Methodenartikel

Transkriptom Profilieren In-Vivo Produziert Bovine Präimplantationsembryonen Mit Zwei-Farben-Microarray-Plattform

DOI:

10.3791/53754

⸱

30. Januar 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Agricultural, Food and Nutritional Science, University of Alberta, 2Livestock Research Branch, Alberta Agriculture and Forestry, 3Laboratory of Functional Genomics of Early Embryonic Development, Université Laval

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Die

Microarray-Technologie ermöglicht die quantitative Messung und Erstellung von Genexpressionsprofilen von Transkripten auf genomweiter Basis. Aus diesem Grund bietet dieses Protokoll ein optimiertes technisches Verfahren in einem zweifarbigen, maßgeschneiderten Rinderarray unter Verwendung von Rinderembryonen am Tag 7, um die Machbarkeit der Verwendung einer geringen Menge an Gesamt-RNA zu demonstrieren.

Zusammenfassung

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Frühlicher Embryonalverlust trägt wesentlich zur Unfruchtbarkeit bei Rindern bei. Darüber hinaus wird das Rind aufgrund seines ähnlichen Entwicklungsprozesses zu einem interessanten Modell für die Untersuchung der Präimplantationsembryonalentwicklung des Menschen. Obwohl bekannt ist, dass genetische Faktoren die frühe Embryonalentwicklung beeinflussen, war die Entdeckung solcher Faktoren eine ernsthafte Herausforderung. Die Microarray-Technologie ermöglicht die quantitative Messung und Erstellung von Genexpressionsprofilen von Transkriptspiegeln auf genomweiter Basis. Eine der wichtigsten Entscheidungen, die bei der Planung eines Microarray-Experiments getroffen werden müssen, ist die Frage, ob ein ein- oder zweifarbiger Ansatz verwendet werden soll. Das zweifarbige Design erhöht die technische Replikation, minimiert die Variabilität, verbessert die Empfindlichkeit und Genauigkeit und ermöglicht Loop-Designs, die die gemeinsamen Referenzproben definieren. Obwohl Microarrays ein mächtiges biologisches Werkzeug sind, gibt es potenzielle Fallstricke, die seine Leistungsfähigkeit schwächen können. Daher demonstrieren wir in diesem Fachbeitrag ein optimiertes Protokoll für die RNA-Extraktion, Amplifikation, Markierung, Hybridisierung der markierten amplifizierten RNA mit dem Array, Array-Scanning und Datenanalyse unter Verwendung der Zwei-Farben-Analysestrategie.

Einleitung

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Frühe embryonale Verlust in hoher produzierenden Milchkühe ist eine der größten Herausforderungen in der Milchindustrie 1, 2. Bovine hat sich ein interessantes Modell menschlichen preimplantation Embryoentwicklung zu studieren aufgrund ihrer ähnlichen Entwicklungsprozess 3, 4. Jedoch ist mehr Forschung erforderlich besseres Verständnis über Gene in bovinen frühen Embryonalentwicklung beteiligt zu haben.

Nach zwanzig Jahren seit Technologie der ersten Microarray 1995 entwickelte 5, 6 die Entwicklung anspruchsvollerer Sonde Herstellungstechnologie reduziert Druckfehler und Variabilität von Array - Chips innerhalb und zwischen verschiedenen Microarray - Plattformen. Verbesserte Mikroarray - Technologie führte zu einer weit Anwendung dieser Technologie in der klinischen Forschung 7 und in jüngster Zeit in frühen Embryos quality Bewertung 8.

Die große Menge an benötigten Materialien für Microarray-Technologie ist der Hauptgrund, warum der Microarray-Technologie zunächst eine Reihe von Forschungsgebieten wie der frühen Embryonalentwicklung zu betreten gescheitert. In jüngerer Zeit wurden Verfahren RNA - Amplifikation verbessert RNA linear zu amplifizieren bis 9 Mikrogramm Ebene von Unter Nanogramm- Ausgangs - RNA - Material. Es gibt mehrere kommerzielle RNA Amplifizierung Kits auf dem Markt erhältlich; jedoch sind die immer beliebter gut entwickelten Kits im Zusammenhang mit Ribo-Einzel Primer isothermen Amplifikation 10 und T7 - Promotor 11 Methoden angetrieben. Die beliebtesten Antisense - RNA - Amplifikation verwendet in - vitro - Transkription mit einem Primer Oligo - dT - Verknüpfung mit einem T7 - Promotor am 5' - Ende 12. Diese Technologie ermöglicht es, das Beste aus repräsentativen Antisense-Transkripte nach linearer Verstärkung f Aufrechterhaltungoder Arrays Hybridisierung 13. Dieses Verfahren wurde angepasst Picogramm Ebene der Gesamt - RNA aus Rinderembryo 8 extrahiert zu amplifizieren.

