Methodenartikel

Umschriebene Capsular Infarkt Modellierung einer Photothrombotic unter Verwendung der Technik

DOI:

10.3791/53281

⸱

2. Juni 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Science and Engineering, Gwangju Institute of Science and Technology, 2Department of Pathology, Chonnam National University Medical School, 3Departement of Neurosurgery, Presbyterian Medical Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Dieses Manuskript beschreibt eine Modellierungstechnik der Kapsel Infarkt. Hier verwendeten wir eine modifizierte photothrombotic Technik mit geringer Intensität des Lichts nach Vorchirurgischer Ziel-Mapping. Mit dieser Technik haben wir einen umschriebenen Kapselinfarktmodell mit persistierendem motorischen Beeinträchtigungen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Der jüngste Anstieg der Prävalenzrate von Schlaganfällen der weißen Substanz erfordert spezifische Forschung auf diesem Gebiet. Das Fehlen eines relevanten Tiermodells für den Schlaganfall der weißen Substanz hat jedoch die Forschungsuntersuchungen behindert. Hier beschreiben wir eine neuartige Methode zur Erzeugung eines umschriebenen Kapselinfarkts, der die Schädigung benachbarter Strukturen der grauen Substanz minimiert. Wir verwendeten präoperatives Neural Tracing mit Adeno-assoziiertem Virus-grün fluoreszierendem Protein (AAV-GFP), um die somatotopische Organisation des Bereichs der Vordergliedmaßen innerhalb der inneren Kapsel zu identifizieren. Die Einstellung der Lichtintensität auf der Grundlage unterschiedlicher optischer Eigenschaften von grauer und weißer Substanz trägt zur selektiven Zerstörung der weißen Substanz bei relativer Erhaltung der grauen Substanz bei. Die genaue Positionierung der optisch-neuronalen Schnittstelle ermöglicht die Zerstörung des gesamten Bereichs der Vordergliedmaßen in der inneren Kapsel, was zu einem ausgeprägten und anhaltenden motorischen Defizit führt. Auf diese Weise entstehen hochgradig replizierbare Kapselinfarktläsionen mit einem persistierenden motorischen Defizit. Das Modell wird nicht nur hilfreich sein, um den Schlaganfall der weißen Substanz (WMS) auf Verhaltens-, Schaltkreis- und zellulärer Ebene zu untersuchen, sondern auch um seine Nützlichkeit für die Entwicklung neuer therapeutischer und rehabilitativer Interventionen zu bewerten.

Einleitung

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Bis vor kurzem wurden verwendet, die "graue Substanz Schlaganfall (GMS) Modelle" ausschließlich die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu verstehen und die Entwicklung neuer Therapien zu führen. Allerdings hat es eine zunehmende Prävalenz von Schlaganfall gewesen , die subkortikalen weißen Substanz bei älteren Menschen betrifft, die 15 ausmacht - 1,2 25% aller Schlaganfälle. Zahlreiche Studien haben in Bezug auf Schlaganfall mit GMS-Modellen durchgeführt wurden, während es gibt nur wenige Studien, die weiße Substanz Schlaganfall (WMS) Modelle verwendet haben. Weiße Substanz in Nagern ist wesentlich geringer als die der weißen Substanz in Menschen oder Primaten. Folglich ist es schwieriger , um selektiv die Zielregionen in der weißen Substanz 3 zuzugreifen und zu zerstören. Darüber hinaus haben keine effiziente Werkzeuge wurden bisher entwickelt, um selektiv den geplanten Umfang der gezielten weißen Substanz zu zerstören. Daher gab es für das Studium der weißen Substanz Hübe Mangel an geeigneten Modellen gewesen.

Tier stroke Modelle werden oft zu überwachen den Fortschritt der Motor Erholung für die Entwicklung neuer rehabilitative und therapeutische Methoden verwendet. Es ist ideal , ein Tiermodell zu verwenden , die eine langfristige neurologische Defizit konkordant mit den anatomischen Veränderungen im menschlichen Schlaganfall 4,5 demonstriert zeigt. In dieser Hinsicht ist eine schnelle Wiederherstellung des Motors Defizit und breite Beteiligung des Gehirns nach Infarkt Läsion möglicherweise nicht realistisch bei der Verfolgung der Schlaganfallforschung. Früheren Kapselinfarkt Modelle wurden durch die Okklusion der Carotis interna oder anterioren choroidalen Arterien und Diffusion von Endothelin-1 (ET-1) in die Capsula interna 6-9 hergestellt. Dennoch erfordert Arterienverschluss sorgfältig seziert und der Arterien, aber es produziert ein breites Gebiet der Infarkt Läsion, einschließlich der inneren Kapsel, ohne persistent Verhaltensdefizite. Außerdem ET-1 war nicht diffuses vollständig den hinteren Schenkel der inneren Kapsel zerstören und damit weniger stark ausgeprägt oder beh persistierendenavioral Defizit.

