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Methodenartikel

Verwaltung und Nachweis von Protein-Kennzeichen auf Arthropoden für Dispersal Forschung

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DOI:

10.3791/53693

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28. Januar 2016

 , 
1USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Proteine werden oft verwendet, um Arthropoden für die Ausbreitungsforschung zu markieren. Es werden Methoden zur Verabreichung von internen und externen Proteinmarkierungen an Arthropoden vorgestellt. Techniken zum Nachweis von Proteinmarkierungen, entweder durch indirekte oder Sandwich-Enzyme-linked Immunosorbent Assays (ELISAs), werden ebenfalls veranschaulicht.

Zusammenfassung

Überwachung Arthropoden Bewegung ist oft erforderlich, um damit verbundenen Bevölkerungsdynamik, Verbreitungsmuster, Wirtspflanze Vorlieben, und andere ökologische Wechselwirkungen besser zu verstehen. Arthropoden sind in der Regel in der Natur durch Markieren sie mit einer einzigartigen Signatur verfolgt und dann neu zu sammeln sie über Zeit und Raum, um ihre Ausbreitung Fähigkeiten zu bestimmen. Neben der tatsächlichen physikalischen Tags, wie farbige Staub oder Farbe wurden verschiedene Arten von Proteinen sehr wirksam für die Kennzeichnung von Arthropoden für ökologische Forschung bewährt. Proteine ​​können intern und / oder extern verabreicht werden. Die Proteine ​​können dann wieder eingefangen Arthropoden mit einem Protein-spezifischen Enzym-linked Immunosorbent Assay (ELISA) nachgewiesen werden. Hier beschreiben wir Protokolle für außen und innen Tagging Arthropoden mit Protein. Zwei einfache experimentellen Beispiele werden gezeigt: (1), um ein Insekt durch die Bereitstellung eines Protein-angereicherte Ernährung und (2) eine externe Protein Zeichen topisch a eingeführt eine interne Proteinzeichenum ein Insekt mit einem medizinischen Vernebler ngewandte. Wir beziehen dann eine Schritt-für-Schritt-Anleitung des Sandwich und indirekt verwendet werden, um Proteinmarkierungen auf den Insekten erkennen ELISA-Verfahren. In dieser Demonstration werden verschiedene Aspekte der Akquisition und den Nachweis von Protein-Marker auf Arthropoden für Mark-Release-Wiederfang, Mark-Capture-und Selbst-Mark-Capture-Arten der Forschung diskutiert, zusammen mit den verschiedenen Möglichkeiten, die immunomarking Verfahren wurde angepasst ist, eine Vielzahl von Forschungszielen entsprechen.

Einleitung

Verfolgen der Bewegung von tierischen Schädlingen, natürliche Feinde (Parasitoide und Raubtiere) und Bestäuber in der Natur ist für ein besseres Verständnis, wie man wesentliche Ökosystemdienstleistungen zu verbessern. Die Schlüsselkomponente für die meisten Arten von Ausbreitungs Forschung ist eine zuverlässige Methode, um die Arthropoden (en) von Interesse zu markieren. Eine Vielzahl von Materialien (zB Lacke, Farben, farbig Stäube, Tags, seltenen Elementen, Proteine) verwendet worden, um Arthropoden markieren, ihre Populationsdynamik, Ausbreitung Fähigkeiten zu beurteilen, Fütterung Verhalten und anderen ökologischen Interaktionen 1,2.

Die Zweckmäßigkeit einer Markierung für eine gegebene Ausbreitungs Forschung verwendet werden abhängig von der Art der Untersuchung, die durchgeführt werden. Es gibt drei große Kategorisierungen für die Kennzeichnung von Arthropoden: (1) Mark-Release-Wiederfang (MRR), (2) Mark-Erfassung, und (3) Eigenmarke-Capture. Für Mark-Release-Rückeroberung der Forschung, der Ermittler kennzeichnet typischerweise die Arthropoden kollektiv in der Laboratory und gibt sie an einer zentralen Stelle im Feld. Die Arthropoden werden dann auf verschiedenen räumlichen und zeitlichen Abständen unter Verwendung verschiedener Erfassungsgeräte (zB Sweep net, Vakuum, klebrigen Falle) 3,4,5 zurückerobert. Die zurückerobert Proben werden dann untersucht, für die spezifische Markierung von nativen Personen veröffentlicht zu unterscheiden. Für Mark-Capture-Forschung, gilt der Untersucher in der Regel die Markierung direkt im Feld mit Spritzgeräten (zB Rückenspritze, boom und Düsenspritze). Die besten Marker für die Mark-Capture-Forschung sind kostengünstig und einfach an den Arthropoden Lebensraum aufgebracht. Für Eigenmarke-Capture-Forschung, gilt der Untersucher in der Regel Noten zu einem Arthropoden Köder 6,7 oder Nesteingang 8. Im Gegenzug, die Arthropoden kennzeichnet sich intern durch verschlingt die markierte Köder oder extern durch "Bürsten" gegen die Marke, wie es das Nest verlässt.

