fließinjektionsatomspektroskopie (FIAS). Öffnen Sie die CVAAS Winlab Software, schalten Sie den Hg-Lampe und warmlaufen lassen, bis Energieparameter der Software erreicht 79. Legen Sie das Programm für die Hg-Analyse mit den Parametern in der Tabelle 9. Stellen Sie den Lichtweg im Gerät, um die maximale Durchlässigkeit geben.
Parameter Werte
Trägergas Argon, 100 ml / min
Lampe Hg elektrodenlose Entladungslampe, Setup bei 185 mA
Wellenlänge 253,7 nm
Schlitz 0,7 nm
Zelltemperatur 100 ° C
Probenvolumen 500 & mgr;
Träger 3% HCl, 9,23 ml / min
Reduktions 10% SnCl 2, 5,31 ml / min
Messung Spitzenhöhe
Lesen Sie Replikate 3

Tabelle 9: CVAAS Betriebsbedingungen.

  1. Stecken Sie die Leitung in die Trägerlösung von 3% Spurenmetall Grad Chlorwasserstoffsäure hergestellt.
  2. Stecken Sie die Leitung in die Reduktionsmittellösung von 10% Zinnchlorid (geeignet für Hg-Analyse) in 3% Spurenmetall Grad Chlorwasserstoffsäure hergestellt. Bereiten Sie diese Lösung den gleichen Tag der Analyse, wie sie ist anfällig für Luftoxidation (ACHTUNG: Zinnchlorid ist sehr gefährlich, verwenden Sie Schutzkleidung bei der Arbeit mit ihm sammeln CVAAS Abfälle in gefährlichen Rückhaltung und ordnungsgemäß zu entsorgen.).
  3. Legen Sie die Hg-Standards, QC Proben und Versuchsproben in der CVAAS Zahn Eingang der Reihenfolge in der CVAAS Winlab Software. Führen Standards und erzeugen die Kalibrierungsgleichung.
  4. Run QC samples und experimentellen Proben. Die CVAAS zieht ungefähr 5 ml der Probe in das Instrument reduziert die vorliegende Hg in der Probe zu elementarem Hg (Hg 0) Gas und reinigt das Gas aus der Lösung mit einem Trägergas (Ar) in einem geschlossenen System. Die Hg-Dampf gelangt durch eine Zelle in der Hg-Lampe Lichtpfad. Ein Detektor bestimmt die bei 253,7 nm absorbiert Licht und setzt sie in die Konzentrations. (ACHTUNG: Hg-Dampf giftig ist, sicherzustellen, Instrument Dunstabzugshaube ist vorhanden).
  5. Berechnen Sie% R,% D und RPD im Schritt 9.7 bei der Analyse und vergleichen Sie die Ergebnisse auf die Projektdaten Qualitätskriterien.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Biomasseerträge

Herstellung von N. salina in der in dieser Studie verwendeten PBR Systems stieg von 1 g / l -1 auf 8,5 ± 0,19 g / L -1 (N = 12) für die Steuerung Reaktoren und 4,0 ± 0,3 g / L -1 (N = 12) für den in 7 Tagen Multimetall kontaminiert. Die Experimente erzeugt wiederholbare Daten in dreifacher Ausfertigung Reaktoren und mehrere Stapel auf. 2A zeigt die durchschnittlichen Kulturdichte mit sehr geringen Standardfehler basie...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Saline Mikroalgen N. salina erfolgreich im Wachstums gestaltet System reproduzierbare Ergebnisse und hohe Biomasseerträge angebaut werden. Airlift Mischen für einen gut gemischten suspendierten Kultur mit minimaler Absetzen oder Biofouling auf der 7-tägigen Wachstumsperioden erlaubt. Die minimale Licht Variabilität über die Fluoreszenzlicht Bank wird auch gezeigt, dass deutliche Unterschiede in Wachstum nicht zu produzieren.

