Molecular Probe-Optimierung, um Zellmortalität in einem photosynthetische Organismen Bestimmen ( Microcystis aeruginosa) Mittels Durchflusszytometrie

Zusammenfassung

Mikrobenpopulationen enthalten, die wesentliche Zellheterogenität, das allgemeine Verhalten diktieren können. Molekulare Sonde Analyse durch Durchflusszytometrie können physiologische Zustände von Zellen zu bestimmen, aber ihre Anwendung variiert zwischen den Arten. Diese Studie liefert ein Protokoll, um genau zu bestimmen, Zellmortalität innerhalb von einem Cyanobakterium Bevölkerung, ohne zu unterschätzen oder Aufzeichnungs falsch positiven Ergebnissen.

Zusammenfassung

Mikrobielle Subpopulationen in Feld- und Laborstudien haben gezeigt, dass hohe Heterogenität in der morphologischen und physiologischen Parametern. Bestimmen der Echtzeitzustand einer mikrobiellen Zelle geht über lebenden oder toten Kategorien, wie Mikroben in einem Ruhezustand, wobei die Zellteilung und metabolische Aktivität vermindert existieren. Da es notwendig ist für die Detektion und Quantifizierung von Mikroorganismen, Durchflusszytometrie (FCM) mit molekularer Sonden stellt ein schnelles und genaues Verfahren, um festzustellen Gesamtpopulation Lebensfähigkeit. Durch die Verwendung von SYTOX Grüne und orange SYTOX im Modell Cyanobakterien Microcystis aeruginosa, um die Integrität der Membran zu erkennen, entwickeln wir eine übertragbare Methode für die schnelle Anzeige der einzelnen Zelle Sterblichkeit. Die molekulare Sonden in dieser Zeitschrift verwendet wird als grün oder orange Nukleinsäure-Sonden bezeichnet werden (obwohl es auch andere Produkte mit ähnlichen Anregungs- und Emissionswellenlängen, die eine vergleichbare Formen der actio habenn, die wir ausdrücklich auf die vorderen erwähnten Sonden). Protokolle mit molekularen Sonden variieren zwischen den Arten, die sich hauptsächlich in der Konzentration und Inkubationszeiten. Nach diesem Protokoll auf Microcystis aeruginosa setzen die grüne Nucleinsäuresonde wurde bei Konzentrationen von 0,5 & mgr; M nach 30-minütiger Inkubation und die orange Nucleinsäuresonde bei 1 uM nach 10 min optimiert. In beiden Sonden Konzentrationen von weniger als der angegebenen optimalen Rahmen Berichterstattung von Zellen mit Membranschäden führten zu einem. Umgekehrt, 5 uM Konzentrationen und höher in beiden Proben zeigte eine Art von nicht-spezifischer Färbung, wobei "live" Zellen erzeugt einen Ziel Fluoreszenz, was zu einer überproportionalen Anteil "abgetötet" Zellzahlen. Die positiven Kontrollen (durch Hitze abgetöteten) vorgesehen testbare tote Biomasse, auch wenn die Angemessenheit der Steuerungsgeneration bleibt umstritten. Durch den Nachweis einer logischen Sequenz von Schritten für die Optimierung der grün und orange Nucleinsäuresonden wir demonstrate, wie ein Protokoll, das verwendet werden kann, um Cyanobakterien physiologischen Zustand effektiv zu analysieren erstellen.

Einleitung

Die Zelle ist ein komplexes System, das ständig reagiert auf die Umwelt durch die Beeinflussung der physiologischen Parameter und ihre Funktion zu verändern. Die Populationsdynamik von isogenen mikrobiellen Populationen sowohl in der Natur und das Labor werden durch die Entwicklung von Unterpopulationen betroffen sind, auftreten, auch unter relativ konstanten Umgebungsbedingungen ^1-3. Die Variabilität der natürlichen mikrobiellen entsteht durch die hohe Variabilität der Umweltbedingungen. Diese manchmal stochastische Prozesse anschließend produzieren Subpopulationen, die sehr unterschiedlich zu dem Bevölkerungsdurchschnitt liegen. Neuere Erkenntnisse haben ergeben, dass diese physiologischen Subpopulationen reagieren unterschiedlich auf Umweltbedingungen und können Signalverbindungen oder Inhibitoren, die dramatisch beeinflussen und beeinflussen die Gesamtbevölkerung ^3,4 herzustellen.