Wie oben erwähnt, sind viele Arten von Markierungen uns gewesened, um eine Vielzahl von Arthropoden-Arten zu taggen. Aber nur sehr wenige sind nützlich für alle drei dieser Zerstreuung Forschungskategorien. Die Entwicklung des Proteins immunomarking Verfahren war ein großer Durchbruch zur Markierung Insekten. Immunomarking stellt ein Protein Etikett auf Arthropoden entweder intern oder extern, was wiederum, wird von einem Anti-Protein-spezifischen Enzym-linked Immunosorbent Assay (ELISA) nachgewiesen. Die erste derartige Protein-Marker verwendet wurden Kaninchen-Immunglobulin (IgG) und Huhn IgG / IgY 9,10. Sie erwiesen sich als sehr wirksam Markierungen für MRR und Selbst-Mark-Capture-Forschung (siehe Diskussion) sein. Leider sind die IgG / IgY Proteine ​​kostspielig und daher nicht praktisch für die Mark-Capture-Forschung und die meisten Arten von Eigenmarke-Capture-Forschung. Anschließend wurden der zweiten Generation Proteinnachweis ELISAs für Proteine ​​in Hühner Eiweiß (Albumin), Kuhmilch (Casein) und Soja-Milch (Trypsin-Inhibitor-Protein) enthalten entwickelt. Jeder Test ist sehr empfindlich, spezifisch und am meistenwichtiger ist, verwendet Proteinen, die viel weniger teuer als die IgG / IgY-Proteine ​​sind 11. Diese Proteine ​​wurden effektiv für MRR, Mark-Capture-und Selbst-Mark-Capture-Forschung (siehe Diskussion) bewährt.

In diesem Artikel beschreiben wir, und zeigen, wie die Proteinmarkierung Labor Retention Studien durchzuführen. Solche Studien sind die erste Phase der Forschung für jede Art von Feldausbreitung Studie erforderlich. Genauer gesagt, ist es entscheidend, dass die Ermittler wissen, wie lange die Marke wird über die gezielten Arthropodenarten vor dem Einschiffen auf Feldausbreitungsstudien beibehalten werden. Hier beschreiben wir, und zeigen, wie man nach innen und außen zu markieren Insekten für MRR, Mark-Capture-und Selbst-Mark-Aufnahmeart Feldstudien. Wir haben uns dann zeigen, wie man die Anwesenheit der Markierungen mit indirekter und Sandwich ELISAs zu erkennen.