Universal - Linkage System (ULS) ist das Markierungsverfahren , die direkt die DNA oder RNA verstärkt mit Platin-gebundenen Fluoreszenzfarbstoff entweder Cyanine 547 oder Cyanine 647, durch eine koordinative Bindung an N7 - Position von Guanin 14 bildet enthält. Diese Methode wurde in Embryonen Forschung angepasst stabiler amplifizierten aRNA ohne Modifikation zu erzeugen im Vergleich zu dem aminoallyl modifizierten aRNA durch enzymatische Verfahren 15 erzeugt. Sowohl Einzel- als Farbstoff und zwei Farbstoffe Markierungsverfahren wurden mit Universal Linkage System in Microarray angepasst. Eine große Microarray - Vergleiche Studie war , dass es eine gute Korrelation der Datenqualität ist zwischen den Ein- und Zwei-Farben - Array - Plattformen 6.

Vor kurzem beide T7-Promotor-Laufwerkn - Antisense - RNA - Amplifikation und ULS Markierungsverfahren wurden eine zuverlässigere Protokoll bereitzustellen entwickelt eine ausreichende Menge von hoher Qualität zu erzeugen , gekennzeichnet aRNA Materialien für Mikroarray - Hybridisierungs 8, 16. Daher stellt diese Studie ein Protokoll in Zweifarb-Mikroarray mit Tag 7 Rinderembryonen als Beispiel beteiligt einige der wichtigen Schritte von der RNA-Extraktion bis zur Datenanalyse zu demonstrieren.

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Protokoll

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Das Tier Teil dieser Studie wurde an der Metabolic Research Unit der University of Alberta, Edmonton, Kanada, mit allen tierexperimentellen Verfahren genehmigt (Protokoll # AUP00000131) von der University of Alberta Animal Care und Use Committee, geleitet und Tiere betreut nach an den Canadian Council of Animal Care-Richtlinien (1993).