Die Schaffung eines Verfahrens zur Heterogenität innerhalb einer Population zu definieren ist der Schlüssel zu unständnis der Ökologie von Mikroben in verschiedenen Umgebungen und ist von wesentlicher Bedeutung bei der Erstellung Kenntnisse Ärgernis Cyanobakterien, wie die giftigen Microcystis, die Auswirkungen stark auf menschliche Sicherheit der Wasserversorgung. Arten wie Anabaena morphologische Heterogenität als Reaktion auf Umweltveränderungen angezeigt, die Entwicklung von spezialisierten Zellen wie Heterocysten und Akineten ^2. Im Gegensatz dazu Microcystis Zellen nicht klar, morphologische Heterogenität während einer Stressreaktion anzuzeigen. Die Unterscheidung zwischen lebensfähigen und nicht-lebensfähigen Zellen ist der wichtigste Aspekt der physiologischen Differenzierung und ermöglicht ein besseres Verständnis der mikrobiellen Populationsdynamik. Die konzeptionelle Problem der bakteriellen Lebensfähigkeit selbst bleibt jedoch schwierig und schlecht gekennzeichnet ^1,5,6.

Durchflusszytometrie (FCM) ist ein sicheres und schnelles Verfahren zur Analyse von Einzelzellen. Um das Verständnis der einzelnen Zelle physio erhöhenlogy durch FCM, molekularen Sonden sind verwendet worden, um eine Anzahl von metabolischen und biochemischen Prozessen ⁷ unterscheiden. Dies hat zu mehr Wissen von Arten auf zellulärer und Bevölkerungsebene geführt und im Gegenzug geholfen Wasserressourcenmanagement ^8,9. Jedoch unterscheiden sich Organismen hinsichtlich der molekularen Sonde Aufnahme und Ausströmen durch die Poren und die Pumpen in Zellwänden und Membranen, die zu einer Reihe von molekularen Sonde Design und Protokollimplementierung ^6,10,11 geführt. Molekularsonden für kommerzielle und Forschungszwecke verfügbar sind oft mit einer generisches Protokoll, die zu einem ganz anderen Zelltyp anwendbar sein kann, geliefert. Man muss sehr vorsichtig beim Übertragen von Protokollen für einen Zelltyp entwickelt, um ^weitere 6 sein kann, ist es daher eine wesentliche Aufgabe der molekularen Sonden effektiv vor der Verwendung zu optimieren.

Die grüne und orange Nukleinsäuresonden sowohl Doppel-und Einzel Nukleinsäuren mit minimalen Basis binden wählenivität und werden verwendet, um die Plasmamembranintegrität von Zellen zu beurteilen. Die grüne Nukleinsäuresonde eine deutlich verbesserte Zellmarkierung Fluoreszenzsignal im Vergleich zu anderen molekularen Sonden wie Propidiumiodid basierenden Verbindungen ^{12, die auch} als ein Indikator für die Lebensfähigkeit der Zellen wirken kann. Der Ausdruck "die Lebensfähigkeit der Zellen" hier davon aus, dass DNA-Abbau nach dem Verlust der Plasmamembranintegrität auftritt. Die Nucleinsäuresonden sind unsymmetrische Cyaninfarbstoffe mit drei positive Ladungen und können nicht in Zellen mit intakten Membranen unter gekennzeichnet Konzentrationen sowohl eukaryotische als auch prokaryotische ^{14,15 11,13} Organismen. Der Bindung einer Nukleinsäure-Sonde an Nukleinsäuren in der bis zu einer> 500 fachen Zunahme der Fluoreszenz-Emissionen von endogenen Signalen in Zellen, die ihre Membranintegrität beeinträchtigt haben ergeben. Obwohl molekulare Sonden wie das grün Nucleinsäuresonde kann ein guter Indikator für die einzelne Zellphysiologie zu sein, gibt es einen Bedarf to optimieren jede Sonde mit der beabsichtigten Zielorganismus, wie Inkubationszeiten wurden von 7 min variiert - 30 Minuten und die Konzentration im Bereich von 0,1 & mgr; M - 0,5 & mgr; M in Microcystis Experimente allein ^15-19.