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Protokoll

1. Interne Mark, Retention und Nachweisverfahren

  1. Interner Markierungsverfahren
    1. Sammeln von Insekten von Interesse (n ≈ 100 Personen) von einer Laborkolonie auf einer künstlichen Ernährung oder aus dem Bereich aufgezogen und teilen sich in zwei saubere Aufzuchtbehältern.
    2. Legen Sie einen regelmäßigen 20 ml Diät-Paket (nicht markierten negativen Kontrollbehandlung) in einem der Behälter. Ergänzen eine zweite 20 ml künstliche Ernährung Paket mit 1,0 ml einer 1,0 mg / ml Huhn IgG / IgY Lösung, mischen Sie gründlich, und legen Sie sie in den anderen Behälter.
      Hinweis: Wenn das Insekt von Interesse nicht über eine künstliche Ernährung kann die Markierung auf oder in irgendeiner Diät sind sie in der Regel auf (zB, grüne Bohnen, Motteneier, Wasser, Zucker, Honig) anhalt platziert werden.
    3. Lassen Sie die Insekten, um ihre Fraßaktivität 24 Stunden lang fortgesetzt.
  2. Interne Zeichen Retentionsverfahren
    1. Entfernen Sie die Diät-Pakete von jedem Behälter und liefern die Insekten with weiteren Nahrungsquelle, um sie über die Dauer des Experiments (zB grünen Bohnen) stützen.
    2. Sammeln eine Kohorte (n = 20) von Insekten täglich (oder in jedem gewünschten Zeitintervall) von jeder Behandlung und gefrier sofort bei -20 ° C.
  3. Sandwich-ELISA-Verfahren
    1. Zugabe von 50 & mgr; l von Kaninchen-Anti-Huhn-IgY primären Antikörper, verdünnt 1: 500 in Tris-gepufferter Salzlösung (TBS) in jede Vertiefung einer sauberen ELISA Mikrotiterplatten und Inkubieren für mindestens 1 h bei RT (Anmerkung: Die Mikrotiterplatten können inkubiert werden O / N bei 4 ° C).
    2. Entsorgen Sie die Antikörper von der Platte und blockieren jede Vertiefung mit 300 ul einer 1,0% fettfreie Trockenmilch-Lösung für 30 min.
    3. Während des Wartens auf den vorherigen Inkubationsschritte, legen froren Insekten einzeln in 1,6 ml Mikrozentrifugenröhrchen mit 1,0 ml TBS.
    4. Mahlen jedes Insekt mit einem sauberen Stößel, bis sie gründlich homogenisiert und fügen Sie eine 100 ul jeder Probe auf eine individuelle Vertiefung der ELISAPlatte. Man lässt die Proben bei Raumtemperatur für 1 h inkubiert.
    5. 100 l negativ (nur TBS) und positive (Eiweiß in TBS) Kontrollen in die Vertiefungen in der ersten Spalte jeder ELISA-Platte. Fügen Sie außerdem 100 ul negativen Insekten Kontrollen (nicht markierten Insekten) an die 8 Vertiefungen in der letzten Spalte jeder Platte (Abbildung 1). Lassen Sie die Kontrollproben bei RT für 1 h inkubiert. Beachten Sie, dass die Vorlage in der 1 vorgesehen ist die Vorlage, die wir für unsere standardisierten Tests. Die Plazierung der Proben in den Wells ist im Ermessen des Forschers.
    6. Waschen Sie jede Vertiefung dreimal mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) -tween und fügen Sie dann 50 ul Kaninchen-anti-Huhn IgG / IgY konjugiert mit Meerrettich-Peroxidase, 1: 10.000 in 1% Milchlösung und Inkubation für 1 h bei RT.
    7. Dreimal mit PBS-Tween waschen jede Vertiefung geben und fügen Sie 50 ul Tetramethylbenzidin (TMB) Substrat in jede Vertiefung.
    8. Nach 10 Minuten, lesen Sie die Vertiefungenmit einem Mikroplatten-Spektralphotometer bei einer Wellenlänge von 650 nm eingestellt.

figure-protocol-1
Abbildung 1 eine schematische Darstellung der standardisierten auch Bezeichnungen für ein typisches 96 verwendet ELISA Mikroplatten. Jede Platte enthält 7 Brunnen Tris-gepufferte Kochsalzlösung negative Kontrollen gewidmet (TBS), ein gut zu einer positiven Proteinsteuerung (Pos Ctrl) gewidmet, 80 Einzelbecken zur erobert Insekten (Probe 1 ... 80) und 8 Vertiefungen, um nicht markierte (negativ) Insekten Kontrollen gewidmet (Neg Ctrl 1 ... 8). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