1. Embryo Produktion, Isolierung von Gesamt-RNA und DNase-Behandlung

  1. Für die Tierversuchsprotokolle und Embryo - Entnahme beziehen sich in unseren bisherigen Publikationen 17, 18.
  2. Pool und Snap einfrieren ähnliche Stufe Embryonen aus jeder Kuh in flüssigem Stickstoff und dann halten bei -80 ° C bis zur RNA-Extraktion.
  3. Extrahieren Sie die Gesamt - RNA über eine spaltenbasierte RNA - Extraktions - Kits , die RNA aus pico-Skala Proben zu extrahieren ermöglicht (Kit Informationen finden Sie in der Materialliste zur Verfügung).
    HINWEIS: Empfohlene Kit enthält: Konditionierungspuffer, Extraktion Buffer, 70% Ethanol, Waschpuffer 1, Waschpuffer 2, Elutionspuffer, RNA Reinigungskolonnen mit Sammelröhrchen und Mikrozentrifugenröhrchen.
  4. In 10 & mgr; l Extraktionspuffer zu Röhrchen mit Embryonen und Inkubation für 30 min bei 42 ° C. Zentrifugenröhrchen bei 800 × g für 2 min Zellextrakt in das Reaktionsgefäß zu sammeln.
  5. Pipette 250 ul Konditionierungspuffer auf die Reinigungskolonne Filtermembran. Inkubieren der RNA Reinigungskolonne mit Konditionierungspuffer für 5 min bei Raumtemperatur. Zentrifugieren Sie die Reinigungskolonne in dem Sammelröhrchen bei 16.000 × g für 1 min.
  6. Pipette 10 & mgr; l 70% Ethanol in dem Gemisch aus RNA Extraction Buffer und Embryonen. Gut mischen durch Pipettieren von oben und unten. Pipette-Gemisch in die vorkonditioniert Reinigungskolonne.
  7. RNA zu binden, zentrifugieren der Reinigungskolonne für 2 min bei 100 xg und sofort von einer Zentrifugation bei 16.000 xg für 30 s folgen, um Strömung durch entfernen.
  8. Je 10081; L Waschpuffer 1 in die Reinigungskolonne und zentrifugieren für 1 min bei 8.000 x g.
    HINWEIS: DNase-Behandlung, wenn die Durchführung der reversen Transkription oder Verstärkung nach der RNA-Isolierung empfohlen.
  9. Digest genomische DNA direkt nach dem Schritt 1.8.
    HINWEIS: Empfohlene DNase Kit ist in der Materialliste zur Verfügung. Empfohlene Kit enthält: DNase I-Stammlösung und Puffer.
  10. Bereiten Mischung DNase Inkubation von 5 ul DNase I-Stammlösung mit 35 & mgr; l Puffer zu mischen. Mischen Sie vorsichtig invertieren.
  11. Pipette, um die 40 & mgr; l DNase Inkubationsmischung direkt in die Reinigungskolonne Membran. für 15 min bei Raumtemperatur inkubieren.
  12. Pipette 40 & mgr; l Waschpuffer 1 in die Säule Membranreinigung und dann bei 8000 × g für 15 s zentrifugiert.
  13. Je 100 & mgr; l Waschpuffer 2 in die Reinigungskolonne und zentrifugieren für 1 min bei 8.000 x g.
  14. Pipette weitere 100 & mgr; l Waschpuffer 2 in die Reinigungskolonne und Zentrifugefür 2 Minuten bei 16.000 x g.
  15. Übertragen Sie die Reinigungskolonne zu einem neuen 0,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. Pipette 11 ul Elutionspuffer direkt auf die Membran der Reinigungskolonne. Um eine maximale Absorption von Elutionspuffer in die Membran zu gewährleisten, sanft berühren die Spitze der Pipette auf die Oberfläche der Membran, während die Elutionspuffer Abgabe.
  16. Inkubieren der Säule für 1 min bei Raumtemperatur. Zentrifugieren der Säule für 1 min bei 1000 × g Elution Buffer in der Säule zu verteilen, und dann drehen für 1 min bei 16.000 xg RNA zu eluieren.
  17. Verwenden Bioanalyzer Instrument nach den Anweisungen des Herstellers , die RNA - Qualität und Quantität 19 zu bewerten.
  18. Lagern Sie die RNA-Probe bei -80 ° C bis zur Verwendung.

2. RNA-Amplifikation und Markierung für Microarray-Analyse

HINWEIS: Zum ersten Mal Benutzer arbeiten mit RNA-Amplifikation und Kennzeichnungsverfahren, verwenden fünf ng spike in RNA aloden tatsächlichen aRNA Proben ng der Qualitätskontrolle Messung der RNA-Amplifikation und Hybridisierung zu überwachen. Der Spike-in RNA - Mix enthält zehn in vitro synthetisierten, polyadenylierte Transkripte in vorbestimmten Verhältnissen. Wenn das Verfahren korrekt durchgeführt, hybridisieren die markierten Transkripte spezifisch nur an komplementäre Kontrollsonden in Arrays und können die Daten abgetastet werden Qualitätskontrollsicherung mit minimaler Selbst- oder Kreuzhybridisierung zu verfolgen. Weitere Details Beschreibung in Bezug auf die mit Spikes-Kontrolle Intensitäten und Normalisierungsverfahren nach der Anordnung und Datenanalyse Scannen 20 zur vorherigen Publikationen verweisen, 21. Das folgende Verfahren wird auf die Routine Microarray-Benutzer gegeben.