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um die zytometrische Assays von Grün und die relativ neu orange Nukleinsäuresonden (die bisher nicht von den Cyanobakterien Spezies Microcystis aeruginosa getestet) zu optimieren. Folgendes entwickelten Methodik kann dann auf andere Spezies übertragen und als eine Plattform für die Optimierung der Protokolle in anderen molekularen Sonden, wodurch das Verständnis der Mikroben und deren ökologische Verhalten Erhöhung verwendet werden.

Protokoll

1. Vorbereitung der Molecular Probe und Durchflusszytometer

1. Verdünnte Lösungen der Nukleinsäure-Sonden, die als eine 5 mM Lösung in Dimethylsulfoxid (DMSO) geliefert werden Aliquots der erforderlichen Konzentrationen in ultrareinem _H 2 O. gefilterten
2. Bewahren Sie die Nukleinsäuresonden in dunkler Umgebung zwischen -5 ^{° C und} - ²⁵ ° C bis zur Verwendung.
3. Schalten Sie das Durchflusszytometer und Last-Software-Paket (siehe Tabelle der Werkstoffe / Ausrüstung für die FCM-Spezifikationen).
4. Stellen Sie eine leere Hämolyse Rohr (12 x 75 mm) an der Probeninjektionssonde (SIP), klicken Sie auf Sprünge zu helfen und dann wieder bündig mit der FCM Reinigungsprozess zu starten.
   ANMERKUNG: Manche Probe Stufen für die SIP können verschiedene Arten von Rohren einschließlich Mikrozentrifugenröhrchen unterzubringen. Die in der FCM Vorrichtung verwendet molekulare Sonde Verdünnungsmittel und Mantelflüssigkeit ist von einer Qualität zur Analyse der "Typ 1" 0,22 um Membran filtriert Quelle.
5. Ortein frischer Hämolyse Rohr mit 2 ml Reinstwasser gefiltert _H 2 O auf dem SIP, eine Frist für 10-15 min und einem fluidischen Geschwindigkeit zu schnell (oder einer Flussrate von> 66 & mgr; l / min).
6. Wählen Sie eine neue Datenzelle, zu relevanten Schwellenwerte für Fluoreszenz und Lichtstreuung Kanäle, um Hintergrundgeräusche zu reduzieren, und klicken Sie auf "Ausführen" setzen.
7. Wenn die Gesamt Ereignisse pro Sekunde sind nicht unter Empfehlung der Hersteller, dann eine 2 ml Probe des Dekontaminationslösung für 2 Minuten auf schnelle und wiederholen Sie die Schritte 1.4 und 1.5.
   HINWEIS: Überprüfen Sie bitte die Herstellerempfehlungen für die FCM-Start-up-Reinigungsprotokolle, wie sie zwischen den Modellen variieren. Tests für bestimmte Grenzwerte muss auch im Einklang mit der FCM-Modell sein, da einige Geräte ermöglicht es dem Benutzer, Spannungen gewinnt den Photomultipliern (PMTs) die Verstärkung oder Verringerung des elektrischen Signals von den optischen Detektoren verbucht worden sind. Die in dieser Erfah verwendet FCM Modellment hat Spannung PMTs fixiert und verwendet einen Schwellenwert von 80.000 Vorwärtslichtstreuung (FSC-H), um Teilchen, die kleiner als 2,0 um und elektronisches Rauschen aus.