Ein photothrombotic Infarkt Modell wurde verschiedene Arten von Infarkt - Läsionen in der Hirnrinde und subkortikalen Strukturen 10 zu erzeugen , weit verbreitet. Die Technik umfassen die intravenöse Verabreichung durch fokale Beleuchtung gefolgt, die in den kleinen Gefäßen und die Erzeugung von Infarkt Läsionen 10 zu Thrombozytenaggregation führt. Photothrombotic Technik wurde GMS Läsionen intensiv genutzt zu schaffen, während es wurde selten verwendet , um WMS - Läsionen 5,11 erzeugen. Für diese Technik hat sich eine Kombination von Rose Bengal-Farbstoff und Lichtbestrahlung nachgewiesen wurde zur Zerstörung der Zielstruktur nützlich zu sein, so dass funktionelle Defizite entspricht. Das Schlüsselelement der photothrombotic Technik ist Bestrahlung mit Licht, weil es die Größe der Infarkt Läsionen bestimmt. Lichtbestrahlungsergebnisse in unterschiedliche Wirkungen auf grauer Substanz und weißer Substanz, weil die Streuung von Licht mehr als 4-mal höher in Weiß ma isttter im Vergleich mit der grauen Substanz 12; Dementsprechend wird , wenn die Lichtintensität eine ausreichend niedrige Bestrahlungsstärke (<1,140 mW / mm 2) hat, kann man die Erweiterung beschränken , auf die photothrombotic Läsion das Ausmaß der weißen Substanz beeinflussen (dh., Innere Kapsel). Zum Beispiel Licht höherer Energie kann Infarkte in beiden grauen und weißen Substanz zu induzieren, noch niedrigere Energie Licht photothrombosis nur in der weißen Substanz induzieren kann. Außerdem war das Eindringen der Lichtenergie sehr begrenzt. Etwa 99% der Lichtenergie wurde über 1 mm von der Lichtquelle 13 verloren. Daher wird erwartet, dass genau gezielt, niedrigere Energie Licht induziert photothrombosis nur in der weißen Substanz mit einem minimalen Eingriff der grauen Substanz Nachbar.

Hier beschreiben wir ein neues Verfahren Infarkt Läsionen im forelimb Bereich der inneren Kapsel in Nagetieren zu schaffen. Wir beschreiben die Methode der Identifizierung des forelimb Bereich im internen capsule, die Technik der Lichtbestrahlung, einschließlich der Einstellung und Abgabe von Licht und die Erzeugung eines Infarkts Läsion. Wir beschreiben auch Verhaltenstests verwendet, um die Vollständigkeit der Kapsel Modellierung zu bewerten.

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Protokoll

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Alle Verfahren wurden nach den Richtlinien des Instituts der Gwangju Institute of Science and Technology (GIST) durchgeführt, und alle Verfahren wurden von der Institutional Animal Care und Use Committee bei GIST zugelassen.