  1. Bereiten 100 pg hoher Qualität RNA-Probe (RNA Integrity Number (RIN) Wert mindestens> 7,0) in einem Gesamtvolumen von 10 - 11 & mgr; l.
  2. Amplify die RNA-Proben mit einem Amplifikationskit in der Lage,arbeiten mit Pico-Skala Proben (weniger als 100 pg).
    HINWEIS: Empfohlene Amplifikationskit Informationen finden Sie in der Materialliste zur Verfügung und folgt den Anweisungen des Herstellers ohne jegliche Änderung.
  3. Verwenden, um eine fluoreszenzbasierte Quantifizierung des Profils der Größenbereich der amplifizierten aRNA auszuwerten.
  4. Verwenden Sie das Spektralphotometer Instrument (bezogen auf die Absorption bei 260 und 280 nm), um die Konzentration der amplifizierten aRNA zu messen.
  5. Lagern Sie den verstärkten aRNA bei -80 ° C bis sie bereit zur Kennzeichnung.
  6. Verwenden Sie 2 ug amplifizierte RNA für die Fluoreszenzmarkierung gemäß ULS aRNA Labeling Kit Benutzerhandbuch.
    HINWEIS: Da Cyanine 547 und Cyanine 647 Farbstoff empfindlich auf Photoabbau und Cyanine 647 Farbstoff leicht durch Ozon abgebaut wird, nimmt das Markierungsverfahren in einer minimalen Menge an Licht und unter einer ozonfreien Umgebung.
  7. Schalten Sie den Ozonfeld (1A) , bis das Niveau des Ozons 0,001 ppm.
  8. Haben die Reaktionsaufbau innerhalb des Ozons Feld (1B) durch Zugabe von 2 & mgr; l Cyanine 547 oder Cyanine 647, 2 ul Markierungspuffer, und dann auf ein Endvolumen von 20 ul mit RNase-freiem Wasser unter dem Sicherheitslicht einzustellen. Hinzufügen Dunkelkammer Filter auf die Lichtquelle.
  9. Vorsichtig mischen und die Röhrchen in einem Thermocycler bei 85 ° C für 15 min. Proben auf Eis stellen für mindestens 1 min. Spin down zum Inhalt von Rohren zu sammeln, bevor sie mit RNA-Extraktions-Kits fortfahren, mit Ausnahme Schritte im Zusammenhang mit DNase-Behandlung (1,9 bis 1,11), die Cy-Farbstoff-markierte amplifizierte RNA zu reinigen.
  10. Verwenden Sie das Spektralphotometer Instrument zu messen und die Konzentration der markierten amplifizierten RNA bestimmen und halten Sie die markierten aRNA bei -80 ° C maximal für 3 Tage vor dem Gebrauch.

3. Microarray-Hybridisierung und Waschen

HINWEIS: Die folgenden wichtigen Schritte angepasst sind, nach Zwei-Farben-Biochip-basierten Genexpressionsanalyse-Protokoll (Version6.5, Mai 2010).

  1. In gleicher Höhe von 825 von jedem Cyanine ng 547- und Cyanine 647-markierte aRNA und mischen sich mit 25x Fragmentierung und 10x Blockierpuffer.
  2. Das Gemisch wird bei 60 ° C für 15 min und kühl auf Eis für 1 min.
  3. In die gleiche Menge von 2x Hybridisierungspuffer und gut mischen.
  4. Zentrifuge bei 13000 rpm, dann ist die Mischung fertig für die Hybridisierung.
  5. Last 100 & mgr; l aus der Mischung auf das Array Rutsche und versiegeln Sie die Folie im Inneren der Hybridisierungskammer.
  6. Laden die zusammengesetzte Kammer in den Hybridisierungsofen für 17 h bei 65 ° C bei 10 Umdrehungen pro Minute im Ofen zu drehen.
  7. Waschen Sie die Arrays gemäß Protokoll mit Ozonschutzbehandlung durch in Stabilisierung Tauchen und Trocknen Lösung für 30 s.
  8. Entfernen Sie die Felder aus der Lösung und stellen Sie sicher, dass der Array-Oberfläche ohne Staubpartikel trocken ist

4. Scanning Microarray Slide

  1. Halten Sie die Arrays in dunklen Ort und schalten Sie scanner bis es gebrauchsfertig (15 Minuten Wartezeit).
  2. Legen Sie das Array-Barcode auf der linken Seite, in den Scanner und Scanvorgang zu starten. Führen Sie die Analyse vor Ort nach dem Software-Benutzerhandbuch und speichern die Daten als (GPR) Dateiformat.