2. Herstellung von Kulturen und erste Zellzahlen

1. Autoklav 98 ml Reinstwasser filtriert H _{2 O} und 2 ml Algenmedium (x50-Konzentration) in einem 250 ml Becherglas während 20 Minuten bei 120 ^o C.
2. Von einer anfänglichen Monokultur von Microcystis aeruginosa (PCC 7806) in einer hohen stabilen Zustand Dichte Platz 2 ml der Probe in ein Rohr unter dem SIP. Disaggregieren keine Koloniebildung durch Vortexen oder Ultraschallbehandlung ²⁰ und bestätigen gleichmäßig verteilt Zellen durch Lichtmikroskopie.
   HINWEIS: Übermäßige Exposition gegenüber Ultraschallwellen, um Zelllyse führen und sollte mit Vorsicht angewendet werden. Da Ultraschallbehandlung können Gasbläschen kollabieren Ausgänge wie Seitenlichtstreuung (wie in Arten wie Microcystis aeruginosa gefunden) (SSC-H) Intensität mehr an sich gewordennsitive.
3. Innerhalb der FCM-Software, wählen Sie ein Histogramm, um Daten von Vorwärtslichtstreuung (FSC-H) aufzeichnen und die Handlung Spezifikationen konfigurieren, indem Sie "log", um in einer logarithmischen Skala auf der Achse anzuzeigen.
4. In einem separaten Ausgang, wählen Sie ein anderes Histogramm (Log-Achse), um natürliche Fluoreszenz aufzunehmen, wie die Zubehörphotosynthetischen Pigment Phycocyanin (FL4-H, 675 ± 12,5 nm), in Microcystis aeruginosa gefunden.
5. Verwenden einer Lichtquelle, Phycocyanin und einen Detektor, der die Emissionen aus dem erhaltenen Fluoreszenzfilter kann anregen kann.
   HINWEIS: Photosynthesepigment wie Chlorophyll angeregt mit dem häufig verwendeten 488 nm blauen Laser sein, während Phycocyanin ist mehr als 600 nm angeregt und wird nur mit einer roten ^Lichtquelle 21 festgestellt werden. Überprüfung mit dem Durchflusszytometer Hersteller für Anregungslichtquellen und den Spektren der Emissionsdetektoren, hier sowohl einer 488 nm und 640 nm-Laser verwendet wurden zusammen mitein 675 ± 12,5 nm optischer Filter.
6. Für die Aufnahme der Einstellungen in der Nähe des Kerngröße des Zielorganismus (10 & mgr; m) und einer relativ geringen Durchflussrate (14 & mgr; l / min) höchste Auflösung wählen.
   HINWEIS: Für die beste Auflösung Proben sollten nach fertigt Empfehlung von Ereignissen pro Sekunde ausgeführt werden.
7. Vor der Datenerfassung mit einem Schwellenwert zu Tor aus Lichtstreuung und / oder Fluoreszenz-Signale, die durch die elektronische Hintergrundrauschen oder Zellprobe Schmutz verursacht werden.
8. Wählen Sie eine neue Datenzelle, erstellen eine Dichte Grundstück mit FSC-H und SSC-H-Parameter auf einer logarithmischen Skala und auf Ausführen.
9. Wenn Probendichte führt zu einer übermäßigen Ereignisrate, kann Verdünnungsschritte unternommen, um Genauigkeit und Präzision zu erhöhen.
10. Von der Dichte Grundstück gelten Software-Toren aus dem vorherigen Histogramm auf den niedrigen Pegel Streusignale, die von Hintergrundrauschen oder Schmutz (FSC <320.000) hergestellt auszuschließen. Umgekehrt Gate die höhere relative FluoreszenzPhycocyanin Signale von Zellen und enthalten nur diese Ereignisse (FL4, 56.000 - 1.950.000).
11. Verwenden Sie die Zahl der Zellen in den gated Bereichen erfasst und teilen sie durch das Gesamtvolumen der Probe, die durch die FCM durchlaufen hat, um herauszufinden, wie viele Zellen pro ml.
    HINWEIS: Der FCM Modell verwendet hat hier eine Mikroprozessor gesteuerte Schlauchpumpe System, das Probenvolumen zu bestimmen. Andere FCM Geräte erfordern einen kalibrierten Partikelsuspension oder eine Berechnung _von H 2 O Gewicht / Volumen Unterschiede zum gesamten Probenvolumen zu überprüfen.
12. Hinzufügen der erforderlichen Menge von Zellen, die frisch hergestellt Medien, um eine Batch-Wachstumszyklus (250.000 Zellen / ml) von Microcystis aeruginosa starten.
    HINWEIS: Arten werden in den Wachstumsraten je nach ihrem In-situ-Umgebungsparameter und die Verfügbarkeit von Nährstoffen, so dass ein Batch-Zyklus sollte vorher aufgezeichnet, um Lebenszyklusphasen zu bestimmen abweichen.