2. Externe Mark, Retention und Nachweisverfahren

  1. Äußere Kennzeichnung Verfahren
    1. Sammeln von Insekten von Interesse (n ≈ 100Einzelpersonen) aus einem Labor-Kolonie oder vom Feld und Ort in zwei 1,0 l Kunststoffbehälter mit einem Loch mit einem Durchmesser von 2,5 cm ausgestanzt aus der Seite eines jeden Containers.
    2. Sprühen die Insekten in den ersten Behälter mit 1,0 ml dH 2 O (negative Kontrollbehandlung) unter Verwendung einer medizinischen Zerstäuber. Sprühen die Insekten in den zweiten Behälter mit 1,0 ml einer 5,0% igen Lösung von Hühnereiweiß Verwendung eines medizinischen Zerstäuber.
    3. Befestigen Sie den Schlauch des Verneblers zu einem Standard-Labor Luftauslass und dann die Öffnung des Zerstäubers in die 2,5 cm Loch des Behälters einzufügen. Schalten Sie dann den Luftaustritt nach und nach, bis der Vernebler erzeugt einen Dampf.
    4. Weiter Spritzen (Kennzeichnung), bis das Eiweiß-Lösung abgegeben worden ist (ca. 2-5 min).
    5. Entfernen Sie den Vernebler und legen Sie einen Korken in das Loch des Kunststoffbehälters. Lassen Sie die Insekten bei RT stehen, bis die Lösung vollständig getrocknet ist.
  2. Externe Marke Retentionsverfahren
    1. Platzieren Sie jede Behandlung der trockenen Insekten in einem separaten sauberen Aufzuchtbehälter, um weitere Exposition zur Marke zu vermeiden.
    2. Nahrung und Wasser hinzufügen, um die saubere Behälter, um die Insekten über die Dauer der Studie erhalten.
    3. Sammeln Sie eine Kohorte (n = 20) von Insekten aus jeder Behandlungs täglich und frieren sofort bei -20 ° C.
  3. Indirekte ELISA-Verfahren
    1. Legen Sie die gefrorenen Insekten einzeln in 1,6 ml Mikrozentrifugenröhrchen und fügen Sie 1,0 ml TBS.
    2. Weichen Sie die Proben für 1 Stunde auf einem Orbitalschüttler Satz bei 120 UpM.
    3. Fügen Sie negative und positive Kontrollen, wie in Schritt 1.3.5 beschrieben.
    4. Nach dem Einweichen, Pipette 100 ul Aliquot von jeder Probe in eine der mit 80 bezeichnet Probenvertiefungen auf einem neuen 96-Napf-ELISA-Platte, wie in Figur 1 gezeigt lässt die Proben für 1 Stunde bei RT inkubiert. (Anmerkung: Die Mikroplatten kann auch inkubiert O / N bei 4 ° C).
    5. Dreimal mit Waschen Sie die VertiefungenPBS-Tween gewaschen und dann werden 300 ul phosphatgepufferter Kochsalzlösung, die 1% Rinderserumalbumin (PBS-BSA) in jede Vertiefung.
    6. Nach 30 min bei RT waschen zweimal mit PBS-Tween.
    7. In 50 ul Kaninchen-Anti-Eieralbumin primäre Antikörper verdünnt 1: 8000 in PBS-BSA-Silwet (0,05%) in jede Vertiefung und Inkubation für 1 h bei RT.
    8. Dreimal mit PBS-Tween waschen jeder Vertiefung gegeben und dann werden 50 & mgr; l Ziege-Anti-Kaninchen-IgG, das mit Meerrettichperoxidase konjugiert ist, verdünnt 1: 1 h bei RT 2.000 in PBS-BSA-Silwet (0,05%).
    9. Dreimal mit PBS-Tween waschen jede Vertiefung geben und fügen Sie 50 ul TMB Substrat in jede Vertiefung.
    10. Nach 10 Minuten, lesen Sie die Vertiefungen mit einem Mikroplatten-Spektrophotometer bei einer Wellenlänge von 650 nm eingestellt.

3. Datenanalyse

  1. Berechnen Sie die mittlere Absorptionswert der 8 negative Kontrolle Insekten auf jeden ELISA-Platte und dann die Berechnung der Standardabweichung auf Basis der gepoolten negativen Kontrollen herm all den ELISA-Platten einer gegebenen Studie 12.
  2. In sechs Mal die gepoolte Standardabweichung zu dem für jeden ELISA-Platte, um einen ELISA positiven Schwellenwert zu erhalten, erhalten Mittelwert. Jede Insekten Probe ergab einen Absorptionswert gleich oder größer als dieser Wert wird als positiv für die Gegenwart des Proteins Zeichen sein.