1. Pre-Läsion Schritte

  1. Bezeichnung des Vorderbein Bereich in der inneren Kapsel mit AAV-GFP
    1. (- 13 Wochen ~ 400 g, 11) in Übereinstimmung mit den institutionellen und nationalen Richtlinien Haus und Sprague Dawley Ratten behandeln.
    2. Sterilisieren alle chirurgischen Werkzeugen und Elektroden einen entsprechenden Sterilisator (Dampf oder Plasma-Sterilisator) verwendet wird. Verwenden Sie Dampf-Sterilisator bei 121 ° C als Einstellung von 30 Minuten für die Sterilisation und 30 min für trocken.
    3. Anästhesieren das Tier mit einem Gemisch von Ketamin-Hydrochlorid (100 mg / kg) und Xylazin (7 mg / kg) über eine intramuskuläre Injektion. Schauen Sie sich die Tiefe der Anästhesie durch Pfote Kneifen. Aufrechterhaltung der Körpertemperatur bei 37,5 ± 0,5 ° C über ein Heizkissen unterder Körper des Tieres.
    4. Legen Sie das Tier in einem stereotaktischen Rahmen ein Ohr bar und Mund Halter verwenden.
    5. Sauber und die Operationsstelle mit 70% Alkohol und Povidon-Jodlösung zu desinfizieren. Infiltrieren 2% Lidocainhydrochlorid unter der Kopfhaut in der beabsichtigten Schädel Inzisionsbereich die intraoperative Schmerzen zu reduzieren.
    6. Bewerben Tierarzt Augensalbe Trocknen der Augen zu vermeiden. Legen Sie ein steriles Tuch über das Tier zu den operativen Standorten. Pflegen Sie alle Verfahren unter sterilen Bedingungen.
    7. Führen Sie eine Mittellinie Schädel Schnitt von 2 cm mit einem Skalpell und die Haut auf bilateraler Ebene mit Draht Retraktoren zurückzuziehen. Trocknen Sie den Schädel mit Wattestäbchen und 30% Wasserstoffperoxid.
    8. Machen Sie ein Loch mit einem Handstück Bohrer über den forelimb Bereich der motorischen Kortex (AP: +2,5 von Bregma, ML: ± 2,5 von der Mittellinie) und löschen Sie den Darm-Trakt mit Mikro-currette für Virus-Injektion.
    9. Auftauen AAV-GFP (2 x 10 12 Virus Moleküle / ml) auf Eis und Last 1 ul derVirus in einem 10 & mgr; l-Spritze. Legen Sie die Spritze auf den stereotaktischen Rahmen.
    10. Bewegen Sie die Nadel in die vorgefertigten Loch und senken Sie die Nadel 1 mm tief in die Dura.
    11. Spritzen Sie das Virus langsam (0,1 & mgr; l / min) unter Verwendung eines hochpräzisen Mikropumpe und lassen Sie die Nadel an Ort und Stelle für weitere 10 min das Virus zu erlauben, zu diffundieren.
    12. Nachdem die Operationsstelle mit Kochsalzlösung Bewässerung Reinigung, sichern Sie die Wunde mit 3-0 Nylonnaht; lassen Sie die Ratte aus der stereotaktischen Rahmen und überträgt es auf eine Erholung Kammer. Verabreichen Ketoprofen (2 mg / kg) über eine intramuskuläre Injektion zur postoperativen Schmerzkontrolle.
    13. Pflegen Sie die Körpertemperatur (37 ° C) mit Heizkissen und verwalten zweiten Generation Cephemen-Klasse Antibiotika (0,1%, 1 ml) über eine intramuskuläre Injektion und 2% Lidocainhydrochlorid als subkutane Injektion nach Bedarf. Verwenden Sie kein Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein wiedererlangt hat aufrechtzuerhaltenBrustlage. Einfamilienhaus das Tier bis zur vollständigen Genesung.
    14. Nach 2 - 3 wöchigen Erholungs, betäuben tief die Ratte mit einer Überdosis von Ketamin-Hydrochlorid (300 mg / kg) über eine intramuskuläre Injektion in der Haube. Bestätigen Sie den Tod des Tieres durch einen Mangel an toe Kneifen Antwort, Puls und Atmung. Legen Sie die Ratte Rücken in der Haube.
    15. Öffnen Sie die Bauchhöhle über ein 'Y'-förmigen Einschnitt die Brusthöhle zu öffnen. Fest klemmen den rechten Vorhof des Rattenherzens zur Blutdrainage der absteigenden Aorta mit einem Hämostatikum und Bruch. Initiieren Perfusion in den linken Ventrikel des Herzens mit kalter 1% Paraformaldehyd für 5 min (10 ml / min), gefolgt von 4% Paraformaldehyd für 30 min (10 ml / min).