3. Optimsierung von Molecular Probe Zellaufnahme

1. Ernte Hälfte des Microcystis aeruginosa Kultur in Schritt 2 aus einer exponentiellen Phase vorbereitet und verwenden als "live" Kontrolle.
   HINWEIS: Die Proben aus einer hohen Dichte Kultur direkt zu einer exponentiellen Phase verdünnt kann Optimierungsergebnisse durch tote Zelle Umsatz auswirken, im Vergleich zu der Kulturen von einem Anfangsverzögerung / Induktionsphase beimpft.
2. Bereiten Sie die andere Hälfte als "tot" Steuerung durch Verwendung von Verfahren, wie beispielsweise 70% Ethanol, Erhitzen von Proben bei 60 ^{° C} für 1 Stunde, Paraformaldehyd oder 4% Formaldehyd für 30 Minuten ^6,11,22. Überprüfen Variationen in der Proben-Mikroumgebung (z. B. pH).
   HINWEIS: Die positive, durch Hitze abgetöteten, "tot" Kontrolle in Microcystis aeruginosa unterscheidet sich von einer "Live" Probe durch seine Abnahme Phycocyanin Signale. Induziert Mortalität durch andere Verfahren nicht dazu führen, die gleiche Leistung und wird vary in Arten.
3. Up Mischproben mit unterschiedlichen Verhältnissen von Set "Live" und "tot" Proben (zB 0%, 25%, 50%, 100%).
4. Disaggregieren Koloniebildung durch Vortexen oder Ultraschallbehandlung und pH-Wert prüfen.
5. Wählen Sie einen 488-nm-Laser zusammen mit Detektoren, die Fluoreszenz von der grünen aufzeichnen kann (FL1, 530 ± 15 nm) und orange (FL2, 585 ± 20 nm) Nukleinsäuresonden und die 640-nm-Laser, um Phycocyanin Signale durch ihre jeweiligen Detektor aufzeichnen.
   HINWEIS: Wenn an DNA gebunden ist, hat der grüne Nucleinsäuresonde eine ungefähre Fluoreszenzanregungswellenlänge von 504 nm und Emissionsmaxima von 523 nm, während die orange Nukleinsäuresonde weist eine Anregungswellenlänge von 547 nm und Emissionsmaxima von 570 nm. A 488 nm Argonionen-Festkörperlaser eingesetzt werden, um beide Molekülsonden erregt werden jedoch ein grüner Laser (bis 547 nm) eine höhere Orangefluoreszenz zu produzieren.
6. Als Ausgangspunkt, stellen diemolekulare Sonde mit den Herstellern empfohlenen Konzentration auf die 50% "live" und 50% "tot" Kultur und Inkubation im Dunkeln.
7. Wählen Sie eine neue Datenzelle, legen Sie die Probe unter dem SIP mit Schwellen und Trigger, die Hintergrundgeräusche (FSC-H 80.000) reduzieren wird.