5. Statistische Analyse

  1. Laden Sie die Software FlexArray http://genomequebec.mcgill.ca/FlexArray/license.php Klicken Sie auf "Import Rohdaten" und laden Sie die GPR - Dateien in FlexArray.
  2. Führen Sie die Normalisierung und die statistische Analyse bei Bedarf durch die Anweisung folgen. Hinweis: Berechnen Sie den Grenzwert für positive Punktauswahl in dieser Studie , wie es zuvor 22 beschrieben wurde.
  3. Wählen Sie das Drop-Down-Handbuch aus dem Grundstück Betrachter des FlexArray alle Signale, die die hybridisierten Spots und Hintergrund zu sehen. Hinweis: Ein ähnliches Bild von Spike bei den Kontrollen nach der Hybridisierung auf dem Microarray kann in früheren Studie 8 zu sehen.
  4. Wählen Sie einLöss Normalisierung innerhalb des Arrays durch ein Quantil zwischen Prozessanordnungen Normalisierung folgende von der FlexArray Drop-Down-Handbuch entsprechend.
  5. Exportieren Sie alle normalisierten Daten von FlexArray in eine Excel zur weiteren Verwendung einreichen.

6. Bioinformatik-Analyse

Die ursprüngliche Anmerkung der Sondensequenzen von Rinderembryonen spezifische Transkripte (BESTv1) Microarray zuvor 8 beschrieben worden ist . In dieser Studie, 20.403 einzigartige Gene Symbole (GS) wurden (erhalten Supplement File1 ) durch das EmbryoGENE Labor - Informations - Management - System (LIMS) ELMA (http://elma.embryo-gene.ca). Eine Liste von 6765 einzigartige Gene ( Supplement File2 ) wurde auf die alle positiven Signale nach Microarray - Normalisierungsprozess (Schritt 5 ausgewählt und entsprach0,5) aus Rinder Tag 7 Embryonen Genexpressionsprofil. Positive Signalschwelle wurde berechnet basierend auf durchlässigen Veröffentlichung 16 von der Signalintensität eines A - Wert.

  1. Zur Funktionsanalyse mit PANTHER (Protein - Analyse durch evolutionäre Beziehungen) Klassifizierungssystem 23, 24, führen Sie über den folgenden Link (http://www.pantherdb.org/about.jsp).
  2. Laden Sie eine Liste von 6765 embryospezifischen GS spezifischen biologischen Prozess zu identifizieren , während der embryonalen Entwicklung mit Hilfe von statistischen Überrepräsentierung Test und verwenden Standardeinstellung von Bos taurus (alle Gene in der Datenbank) als Referenzliste 25.
    HINWEIS: Dies ermöglicht die Identifizierung von entwicklungsbezogenen Prozesse von den GO Begriffe, die statistisch über- oder unterdrückten eine binomische Test.
  3. Stellen Sie P-Wert Schwelle bei <0,05 als Software-Standard. Die Daten können heruntergeladen und Exportet in Excel - Datei zur weiteren Auswahl 16.

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Ergebnisse

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Ein repräsentatives Ergebnis der Gesamt - RNA und verstärkt aRNA von Tag 7 Rinderembryonen ist in Abbildung 3 und zusammengefasst in Tabelle 1 dargestellt.

RNA-Integrität und das Profil kann nach der RNA-Extraktion beurteilt werden. Qualitätsbewertung von RNA könnte durch Bioanalyzer (3A) und nur diesen Proben mit RIN - Wert höher als 7,0 sind qualifiziert werden verwendet für...

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Diskussion

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Das erste Problem, Microarray-Analyse unter Verwendung von Tag 7 Rinderembryonen durchzuführen, ist nicht ausreichende Mengen an qualitativ hochwertigen RNA immer Genexpression für das Studium. Traditionellen Phenol / Chloroform-RNA-Extraktion und Ethanol-Fällungsverfahren ist nicht für den Tag 7 Embryonen empfohlen, was zu einer geringen Ausbeute und mögliche Überbleibsel phenol inhibierende RNA-Amplifikationsreaktion. Stattdessen wird eine Standard-Spalte-basierte Methode ist besser Gesamt-RNA zu isolieren und dann di...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