    16. Entfernen Sie die Ratte Kopf von Karkasse, die eine Schere. Machen Sie einen Mittelschnitt vom Hals bis zur Nase und entfernen Sie die Nackenmuskulatur mit Schere oder Zange, so dass Schädel ausgesetzt ist. sezieren Sie vorsichtig die Schädelknochen und Duras aus dem Gehirn heraus.
    17. Extrahieren Sie das Gehirn und legen Sie das Rattengehirn in einem 50 ml konischen Röhrchen mit 4% Paraformaldehyd gefüllt über Nacht. Am nächsten Tag, waschen das Gehirn mit 1x PBS 3 mal und legen Sie sie in einer 30% igen Saccharoselösung.
    18. Nachdem sich das Gehirn an der Unterseite der 30% Saccharose-Lösung vollständig sinkt, legen Sie das Gehirn in der cryomold mit OCT-Verbindung bei -20 ° C in Kryotom. Scheibe das Gehirn in koronalen Ebene bei einer Dicke von 40 um und einem Intervall von 200 & mgr; m.
    19. Führen GFP Immunhistochemie - Färbung mit dem Schiebeverfahren 14. Anwenden primärem Antikörper (1: 200 Anti-Green Fluorescent Protein, Kaninchen-IgG-Fraktion) zu Hirnschnitten über Nacht bei 4 ° C. Am 2. Tag, wasche mit 1% Phosphat - gepufferte Salzlösung mit Tween-20 (PBST) Lösung 3 mal sowie die Anwendung des sekundären Antikörpers (1: 500 von Ziegen - Anti-Kaninchen - IgG (H + L)) für 1 Stunde. Spülen Sie die Folie mit 1% PBST 3 mal. Legen Sie das Deckglas auf das Gehirn in Scheiben schneiden.
    20. Verwendung eines Fluoreszenzmikroskops (Anregungswellenlänge470 nm, Emissionswellenlänge 525 nm, Vergrößerung 5fach), beachten Sie bitte die AAV-GFP transduziert Axone in der inneren Kapsel. Vergleichen Sie die Standorte der transduzierten Axone mit dem Rat Brain Atlas 15 die stereotaktischen Koordinaten der transduzierten Axone zu bestimmen
  2. Pre-Läsion Einstellung der Lichtintensität Geeignet für Capsular Infarkt Modellierung
    1. Aufbau der optischen Neural - Schnittstelle
      1. Schneiden Sie eine passende Länge (4 cm) einer 27-Gauge-Spinalnadel mit einem Stilett mit einer Schneidbohrer innen mit.
        HINWEIS: Das Schneiden kann das Rückennadelspitze zu komprimieren und zu vernichten; das Stilett zu entfernen und die spinale Nadelspitze polieren das zerkleinerte Teil der Spinalnadel und Aufrechterhaltung der inneren Kaliber der Spinalnadel zu entfernen.
      2. Streifen eine geeignete Länge (10 cm) des Mantels der optischen Faser (125 & mgr; m mit einem 62,5 & mgr; m-Kern) von einer Seite Rangierkabel.
      3. Legen Sie die unjacked optische fiber in das Metallrohr (Außendurchmesser: 3,8 mm, Innendurchmesser: 3,3 mm und Länge: 17 mm), die dann um die Faser festgeklemmt wird. Das Metallrohr ist hilfreich, um den Raum zwischen der optischen Faser und der Nabe der Spinalnadel zu füllen. Klemmen Sie den unteren 1/2 des Metallrohres mit einem Presser zweimal.
      4. Tragen Sie die wärmehärtbare Epoxy auf der optischen Faser und legen Sie die optische Faser in die Spinalnadel. Tragen Sie eine zusätzliche Epoxy auf den leeren Raum in der Nabe. Härten des Epoxy 20 min bei 100 ° C für eine stabile Fixierung.
      5. Spalten die optische Faser, die aus der Spinalkanüle ragt und zu polieren, die optische Faser an der Spitze der Spinalnadel mit Diamant Läppen (Polieren) Blätter.
      6. Schließen Sie den FC / PC-Stecker Teil der Patchkabel an den Koppler von grünen Laser-System und messen die Lichtstärke von der Spitze der optischen Faser unter Verwendung von digitalen optischen Leistung und Energiezähler.