8. Erstellen Sie eine Dichte Grundstück mit FSC-H und SSC-H-Parameter, und drei Histogramme. Ein Histogramm unter Verwendung der jeweiligen molekularen Sonde optischen Detektorkanal (FL1 oder 2), eine zur Erkennung Phycocyanin Emissionen (FL4-H) und das andere FSC-H, die alle auf einer logarithmischen Skala.
9. Die Proben der Microcystis aeruginosa mit Nukleinsäuresonden im Dunkeln inkubieren für bis zu 60 min, Aufzeichnung in getrennten Datenzellen bei einer Anzahl von Zeitpunkten (1, 5, 10, 15, 30 und 60 min).
   HINWEIS: Bei der Einstellung von Parametern wie pH-Check mit fertigt für mögliche Reaktionen von bestimmten Chemikalien (für die getesteten Nukleinsäure-Sonden ein Puffer kann nicht Phosphate oder hohen ein- oder diva enthaltenlieh Kationen, da die Bindung an DNA wird reduziert).
10. Tragen Sie eine Software-Tor, nur sind die FSC-H-Histogramm (320.000 - 1.500.000) für die Zielorganismen Zellgröße, in die jeweilige Fluoreszenzsonde Kanal-Histogramm.
    ANMERKUNG: Die in diesem Protokoll verwendeten Konzentrationen waren 0,05, 0,1, 0,5, 1, 5, 10, 50 und 100 um, was entweder durch Erhöhen oder Verringern des Volumens Microcystis aeruginosa Probe oder anfängliche Stammlösung von Nukleinsäure-Sonden geändert werden können.
11. In der Fluoreszenzsonde Kanal, gelten andere inclusive Software-Tor auf den höchsten Gipfel im Histogramm (grüne FL1-H, 240.000 - 1.650.000, orange FL2-H, 30.000 - 165.000) und in der Folge, dass positive Gate-Sonde Fluoreszenz in den Density-Plot.
12. Lauf Schritte 3,1-3,11 bei 100% "live" 100% "tot" und alle Mischkulturproben, Einstellung des Molekularsondenkonzentrationen (zB x 0,1 x 10) und / oder der Temperatur und pH-Werte, falls notwendig.
13. Vergleichen Sie die Anzahl der positiven molekularen Sonde Fluoreszenzsignale in die ursprüngliche Zelldichte von "toten" Zellen (von einem halben Gesamt FSC-H oder einer 100% "tot" Kultur genommen), um den Gesamtanteil der Zellen mit der Nukleinsäure befleckt finden Sonden.
14. Tun Sie dies für jeden Zeitraum innerhalb jeder Konzentration, um die optimale Protokoll für den höchsten Prozentsatz der Zell Nukleinsonde Aufnahme, ohne nicht-spezifische Färbung (verwenden Sie die Mittel in einem One-Way ANOVA oder Kruskal-Wallis-Test zu finden, wenn die Daten nicht-para).