Die Studie zeigt, Schwermetall verschmutzten Medien in Kon...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

Die Autoren möchten sich bei der Finanzierung durch die National Science Foundation (Auszeichnung # 1335550), das Utah Water Research Laboratory, Professor Joan McLean und Tessa Guy für ihre Hilfe während der Metall/Metalloid-Analyse bedanken. Die Autoren danken auch Laura Birkhold für ihre Unterstützung bei der Datenerhebung und Danna Olbright.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Chemikalien
NatriumchloridFisher ScientificS271-3
Calciumchlorid-DihydratFisher ScientificC79-500
KaliumchloridFisher ScientificP217-500
Natriummetasilikat-Nonahydrat Fisher ScientificS408-500
Magnesiumsulfat-Heptahydrat Fisher ScientificM63-500
KaliumnitratEMD ChemikaliePX1520-5
Kaliumphosphat monobasisch Fisher ScientificP285-500
Ammonium-EisencitratFisher ScientificI72-500
BorsäureFisher ScientificA73-500
Natriummolybdat, DihydratEMD ChemicalSX0650-2
Manganchlorid-TetrahydratFisher ScientificM87-500
Zinksulfat-HeptahydratFisher ScientificZ68-500
Kupfersulfat-PentahydratFisher ScientificC489-500
BiotinAcros Organics230090010
Thiamin Acros Organics148990100
Vitamin B12 Acros Organics405920010
Kupfer(II)-chlorid-Dihydrat Sigma-Aldrich221783-100GReizend, umweltgefährlich
Blei(II)-chlorid Sigma-Aldrich268690-250GGiftig, gefährlich für die Umwelt
NatriumdichromatdihydratSigma-Aldrich398063-100Goxidierendes, hochgiftiges, umweltgefährliches
Kobalt(II)-chlorid-HexahydratSigma-Aldrich255599-100Ggiftig, umweltgefährlich
Nickel(II)-chlorid-hexahydrat Sigma-Aldrich223387-500Ggiftig, umweltgefährlich
Natrium (meta) arsenit Sigma-Aldrich71287giftig, umweltgefährlich
Cadmiumchlorid Sigma-Aldrich202908-10Ghochgiftig, umweltgefährlich
Quecksilber(II)-chlorid Sigma-Aldrich215465-100GGiftig, gefährlich für die Umwelt
Zinn(II)-chlorid-DihydratFisher ScientificT142-500Korrosiv. Geeignet für die Hg-Analyse. Sehr gefährlich.
Manganchlorid-TetrahydratFisher ScientificM87-500
Vanadium(V)-oxidAcros Organics206422500umweltschädlich
Kohlendioxid Air LiquideI2301S-1Komprimiertes
WasserstoffperoxidH325-500Fisher Scientific30% in Wasser
ICP-MS-StandardICP-MS-6020High Purity Standards
QuecksilberstandardCGHG1-1Inorganic Ventures1000± 6 & Mikro; g/ml in 5 % Salpetersäure
ArgonAir LiquideCompressed
HeliumAir LiquideCompressed, ultra high rin
HydrogenAir LiquideCompressed, ultra high reine
SalpetersäureFisher ScientificA509-P21267-70 % Salpetersäure, Spurenmetallqualität. Achtung: Unter dem Abzug manipulieren.
SalzsäureFisher ScientificA508-P21235 % Salzsäure, Spurenmetallqualität. Achtung: Unter dem Abzug manipulieren.
Ausrüstung
Scientific Vorvakuum-SterilisatorSteris31626ASV-120
ZentrifugeThermo Fisher46910RC-6 Plus
SpektralphotometerShimadzu1867UV-1800 pH-Regler
HannaBL981411X4
Rotometer, X5DwyerRMA-151-SSVT31Y
Rotometer, X5DwyerRMA-26-SSVT35Y
Wasserbad-ZirkulatorFisher Scientific13-873-45A
KompaktkühlerVWR13270-120
GefriertrocknerLabconco7752020
RührplatteFisher Scientific11-100-49S
pH-LaborelektrodePhidgets Inc3550
Massenspektrometer mit induktiv gekoppeltem PlasmaAgilent Technologies7700 Serie ICP-MSAngeschlossen an Autosampler CETAC ASX-520
FIAS 100Perkin Elmer InstrumentsB0506520
AtomabsorptionsspektrometerPerkin Elmer InstrumentsAAnalyst 800
Zellenheizung (Quarz)Perkin Elmer InstrumentsB3120397
MikrowelleMilestonemit einer maximalen Leistung von 1.200 W
MilestoneRotor mit 24-75 ml Teflongefäßen für den mikrowellenunterstützten Aufschluss mit geschlossenen Gefäßen.
Werkstoffe
0,2 μ m SpritzenvorsatzfilterWhatman6713-0425
0,2 μ m SpritzenvorsatzfilterWhatman6713-1650
0,45 μ m SpritzenvorsatzfilterThermo FisherF2500-3
Polystyrol RöhrchenEvergreen222-2094-05017 x 100 mm mit Verschluss, 16 ml, Polystyrol
Oktogonal magnetisch Rühren Sie sich Stangen Fisher scientific14-513-60Magnete mit PTFE-Fluorpolymer ummantelt
Programmierbarer Mikrowellenrotor