2. PhotothromBotic Infarkt Läsion in der inneren Kapsel

  1. Sterilisieren alle chirurgischen Werkzeugen und Elektroden einen entsprechenden Sterilisator (Dampf oder Plasma-Sterilisator) verwendet wird. Verwenden Sie Dampf-Sterilisator bei 121 ° C als Einstellung von 30 Minuten für die Sterilisation und 30 min für trocken.
  2. Anästhesieren das Tier (~ 400 g, 11-13 Wochen) mit einem Gemisch von Ketamin-Hydrochlorid (100 mg / kg) und Xylazin (7 mg / kg) über eine intramuskuläre Injektion. Schauen Sie sich die Tiefe der Anästhesie durch Pfote Kneifen. Aufrechterhaltung der Körpertemperatur bei 37,5 ± 0,5 ° C über ein Heizkissen unter dem Körper des Tieres.
  3. Legen Sie das Tier in einem stereotaktischen Rahmen ein Ohr bar und Mund Halter verwenden.
  4. Sauber und die Operationsstelle mit 70% Alkohol und Povidon-Jodlösung zu desinfizieren. Infiltrieren 2% Lidocainhydrochlorid unter der Kopfhaut in der beabsichtigten Schädel Inzisionsbereich die intraoperative Schmerzen zu reduzieren. Bewerben Tierarzt Augensalbe Trocknen der Augen zu vermeiden.
  5. Tragen Sie einen sterilen Tuch über die einimal und setzen die operativen Standorten. Pflegen Sie alle Verfahren unter sterilen Bedingungen.
  6. Führen Sie eine Mittellinie Schädel Schnitt von 2 cm und einfahren, die Haut auf bilateraler Ebene mit Draht Retraktoren. Trocknen Sie den Schädel mit Wattestäbchen und Wasserstoffperoxid.
  7. Stellen Sie die Höhe der Nase Klammer, bis die Bregma und Lambda auf der gleichen Ebene ausgerichtet sind. CRITICAL STEP: Diese Ausrichtung ist wichtig zur korrekten eine tiefere Struktur nähern, beispielsweise in einen Infarkt Läsion in der inneren Kapsel in dem Hauptversuch durchgeführt wird.
  8. Machen Sie ein Loch (Durchmesser: 2 mm; AP: -2.04 von Bregma; ML: ± 3,0 von der Mittellinie) unter Verwendung eines Bohrers photothrombosis zu induzieren.
  9. Polnisch und reinigen Sie die optische Faserspitze der optischen Schnittstelle. Befestigen Sie die ONI zum Stereotaxierahmen ohne sich zu verbiegen. Überprüfen Sie die Spitze des ONI und wischen sie sich deutlich vor und nach dem Einsetzen der optischen Schnittstelle.
  10. Messung der Laserintensität von der Spitze der optischen Faser vor dem Einsetzen des optical-Schnittstelle an die Zielstelle des Rattenhirns. Stellen Sie die Laserintensität auf 3,5 mW, wie durch Vorchirurgischer Schritte bestätigt, an der Spitze der optischen Faser.
  11. Legen Sie die ONI in den Zielbereich der inneren Kapsel (-7,8 mm von Vorchirurgischer Schritt bestätigt) durch das Bohrloch.
  12. Pflegen Sie die Körpertemperatur bei 37,5 ± 0,5 ° C während photothrombosis. Eine niedrigere Körpertemperatur kann nicht das erwartete Ausmaß des Infarkts produzieren. Injizieren Rose Bengal (2 ml / kg) durch die Schwanzvene.
  13. Schalten Sie den 532 nm grünen Laser für 90 sec 1 min nach der Rose Bengal-Injektion. Nach der Bestrahlung, entfernen Sie die ONI aus dem Gehirn. Nach der Operationsstelle Reinigung, sichern die Wunde, die Wunde mit 3-0 Nylonnaht sichern; lassen Sie die Ratte aus der stereotaktischen Rahmen und überträgt es auf eine Erholung Kammer.
  14. Für scheinoperierten Gruppe (SOG), eine identische Läsion Fassungsverfahren, mit Ausnahme der Injektion von Kochsalzlösung (0,2 ml / 100 g) anstelle von Rose-Bengal auszuführen.
  15. Pflegen Sie die Körpertemperatur (37 ° C) mit Heizkissen nach der Operation und verabreichen Antibiotika (zweite Generation Cephalosporin, 0,1%, 1 ml) über eine intramuskuläre Injektion. Nicht das Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedergewonnen hat. Nicht postchirurgische Tiere in den Käfig von anderen Tieren besetzt, bis sie vollständig erholt.
    HINWEIS: Preliminary Experiment wurde in den gleichen Verfahren durchgeführt, um die optimale Lichtintensität von 1 mW bis 5 mW, und das Verfahren zu finden, kann erforderlich sein, um die zufriedenstellenden Ausmaß der Läsion in unterschiedlichen Zustand zu erwerben.