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Forschung unterstützt von Alberta Livestock and Meat Agency, Alberta Innovates - BioSolutions, Alberta Milk, and Livestock Research Branch, Alberta Agriculture and Forestry.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
PicoPure RNA-IsolationskitApplied BiosystemsKIT0204
RNase-freies DNase-Set (50)Qiagen79254
Agilent RNA 6000 Pico KitAgilent Technologies5067-1513
Arcturus RiboAmp HS PLUS KitApplied BiosystemsKIT0505
2100 Bioanalyzer InstrumentsAgilent TechnologiesG2940CA
RNA-SiebbandAgilent Technologies5067-5576
ULS Fluoreszenz-MarkierungskitKreatech DiagnosticsEA-021
Kundenspezifische Genexpressions-MicroarraysAgilent TechnologiesG2514F
Agilent Genexpressions-Waschpuffer 1Agilent TechnologiesTeil #5188-5325
Agilent Genexpressions-Waschpuffer 2Agilent TechnologiesTeil #5188-5326
2x Hi-RPM HybridisierungspufferAgilent Technologies  Teil #5190-0403
25x FragmentpufferAgilent TechnologiesTeil #5185-5974
10x GE BlockerAgilent TechnologiesTeil #5188-5281
Stabilisierungs- und TrocknungslösungAgilent Technologies Teil #5185-5979
Dichtungsschieber aktiviert durch Agilent SureHyb-TechnologieAgilent TechnologiesG2524-60012Packung mit 20 Dichtungsschiebern, 4 Microarrays/Objektträger
Zweifarbiges RNA-Spike-In-KitAgilent Technologies Cat# 5188-5279
GenePix 4000B Array-ScannerMolecular DevicesGENEPIX 4000B-U
Ozone Free BoxBioTrayOFB_100x200 GAL-Datei
Agilent Technologies-