Referenzen

  1. Dismukes, G. C., Carrieri, D., Bennette, N., Ananyev, G. M., Posewitz, M. C. Aquatic phototrophs: efficient alternatives to land-based crops for biofuels. Curr Opin Biotechnol. 19 (3), 235-240 (2008).
  2. Moody, J. W., McGinty, C. M., Quinn, J. C. Global evaluation of biofuel potential from microalgae. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (23), 8691-8696 (2014).
  3. Pinto, E., et al. Heavy metal-induced oxidative stress in algae. J Phycol. 39 (6), 1008-1018 (2003).
  4. Gupta, A., Lutsenko, S. Evolution of copper transporting ATPases in eukaryotic organisms. Curr Genomics. 13 (2), 124-133 (2012).
  5. Perales-Vela, H. V., Peña-Castro, J. M., Cañizares-Villanueva, R. O. Heavy metal detoxification in eukaryotic microalgae. Chemosphere. 64 (1), 1-10 (2006).
  6. Sandau, E., Sandau, P., Pulz, O. Heavy metal sorption by microalgae. Acta Biotechnol. 16 (4), 227-235 (1996).
  7. Amer, L., Adhikari, B., Pellegrino, J. Technoeconomic analysis of five microalgae-to-biofuels processes of varying complexity. Bioresour Technol. 102 (20), 9350-9359 (2011).
  8. Benemann, J. R., Goebel, R. P., Weissman, J. C., Augenstein, D. C. Microalgae as a source of liquid fuels. Final Technical Report, US Department of Energy, Office of Research. , (1982).
  9. Benemann, J. R., Oswald, W. J. Report No. DOE/PC/93204--T5 Other: ON: DE97052880; TRN: TRN. Systems and economic analysis of microalgae ponds for conversion of CO2 to biomass. , (1996).
  10. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae. Biotechnol Adv. 25 (3), 294-306 (2007).
  11. Davis, R., Aden, A., Pienkos, P. T. Techno-economic analysis of autotrophic microalgae for fuel production. Applied Energy. 88 (10), 3524-3531 (2011).
  12. Jones, S., et al. Process design and economics for the conversion of algal biomass to hydrocarbons: whole algae hydrothermal liquefaction and upgrading. U.S. Department of Energy Bioenergy Technologies Office. , (2014).
  13. Lundquist, T. J., Woertz, I. C., Quinn, N. W. T., Benemann, J. R. A realistic technology and engineering assessment of algae biofuel production. Energy Biosciences Institute. , Berkeley, CA. (2010).
  14. Nagarajan, S., Chou, S. K., Cao, S., Wu, C., Zhou, Z. An updated comprehensive techno-economic analysis of algae biodiesel. Bioresour Technol. 145, 150-156 (2011).
  15. Pienkos, P. T., Darzins, A. The promise and challenges of microalgal-derived biofuels. Biofuels Bioproducts & Biorefining-Biofpr. 3, 431-440 (2009).
  16. Richardson, J. W., Johnson, M. D., Outlaw, J. L. Economic comparison of open pond raceways to photo bio-reactors for profitable production of algae for transportation fuels in the Southwest. Algal Research. 1 (1), 93-100 (2012).
  17. Rogers, J. N., et al. A critical analysis of paddlewheel-driven raceway ponds for algal biofuel production at commercial scales. Algal Research. 4, 76-88 (1016).