3. Bewertung der Capsular Infarkt Läsion

  1. Verhaltenstest und Tiergruppierung
    1. Führen einzelne Pellet Erreichen Aufgaben wie Whishaw et al. 14 beschrieben , die motorisches Defizit des forelimb täglich für 1 Woche nach dem Schlaganfall Modellierung zu bewerten. Führen Sie eine einzelne Pellet Erreichen Aufgabe(SPRT) in Lebensmitteln beschränkt Tiere (90% der Kontrolle des Körpergewichts) mit klarem Plexiglas (30 x 15 x 35 cm Höhe) mit einem 1 cm breiten Schlitz und einem Nahrungsmittelregal in der Vorderseite der Mitte der Vorderwand.
    2. Legen Sie ein Pellet auf das Essen Regal schräg kontralateral zur bevorzugten forelimb. Verwalten 20 Pellets pro Sitzung für 3 Wochen.
      HINWEIS: Eine erfolgreiche Reihe von SPRTs wird als Reichweite definiert, in dem das Tier eine Futterpellet ergreift und legt sie in den Mund, ohne sie fallen zu lassen.
    3. Berechnen der Partitur als Prozentsatz der erfolgreich erreicht, die durch die folgende Formel definiert ist:
      figure-protocol-1
      HINWEIS: Wir teilen Tiere in 3 Gruppen: Die scheinoperierten Gruppe (SOG), moderate Erholung Gruppe (MRG) und eine schlechte Erholung Gruppe (PRG). Wenn ein nach Schlaganfall SPRT-Score> 50%, klassifizieren wir die Ratten als MRG, die das Vorliegen einer erheblichen Verletzung anzeigt, nicht aber eine vollständige Zerstörung der target. Wenn der nach Schlaganfall SPRT-Score <50% im Vergleich zum Vorhub SPRT-Score, klassifizieren wir die Gruppe als PRG, die im Ziel komplette Läsion anzeigt.
  2. Neurohistologische Bestätigung der Infarkt Läsion
    1. Führen kardialen Perfusion mit 4% Paraformaldehyd wie zuvor beschrieben. Nachdem sich das Gehirn in den 30% igen Zuckerlösung vollständig sinkt, bei einer Dicke von 10 um und einem Intervall von 200 & mgr; m koronale Schnitte auszuführen 4 ein Mikrotom oder Kryotom verwenden.
    2. Stain mit H & E, Nissl, Luxol schnell blau-PAS, Neurofilament Protein-L oder Säure gliafibrilläres Proteinfärbung und beachten Sie die histologischen Befunde, die optimale Lichtintensität zu bestimmen, die die gesamte Breite der inneren Kapsel im Zielbereich Färbung zu beobachten abdecken kann 4,17.
    3. Mit ImageJ Software, messen die Lautstärke des photothrombotic Infarktbereich der inneren Kapsel auf die Gehirn gleitet.
      1. Um das Volumen der Infarktbereich messen, starten Sie die 'ImageJ' Software. Zum Öffnen der Dateien gestapelt werden, wählen Sie "Image to Stacks '(' Bild '→' Stacks '→' Image to Stacks '). Bearbeiten Dateinamen und wählen Sie "Stellen Sie den Maßstab" ( "Analysieren" → "Stellen Sie den Maßstab ') Skala zu bearbeiten.
      2. In 'Plugins', wählen Sie 'messen Stacks' Volumen oder Bereich der Bilder zu berechnen. Legen Sie die Distanzintervall von 2 Bildern in 'Slice-Abstand ". Machen Sie eine Zeichnung des ROI (Region of Interest) aller Bilder und klicken Sie auf "Messen".
        HINWEIS: Die Software 'ImageJ' berechnet automatisch die Fläche und das Volumen jedes Bildes und Gesamtvolumen von ihnen.