Referenzen

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  1. Royal, M. D., Smith, R. F., Friggens, N. C. Fertility in dairy cows: bridging the gaps. Animal. 2 (08), 1101-1103 (2008).
  2. Diskin, M. G., Murphy, J. J., Sreenan, J. M. Embryo survival in dairy cows managed under pastoral conditions. Anim. Reprod. Sci. 96 (3-4), 297-311 (2006).
  3. Wrenzycki, C., et al. Effects of culture system and protein supplementation on mRNA expression in pre-implantation bovine embryos. Hum. Reprod. 16 (5), 893-901 (2001).
  4. Menezo, Y. J., Herubel, F. Mouse and bovine models for human IVF. Reprod. Biomed. Online. 4 (2), 170-175 (2002).
  5. Schena, M., Shalon, D., Davis, R. W., Brown, P. O. Quantitative monitoring of gene expression patterns with a complementary DNA microarray. Science. 270 (5235), 467-470 (1995).
  6. Patterson, T. A., et al. Performance comparison of one-color and two-color platforms within the MicroArray Quality Control (MAQC) project. Nat. Biotechnol. 24 (9), 1140-1150 (2006).
  7. Rhodes, D. R., Chinnaiyan, A. M. Integrative analysis of the cancer transcriptome. Nat. Genetics. 37, 31-37 (2005).
  8. Robert, C., et al. Combining resources to obtain a comprehensive survey of the bovine embryo transcriptome through deep sequencing and microarrays. Mol. Reprod. Dev. 78 (9), 651-664 (2011).
  9. Nygaard, V., Hovig, E. Options available for profiling small samples: a review of sample amplification technology when combined with microarray profiling. Nucleic Acids Res. 34 (3), 996-1014 (2006).
  10. Kurn, N., Chen, P., Heath, J. D., Kopf-Sill, A., Stephens, K. M., Wang, S. Novel isothermal, linear nucleic acid amplification systems for highly multiplexed applications. Clin Chem. 51 (10), 1973-1981 (2005).
  11. Van Gelder, R. N., von Zastrow, M. E., Yool, A., Dement, W. C., Barchas, J. D., Eberwine, J. H. Amplified RNA synthesized from limited quantities of heterogeneous cDNA. Proc. Natl. Acad. Sci. 87 (5), 1663-1667 (1990).
  12. Phillips, J., Eberwine, J. H. Antisense RNA Amplification: A linear amplification method for analyzing the mRNA population from single living cells. Methods. 10 (3), 283-288 (1996).
  13. Gilbert, I., Scantland, S., Dufort, I., Gordynska, O., Labbe, A., Sirard, M. A., Robert, C. Real-time monitoring of aRNA production during T7 amplification to prevent the loss of sample representation during microarray hybridization sample preparation. Nucleic Acids Res. 37 (8), 65(2009).
  14. Gijlswijk, R. P., Talman, E. G., Jansse, P. J., Snoeijers, S. S., Killian, J., Tanke, H. J., Heetebrij, R. J. Universal Linkage System: versatile nucleic acid labeling technique. Expert Re. Mol. Diagn. 1 (1), 81-91 (2001).
  15. Gilbert, I., Scantland, S., Sylvestre, E. L., Dufort, I., Sirard, M. A., Robert, C. Providing a stable methodological basis for comparing transcript abundance of developing embryos using microarrays. Mol. Hum. Reprod. 16 (8), 601-616 (2010).
  16. Tsoi, S., et al. Development of a porcine (Sus scofa) embryo-specific microarray: array annotation and validation. BMC Genomics. 13, 370(2012).
  17. Salehi, R., et al. Superovulatory response and embryo production in Holstein cows fed diets enriched in oleic, linoleic or α-linolenic acid. Reprod. Fertil. Dev. 26 (1), 218-218 (2013).
  18. Thangavelu, G., Colazo, M. G., Ambrose, D. J., Oba, M., Okine, E. K., Dyck, M. K. Diets enriched in unsaturated fatty acids enhance early embryonic development in lactating Holstein cows. Theriogenology. 68 (7), 949-957 (2007).
  19. Agilent 2100 Bioanalyzer User's Guide. , Available from: https://www.agilent.com/cs/library/usermanuals/Public/G2946-90004_Vespucci_UG_eBook_(NoSecPack).pdf (2016).
  20. Kerr, K. F. Extended analysis of benchmark datasets for Agilent two-color microarray. BMC Bioinformatics. 8, 371(2007).
  21. Zhu, Q., Miecznikowski, J. C., Halfon, M. S. A wholly defined Agilent microarray spike-in dataset. Bioinformatics. 27 (9), 1284-1289 (2011).
  22. Vallee, M., Gravel, C., Palin, M. F., Reghenas, H., Stothard, P., Wishart, D. S., Sirard, M. A. Identification of novel and known oocyte-specific genes using complementary DNA subtraction and microarray analysis in three different species. Biol. Reprod. 73 (1), 63-71 (2005).
  23. Thomas, P. D., et al. PANTHER: a library of protein families and subfamilies indexed by function. Genome Res. 13 (9), 2129-2141 (2003).
  24. Mi, H., et al. The PANTHER database of protein families, subfamilies, functions and pathways. Nucleic Acids Res. 33, 284-288 (2005).
  25. Mi, H., Muruganujan, A., Casagrande, J. T., Thomas, P. D. Large-scale gene function analysis with the PANTHER classification system. Nat. Protoc. 8, 1551-1566 (2013).
  26. Ross, P. J., Wang, K., Kocabas, A., Cibelli, J. B. Housekeeping gene transcript abundance in bovine fertilized and cloned embryos. Cell Reprogram. 12 (6), 709-717 (2010).
  27. Gilbert, I., et al. The dynamics of gene products fluctuation during bovine pre-hatching development. Mol. Reprod. Dev. 76, 762-772 (2009).
  28. Vallee, M., et al. Revealing the bovine embryo transcript profiles during early in vivo embryonic development. Reproduction. 138 (1), 95-105 (2009).
  29. Dafforn, A., et al. Linear mRNA amplification from as little as 5 ng total RNA for global gene expression analysis. Biotechniques. 37 (5), 854-857 (2004).
  30. Beaujean, N., Jammes, H., Jouneau, A. Nuclear Reprogramming. Studying Bovine Early Embryo Transcriptome by Microarray. Dufort, I., Rovert, C., Sirard, M. A. , Humana Press, Springer. NY. Chapter 15 (2015).
  31. Patterson, T. A., et al. Performance comparison of one-color and two-color platforms within the MicroArray Quality Control (MAQC) project. Nat. Biotechnol. 24 (9), 1140-1150 (2006).

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Schlagwörter

Boviner EmbryonenRNA ExtraktionGenexpressionsprofilingAmplifikationskitFluoreszenzmarkierungArray HybridisierungDatennormalisierungstatistische Analyseembryonaler Verlust

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