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Ergebnisse

Interne Kennzeichnung:

Die Ergebnisse der internen Zeichen Retentionstest sind in 2A gezeigt. Die berechnete ELISA kritischen Schwellenwert war 0,054. Insgesamt (alle vier Probendaten kombiniert), die ohne Protein behandelten Insekten ergab konstant niedrig ELISA-Werte (x = 0,038 ± 0,002, n = 80). Umgekehrt werden alle Insekten gefüttert das Protein angereicherte Ernährung lieferte ko...

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Diskussion

Die Arthropoden Protein immunomarking Verfahren wurde erstmals vor einem Jahrhundert 9 beschrieben, fast ein Viertel. Seitdem hat sich das Verfahren so angepasst, dass die Verbreitungsmuster von einer Vielzahl von Arthropoden mit intern und extern verabreicht IgG / IgYs studieren. Diese Proteine ​​wurden standhaft Marker für die große Vielzahl von bisher getesteten Insektenarten erwiesen. Wie oben erwähnt, ist die Haupteinschränkung für die Verwendung von IgG / IgYs ist jedoch, dass sie sehr teuer sind. Folgl...

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Offenlegungen

Die Erwähnung von Handelsnamen oder Handelsprodukte in dieser Publikation ist ausschließlich für den Zweck der Bereitstellung von spezifischen Informationen und stellen keine Empfehlung oder Billigung durch das US Department of Agriculture. USDA ist eine Chancengleichheit Anbieter und Arbeitgeber.

Danksagungen

Die Finanzierung wurde von USDA CRIS 5347-22620-021-00D Verfügung gestellt und zum Teil von der Landwirtschaft und Nahrungsmittelforschung Initiative Competitive Grants-Nr. 2011-67009-30141 vom USDA National Institute of Food and Agriculture. Wir sind dankbar für die technische Unterstützung der Johanna Nassif. Wir danken auch Paul Baker, David Horton, Diego Nieto und Frances Sivakoff für die Bereitstellung einiger der in 3 verwendeten Bilder.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Vorratsbehälter für Lebensmittel (für die Insektenaufzucht)Rubbermaid/TupperwareVerschiedene GrößenVerschiedene Hersteller & Verkäufer. Mesh-Gewebe wird in ein Fenster geklebt
Kleinvolumiger Vernebler (Micro Mist)Teleflex-Hudson RCI1881Erhältlich online und im Sanitätshausgeschäft. Andere Marken werden auch funktionieren.
Mikrozentrifugenröhrchen, 1,6 ml mit KappeContinental Lab Products4445.XJeder ähnliche Typ funktioniert. Wir bevorzugen Marken, die leicht zu öffnende Deckel haben.
Styropor-Aufbewahrungsbox für Mikrozentrifugenröhrchen (5x20 Gitter)RPI Corp.145746Dieses Design ist schön, weil es die Röhren nicht überfüllt
Dispenser, RepeaterEppendorf4982000322Alles Ähnliche hilft, die Ausgabe zu beschleunigen.