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Ergebnisse

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Die hier vorgestellte Methode soll eine umschriebene Kapsel Infarkt mit einem anhaltenden Motor-Defizit zu schaffen. Daher ist es wichtig, richtig das Ziel innerhalb der inneren Kapsel in der vor der Operation Schritt bestimmen. Die somatotopen Kartierung der pyramidalen Fasern in der inneren Kapsel ist bisher nicht geklärt ist. Um richtig das Ziel innerhalb der inneren Kapsel zu identifizieren, muss der forelimb Bereich abgegrenzt werden. Eine Injektion von AAV-GFP in die forelimb Berei...

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Diskussion

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Das Modell Kapsel Infarkt präsentiert hier zeigt eine gezielte Läsion mit deutlichen und anhaltenden motorischen Beeinträchtigung in forelimb Funktion. Frühere Modelle von subcortical Kapsel Schlaganfall haben einen unzureichenden Grad an motorischen Beeinträchtigung und eine schnelle Recovery - Prozess 6,8,9 demonstriert. In diesem Sinne ähnelt dieses Modell die klinischen Kapselinfarktfälle, die langfristige Funktionsbeeinträchtigung aufweisen.

Die kritischsten Schritte in der E...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

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Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss aus dem Institut für Medizinische Systemtechnik (IMSE) & GIST-Caltech Collaborative Fonds (K04592) von GIST und von der Basic Science Research Program durch NRF Korea durch das Ministerium für Wissenschaft, IKT und zukünftige Planung finanziert unterstützt (NRF-2013R1A2A2A01067890).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
DC-TemperaturreglerWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC.
Digitale Stereotaktische InstrumenteSTOELTING CO.51900
Elektrischer StimulatorCyberMedic Corp.EMGFES 2000
EpoxidharzPrecision Fiber Products, INC.PFP-353ND1Mischungsverhältnis:
10 (A) : 1 (B-Härter) nach Gewicht & nbsp;
Aushärtungsplan:
1 min @150 ° C
2 ~ 5 min @120 ° C
5 ~ 10 min @100 ° C
15 ~ 30 min @80 ° C
Faseroptischer Schreiber THORLABS, INCS90R
Glasfaser PatchkabelKOREA OPTRON Corp.Außendurchmesser: 3 mm
& Oslash; 200 & Mikro; m
0,39 NA
FC/PC-FC/PC
1 m
Laser-StromversorgungCHANGCHUN NEW INDUSTRIES OPTOELECTRONICS TECH. CO., LTD.MGL-FN-532nm-200mW-14010196
Crimpring VERIFIZIERTER LIEFERANT - DAWOOTECH CO.,LTD.Länge: 19 mm
Innendurchmesser: 3 mm
Außendurchmesser: 3,8 mm
Material: SUS
Micro4-micro SpritzenpumpensteuerungWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC95100
Optisches LeistungsmessgerätTHOLABS, INCPM100D
Diamant-LäppblechTHORLABS, INCLF3DKörnung : 3 & Mikro; m
Diamantläppen (Polieren) BlechTHORLABS, INCLF6DKörnung : 6 & Mikro; m
Rose, BengalenSIGMA-ALDRICH CO., LLC.330000
Nadel für die Spinalanästhesie mit Bleistiftspitze (Spinalnadel)B.BRAUN MELSUNGEN AG 4502027Größe: 27 g
Länge: 88 mm
Nadel: 0,40 mm
Wasserfestes Schleifpapier DEERFOS CO.,LTDCC261Körnung : 1.000 &Mikro; m
Nanofil 10  &Mikro; l SpritzeWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INCNANOFIL Nanofil
33  G BVLD-NadelWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INCNF33BV-2
AAV-GFP-VirusUNC Vector CoreAAV2-CamKIIa-eYFP2 x 1012 Virusmoleküle/ml
Anti-Grün fluoreszierendes Protein, Kaninchen-IgG-FraktionLife Technologies, INCA11122primärer Antikörper (1:200)
Ziege Anti-Kaninchen-IgG (H + L)Life Technologies, INCA11034sekundär Antikörper (1:500)
CeftezoleGUJU Pharma CO.,LTD.A278027410,1%, 1 ml
Lidocainhydrochlorid InjektionJEIL PHARMACEUTICAL CO.,LTD.A049002712%, 1 ml
Handstück BohrerSeshin
Digitales optisches Leistungs- und EnergiemessgerätTHORLABS, INCPM100D
KetoprofenUNIBIOTech
ATC1000,

Referenzen

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