4. Molecular Probe Fluoreszenz Diskriminierung

1. Für die Prüfung von Fluoreszenzinterferenz / Überlappung von intrinsischen oder nicht-spezifische Zellfärbung wählen Sie die 50% "live" und 50% "tot" Mischkultur Daten und nehmen Sie alle Tore.
2. Tragen Sie eine Software-Tor, nur sind die FSC-H-Histogramm (320.000 - 1.500.000) für die Zielorganismen Zellgröße, in die PhycocyaninKanal-Histogramm.
3. Tor der höchste Gipfel Phycocyanin und Label als "live", mit dem Zusatz von der untersten Spitze als "tot" bezeichnet.
4. Führen Sie eine weitere Gate-Schritt in die jeweilige molekulare Sonde Fluoreszenzhistogramm-Kanal, mit ein zu einer Zeit, die "live" und dann "tot" Phycocyanin (FL4) Signale, die Aufnahme sowohl mittlere Wellenlängen.
   HINWEIS: Der Modus zur Induktion der Mortalität in diesem Experiment wurde durch Wärmebehandlung, die sich aus diesem Protokoll Phycocyanin Signale deutlich verringert wurde. Andere Verfahren zur Herstellung von Populationen von "toten" Zellen können verschiedene Ausgänge in den erworbenen Läufe ergeben.
5. Verhältnis die mittleren Wellenlängen der positiven molekularen Sonde Fluoreszenz ("tot") und die Eigen / nicht-spezifische Signal ("Live"), um Protokoll Empfindlichkeit zu bestimmen.
   HINWEIS: Um die Fluoreszenz Diskriminierung "live" und "tot" popul verbesserntionen, erhöhen Sie die Kohlenstoffquelle zur aktiven Fleck-Aufnahme in Nährstoff erschöpft Zellen oder Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), um Zellwanddurchlässigkeit und resultierenden Fluoreszenzsignale ⁶ zu verbessern. Begrenzte Entschädigung in einigen FCM Modelle für spektrale Überlappung kann durch benutzer manipuliert paarweisen Korrektur während der Probennahme (PMT Spannungsänderungen) oder von post-analytische Spezialsoftware durchgeführt werden.
6. Wählen Sie das optimiertes Protokoll, wo die höchste Menge an "toten" Zellen hat, ohne dass es eine unspezifische Färbung gefärbt worden. Wenn eine Anzahl von Tests haben ähnliche Ergebnisse zu akzeptieren das Protokoll mit der niedrigsten Konzentration und Inkubationszeit, zusammen mit guten Fluoreszenzsignal Diskriminierung. Folgen produziert Anweisungen für die Zytometer Herunterfahren.

Ergebnisse

Vorwärtslichtstreuung (FSC) und Seitenlichtstreuung (SSC) Ausgänge von einer Microcystis aeruginosa Batch-Kultur in exponentiellen Phase liefert Informationen über Zellgröße (Durchmesser) und interne Granularität bzw. (Abbildung 1A). FSC können Zellen, die zu groß und / oder klein sein Microcystis aeruginosa sind, diskriminieren. Diese Diskriminierung oder Gating durch Raffination von Daten zwischen bestimmten Punkten eines FSC-Ausgang (1C)

Diskussion

Die erhöhte Anzahl von Publikationen mit molekularen Sonden zeigt an, dass verlässliche und aussagekräftige Daten erhalten ^5,6,8 werden ^{- 15,19,22,23.} Als der noch gibt es keine perfekte Färbung für die Lebensfähigkeit der Zellen, die wirksam sein kann für alle Arten mit der gleichen Konzentration und Inkubationszeit ^6,10. Sogar die gleiche Art von Sonden mit veränderten Fluoreszenzemissionen zeigt die Notwendigkeit, die richtige Konzentration und Inkubationszeit (Tabe...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Cyanobacteria Media	Sigma-Aldrich	C3061-500ML	BG-11 Konzentrierte Süßwasserlösung (50x Verdünnung)
Dekontaminationsflüssigkeit	BD Biosciences	653155	Laufen Sie 2 Minuten lang, wenn die Ausgänge mehr als 12 Ereignisse pro Sekunde bei schnell oder einer Durchflussrate von 66 & Mikro betragen; l/min.  Gefolgt von 2 min Hülle H2O.
Durchflusszytometer	BD Biosciences	auf Anfrage	BD Accuri C6
SYTOX Green	Life Technologies	S7020	Nukleinsäurefärbung – 5 mM Lösung in DMSO
SYTOX Orange	Life Technologies	S11368	Nukleinsäurefärbung – 5 mM Lösung in DMSO