Stößel, Einweg-Taschentuchmühlen aus Kunststoff, 1,5 mlKimble Chase749521-1500Erhältlich bei verschiedenen Anbietern. Stößel können gereinigt und zur Wiederverwendung autoklaviert werden.
BD Falcon ELISA-Platten, 96-Well-Platten (flacher Boden)BD351172
Ovation-Pipette, manuell (20-200 & Mikro; l)VistaLab1057-0200 oder 1070-0200Jeder ähnliche Typ funktioniert. Dieses Modell ist ergonomisch.
Reservoire, steriles ReagenzVistaLab4054-1000Alles Ähnliche funktioniert.
Elektronische Pipette, 8-Kanal (50-1.200 & Mikro; l) (Biohit eLine)Sartorius730391Wenn Sie sich für ein elektronisches Modell entscheiden müssten, wäre diese Größe am nützlichsten.
Elektronische Pipette, 8-Kanal (10-300 & Mikro; l) (Biohit eLine)Sartorius730361Etwas Ähnliches wird funktionieren.
Verteiler, Multiwell-Unterlegscheibe (8 Positionen, gerade)Sigma-AldrichZ369802 Alles Ähnliche funktioniert auch für die manuelle Plattenreinigung.
Mikroplatten-Reader mit AbsorptionsdetektionMolecular DevicesSpectraMax 250Alles Ähnliche funktioniert.
Hühnerfleisch IgG/IgYVereinigte Staaten BiologischI1903-15RAuch aus anderen Quellen erhältlich
EiweißLebensmittelgeschäft" Alles Weiße", " Schneebesen", etc.Mischen Sie 5 ml mit 95 ml dH2O für 5%ige Lösung
Tris (Trizma Base)Sigma-AldrichT15032,42 g/L zur Herstellung von TBS
Natriumchlorid (NaCl)Sigma-AldrichS988829,22 g/L zur Herstellung von TBS und 8,0  g⁠/⁠ L für PBS
Natriumphosphat zweibasisch (Na2HPO4)Sigma-AldrichS08761,14 g/L für PBS
Kaliumphosphat monobasisch (KH2PO4)Sigma-AldrichP56550,2 g/L für PBS
Kaliumchlorid (KCl)Sigma-AldrichP95410,2 g/L für PBS
Tween 20, EIA-Qualität Sigma-AldrichP13790,5 ml pro l zu PBS hinzufügen, nachdem die Salze aufgelöst wurden.
PBS mit 1 % BSASigma-AldrichP3688Mix 1 Packung in 1 L dH2O
Anti-Chicken IgY (IgG) (ganzes Molekül) Antikörper, hergestellt in Kaninchen (1:500)Sigma-AldrichC6409Mix 100 & Mikro; l in 50 ml
TBS Trockenmilch, Pulver- oder Frischmilch (1%)LebensmittelgeschäftMischen Sie 10 g mit 1 L dH2O für 1% ige Lösung
Anti-Hühner-IgY (IgG) (ganzes Molekül)-Peroxidase-Antikörper, hergestellt im Kaninchen (1:10.000)Sigma-AldrichA9046Mix 100 & micro; l in 1 L 1 % Milch
Anti-Hühner-Ei-Albumin-Antikörper, hergestellt in Kaninchen (1:8.000)Sigma-AldrichC6534Verdünnt 125 & Mikro; l in 1 l PBS-BSA
Ziegen-Anti-Kaninchen-IgG-Peroxidase-Konjugat (1:2.000)Sigma-AldrichA61540,5 ml in 1 L PBS-BSA verdünnen, dann 1,3  ml Silwet
Vac-In-Stuff (Silwet L-77) Silizium-Polyether-CopolymerLehle SeedsVIS-01Als letzte Zutat
hinzufügen TMB Microwell Einkomponenten-Peroxidase-SubstratSurModicsTMBW-1000-01
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Referenzen