  18. Sun, A., et al. Comparative cost analysis of algal oil production for biofuels. Energy. 36 (8), 5169-5179 (2011).
  19. Thilakaratne, R., Wright, M. M., Brown, R. C. A techno-economic analysis of microalgae remnant catalytic pyrolysis and upgrading to fuels. Fuel. 128, 104-112 (2014).
  20. Quinn, J. C., et al. Nannochloropsis production metrics in a scalable outdoor photobioreactor for commercial applications. Bioresour Technol. 117, 164-171 (2012).
  21. Borkenstein, C., Knoblechner, J., Frühwirth, H., Schagerl, M. Cultivation of Chlorella emersonii with flue gas derived from a cement plant. J Appl Phycol. 23 (1), 131-135 (2010).
  22. Douskova, I., et al. Simultaneous flue gas bioremediation and reduction of microalgal biomass production costs. Appl Microbiol Biotechnol. 82 (1), 179-185 (2009).
  23. Israel, A., Gavrieli, J., Glazer, A., Friedlander, M. Utilization of flue gas from a power plant for tank cultivation of the red seaweed Gracilaria cornea. Aquaculture. 249 (1-4), 311-316 (2012).
  24. Napan, K., Teng, L., Quinn, J. C., Wood, B. Impact of Heavy Metals from Flue Gas Integration with Microalgae Production. , Algal Research. (2015).
  25. Eaton, A. D., Clesceri, L. S., Rice, E. W., Greenberg, A. E. 3125B. Inductively coupled plasma/mass spectrometry (ICP/MS) method. Standard methods for the examination of water and wastewater. , (2005).
  26. Eaton, A. D., Clesceri, L. S., Rice, E. W., Greenberg, A. E. Standard methods for the examination of water and wastewater. , APHA-AWWA-WEF. (2005).
  27. Matrix effects in the ICP-MS analysis of selenium in saline water samples. Smith, M., Compton, J. S. Proceedings of the 2004 Water Institute of Southern Africa Biennial Conference, Cape Town, South Africa, , (2004).
  28. Mehta, S. K., Gaur, J. P. Use of algae for removing heavy metal ions from wastewater: progress and prospects. Crit Rev Biotechnol. 25 (3), 113-152 (2005).
  29. EPA, U. Method: 200.8: Determination of trace elements in waters and wastes by inductively coupled plasma - mass spectrometry. , (1994).
  30. Eaton, A. D., Clesceri, L. S., Rice, E. W., Greenberg, A. E. 3120B. Inductively coupled plasma (ICP) method. Standard methods for the examination of water and wastewater. , (2005).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

SchwermetallquantifizierungMikroalgenproduktivit tNannochloropsis salinaPhotobioreaktorkultivierunginduktiv gekoppeltes PlasmaKaltdampf AtomabsorptionsspektrometrieBiomasseausbeuteBioremediationspotenzialAbwasserintegration
Quantifizierung von Schwermetallen und anderen anorganischen Kontaminanten auf die Produktivität von Mikroalgen
Kontakt
Rückmeldung an Ihre Bibliothek

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.