  1. Hagler, J. R., Jackson, C. G. Methods for marking insects: Current techniques and future prospects. Annu. Rev. Entomol. 46, 511-543 (2001).
  2. Lavandero, B. I., Wratten, S. E., Hagler, J. R., Jervis, M. A. The need for effective marking and tracking techniques for monitoring the movements of insect predators and parasitoids. Int. J. Pest Manage. 50 (3), 147-151 (2004).
  3. Hagler, J. R., Jackson, C. G., Henneberry, T. J., Gould, J. Parasitoid mark-release-recapture techniques: II. Development and application of a protein marking technique for Eretmocerus spp., parasitoids of Bemisia argentifolii. Biocontrol Sci. Techn. 12 (6), 661-675 (2002).
  4. Blackmer, J. L., Hagler, J. R., Simmons, G. S., Henneberry, T. J. Dispersal of Homalodisca vitripennis (Homoptera: Cicadellidae) from a point release site in citrus. Environ. Entomol. 35 (6), 1617-1625 (2006).
  5. Swezey, S. L., Nieto, D. J., Hagler, J. R., Pickett, C. H., Bryer, J. A., Machtley, S. A. Dispersion, distribution and movement of Lygus.spp. (Hemiptera: Miridae) in trap-cropped strawberries. Environ. Entomol. 42 (4), 770-778 (2013).
  6. Hagler, J. R., Baker, P. B., Marchosky, R., Machtley, S. A., Bellamy, D. E. Methods to mark termites with protein for mark-release-recapture and mark-capture studies. Insect. Soc. 56 (2), 213-220 (2009).
  7. Baker, P. B., et al. Utilizing rabbit immunoglobulin G protein for mark-capture studies on the desert subterranean termite, Heterotermes aureus (Synder). Insect. Soc. 57 (2), 147-155 (2010).
  8. Hagler, J. R., Mueller, S., Teuber, L. R., Machtley, S. A., Van Deynze, A. Foraging range of honey bees, Apis mellifera, in alfalfa seed production fields. J. Insect Sci. 11 (1), 1-12 (2011).
  9. Hagler, J. R., Cohen, A. C., Bradley-Dunlop, D., Enriquez, F. J. A new approach to mark insects for feeding and dispersal studies. Environ. Entomol. 21 (1), 20-25 (1992).
  10. Hagler, J. R. Field retention of a novel mark-release-recapture method. Environ. Entomol. 26 (5), 1079-1086 (1997).
  11. Jones, V. P., Hagler, J. R., Brunner, J., Baker, C., Wilburn, T. An inexpensive immunomarking technique for studying movement patterns of naturally occurring insect populations. Environ. Entomol. 35 (4), 827-836 (2006).
  12. Sivakoff, F. S., Rosenheim, J. A., Hagler, J. R. Threshold choice and the analysis of protein marking data in long-distance dispersal studies. Methods Ecol. Evol. 2 (1), 77-85 (2011).
  13. Hagler, J. R., Jackson, C. G. An immunomarking technique for labeling minute parasitoids. Environ. Entomol. 27 (4), 1010-1016 (1998).
  14. Janke, J., et al. Serological marking of Pnigalio agraules (Hymenoptera: Eulophidae) for field dispersal studies. J. Pest Sci. 82 (1), 47-53 (2009).
  15. DeGrandi-Hoffman, G., Hagler, J. R. The flow of incoming nectar through a honey bee (Apis mellifera L.) colony as revealed by a protein marker. Insect. Soc. 47 (4), 302-306 (2000).
  16. Peck, S. L., McQuate, G. T. Ecological aspects of Bactrocera latifrons (Diptera: Tephritidae) on Maui, Hawaii: Movement and host preference. Environ. Entomol. 33 (6), 1722-1731 (2004).
  17. Hagler, J. R., Durand, C. M. A new method for immunologically marking prey and its use in predation studies. Entomophaga. 39 (3), 257-265 (1994).
  18. Hagler, J. R. An immunological approach to quantify consumption of protein-tagged Lygus hesperus by the entire cotton predator assemblage. Biol. Control. 58 (3), 337-345 (2011).
  19. Fournier, V., Hagler, J. R., Daane, K., de Leòn, J., Groves, R. Identifying the predator complex of Homalodisca vitripennis (Hemiptera: Cicadellidae): A comparative study of the efficacy of an ELISA and PCR gut content assay. Oecologia. 157 (4), 629-640 (2008).
  20. Hagler, J. R. Development of an immunological technique for identifying multiple predator--prey interactions in a complex arthropod assemblage. Ann. Appl. Biol. 149 (2), 153-165 (2006).
  21. Mansfield, S., Hagler, J. R., Whitehouse, M. A comparative study of the efficiency of a pest-specific and prey-marking ELISA for detection of predation. Entomol. Exp. Appl. 127 (3), 199-206 (2008).
  22. Buczkowski, G., Wang, C., Bennett, G. Immunomarking reveals food flow and feeding relationships in the eastern subterranean termite, Reticulitermes flavipes (Kollar). Environ. Entomol. 36 (1), 173-182 (2007).
  23. Lundgren, J. G., Saska, P., Honĕk, A. Molecular approach to describing a seed-based food web: The post-dispersal granivore community of an invasive plant. Ecol. Evol. 3 (6), 1642-1652 (2013).
  24. Kelly, J. L., Hagler, J. R., Kaplan, I. Semiochemical lures reduce emigration and enhance pest control services in open-field augmentation. Biol. Control. 71, 70-77 (2014).
  25. Zilnik, G., Hagler, J. R. An immunological approach to distinguish arthropod viviphagy from necrophagy. BioControl. 58 (6), 807-814 (2013).
  26. Irvin, N. A., Hagler, J. R., Hoddle, M. S. Laboratory investigation of triple marking the parasitoid, Gonatocerus ashmeadi (Hymenoptera: Mymaridae) with a fluorescent dye and two animal proteins. Entomol. Exp. App. 143 (1), 1-12 (2011).
  27. Hagler, J. R., Mueller, S., Teuber, L. R., Van Deynze, A., Martin, J. A method for distinctly marking honey bees, Apis mellifera, originating from multiple apiary locations. J. Insect Sci. 11 (143), 1-14 (2011).
  28. Peck, G. W., Ferguson, H. J., Jones, V. P., O'Neal, S. D., Walsh, D. B. Use of a highly sensitive immunomarking system to characterize face fly (Diptera: Muscidae) dispersal from cow pats. Environ. Entomol. 43 (1), 116-122 (2014).
  29. Boina, D. R., Meyer, W. L., Onagbola, E. O., Stelinski, L. L. Quantifying dispersal of Diaphorina citri (Hemiptera: Psyllidae) by immunomarking and potential impact of unmanaged groves on commercial citrus management. Environ. Entomol. 38 (4), 1250-1258 (2009).
  30. Lewis-Rosenblum, H., Tawari, X. M. S., Stelinski, L. L. Seasonal movement patterns and long-range dispersal of Asian citrus phyllid in Florida citrus. J. Econ. Entomol. 108 (1), 3-10 (2015).
  31. Krugner, R., Hagler, J. R., Groves, R. L., Sisterson, M. S., Morse, J. G., Johnson, M. W. Plant water stress effects on the net dispersal rate of the insect vector, Homalodisca vitripennis (Germar) (Hemiptera: Cicadellidae), and movement of its egg parasitoid, Gonatocerus ashmeadi Girault (Hymenoptera: Mymaridae). Environ. Entomol. 41 (6), 1279-1289 (2012).
  32. Klick, J., et al. Distribution and activity of Drosophila suzukii in cultivated raspberry and surrounding vegetation. Entomol. Exp. App. , (2015).
  33. Basoalto, K., Miranda, M., Knight, A. L., Fuentes-Contreras, E. Landscape analysis of adult codling moth (Lepidoptera: Tortricidae) distribution and dispersal within typical agroecosystems dominated by apple production in Central Chile. Environ. Entomol. 39 (5), 1399-1408 (2010).
  34. Horton, D. R., Jones, V. P., Unruh, T. R. Use of a new immunomarking method to assess movement by generalist predators between a cover crop and tree canopy in a pear orchard. Amer. Entomol. 55 (1), 49-56 (2009).
  35. Swezey, S. L., Nieto, D. J., Pickett, C. H., Hagler, J. R., Bryer, J. A., Machtley, S. A. Spatial density and movement of the Lygus spp. parasitoid Peristenus relictus (Hymenoptera: Braconidae) in organic strawberries with alfalfa trap crops. Environ. Entomol. 43 (2), 363-369 (2014).
  36. Sivakoff, F. S., Rosenheim, J. A., Hagler, J. R. Relative dispersal ability of a key agricultural pest and its predators in an annual agroecosystem. Biol. Control. 63 (3), 296-303 (2012).
  37. Slosky, L. M., Hoffmann, E. J., Hagler, J. R. A comparative study of the retention and lethality of the first and second generation arthropod protein markers. Entomol. Exp. App. 144 (2), 165-171 (2012).
  38. Hagler, J. R., Machtley, S. A., Blackmer, F. A potential contamination error associated with insect protein mark-capture data. Entomol. Exp. App. 154 (1), 28-34 (2015).
  39. Hagler, J. R., Jones, V. P. A protein-based approach to mark arthropods for mark-capture type research. Entomol. Exp. App. 135 (2), 177-192 (2010).
  40. Hagler, J. R., Naranjo, S. E., Machtley, S. A., Blackmer, F. Development of a standardized protein immunomarking protocol for insect mark-capture dispersal research. J. Appl. Entomol. 138 (10), 772-782 (2014).
  41. Hagler, J. R. Variation in the efficacy of several predator gut content immunoassays. Biol. Control. 12 (1), 25-32 (1998).
  42. Clark, M. F., Adams, A. N. Characteristics of microplate method of enzyme-linked immunosorbent assay for the detection of plant viruses. J. Gen. Virol. 34 (3), 475-483 (1977).
  43. Crowther, J. R. The ELISA guidebook. , Humana Press. Totowa, NJ. (2001).
  44. Stimmann, M. W. Marking insects with rubidium: Imported cabbageworm marked in the field. Environ. Entomol. 3 (2), 327-328 (1974).

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