Mess Druck Volumen Loops in der Maus

Zusammenfassung

Diese Handschrift beschreibt ein detailliertes Protokoll für die Erfassung von Druck-Volumen-Daten von der Maus.

Zusammenfassung

die Ursachen und den Verlauf von Herzerkrankungen zu verstehen, stellt eine erhebliche Herausforderung für die biomedizinische Gemeinschaft. Die genetische Flexibilität der Maus bietet ein großes Potenzial Herzfunktion auf molekularer Ebene zu erforschen. Die Maus geringe Größe hat, um die Durchführung detaillierter kardiale Phänotypisierung einige Herausforderungen in Bezug präsentieren. Die Miniaturisierung und andere Fortschritte in der Technologie haben viele Methoden der Herz Beurteilung möglich, in der Maus. Davon stellt die simultane Erfassung von Druck und Volumendaten ein detailliertes Bild der Herzfunktion, die nicht durch eine andere Modalität ist. Hier ein detailliertes Verfahren für die Erfassung von Druck-Volumen-Schleifendaten beschrieben. Eingeschlossen ist eine Diskussion über die Prinzipien, die Messungen und die möglichen Fehlerquellen zugrunde liegen. Betäubungsmittel-Management und chirurgische Ansätze werden ausführlich diskutiert, da sie beide entscheidend für die Erzielung hoher Qualität hämodynamische Messung sinds. Die Grundsätze der hämodynamischen Protokollentwicklung und relevante Aspekte der Datenanalyse werden ebenfalls angesprochen.

Einleitung

Kardiovaskuläre Erkrankungen weiterhin in der ganzen Welt ¹ eine wesentliche Ursache für Mortalität und Morbidität zu sein. Erkrankungen des Herz präsentieren besonders schwierigen Herausforderungen in die Entwicklung neuer Therapien. Fortschritte in der Genetik bieten die Möglichkeit eine Vielzahl von potentiellen genetischen Beiträger zur Entwicklung von Herzerkrankungen zu identifizieren. Die integrative Natur des Herz-Kreislauf-System erfordert, dass diese genetische Ziele in intakten Tiermodellen geprüft. Die genetischen Flexibilität und geringe Kosten Gehäuse der Maus haben sie an die Spitze für die Beurteilung der physiologischen Rolle eines gegebenen Gens gebracht. Die geringe Größe der Maus stellt einige einzigartige Herausforderungen für die Beurteilung der Herzfunktion. Es gibt verschiedene Modalitäten, die Informationen bezüglich der Herzfunktion liefern kann, sondern nur die gleichzeitige Messung von ventrikulären Druck und Volumen ermöglicht Druck-Volumen (PV) loop Analyse der Ventrikelfunktion. PV-Schleifen alleow Herzfunktion wird unabhängig von seiner Verbindung mit dem Gefäßsystem analysiert; ein wichtiger Faktor für die funktionelle Rolle eines bestimmten genetischen Elements zu bestimmen.

Die Bewertung der Druck-Volumen - Schleifen ist seit vielen Jahren sowohl experimentell als auch klinisch eingesetzt und umfangreiche Literatur existiert in Bezug auf die Analyse dieser Daten setzt ^2,3. Die Anpassung der PV - Loop - Technologie an die Maus einen wichtigen Fortschritt für das Verständnis von murinen Herzphysiologie ^4-6 hat. Katheter basierend PV loop Technologien Paar einen Druckwandler und die Verwendung von Leitwert ventrikulären Volumen abzuschätzen. Das ventrikuläre Volumen wird durch Prüfen Änderungen in einem elektrischen Feld, erzeugt durch den Katheter bestimmt. Dieses Verfahren modelliert die Ventrikel als Zylinder, dessen Höhe durch den Abstand zwischen den Elektroden auf dem Katheter und dem Radius definiert ist, wird durch Leitung eines elektrischen Feldes durch das Blut berechneteder Ventrikel ^7-9. Das Leitfähigkeitssignal durch den Katheter gemessen, hat zwei Komponenten. Die erste ist die Leitung durch das Blut; Dies ändert sich mit dem Volumen des Ventrikels und bildet das Primärsignal verwendet ventrikuläre Volumen zu bestimmen. Die zweite Komponente resultiert aus Leitung durch und entlang der Wand des Ventrikels. Dies wird parallel Leitfähigkeit genannt und muss, um die absolute ventrikuläre Volumen zu bestimmen, entfernt werden. Es gibt zwei kommerziell erhältlichen Systeme für die Erfassung von Druck-Volumen - Daten im Forschungslabor und das Verfahren für die Berechnung und die Parallelleitfähigkeit entfernen ist der Hauptunterschied zwischen ihnen ^6,10,11. Konduktanz Katheter erfordern die Injektion von hypertonischer Kochsalzlösung für die Berechnung der Parallelleitfähigkeit. Diese Injektion verändert vorübergehend die Leitfähigkeit des Blutes im Ventrikel, während die Leitfähigkeit der Wand konstant bleibt. Aus diesen Daten ist es möglich, die zu bestimmenBestandteil des Leitwert-Signal, das aus dem Blut stammt, und was kommt von der Ventrikelwand. Dieser Ansatz geht davon aus, dass parallel Leitfähigkeit nicht während des Herzzyklus variiert. Die Admittanz Verfahren beruht auf Phasenänderungen in dem elektrischen Feld, um den Beitrag der Ventrikelwand zum Gesamtvolumen Signal zu beurteilen. Dieses Verfahren beruht auf einer Vielzahl von vorbestimmten Konstanten für die Leitfähigkeit des Blutes und Myokard das Endvolumen zu bestimmen, sondern macht kontinuierliche Maßnahmen parallel Leitfähigkeit während des Herzzyklus. Beide Systeme bieten gute Schätzungen der linksventrikulären Volumen und die Unterschiede zwischen ihnen sind nicht geeignet, physiologisch signifikant ist. Das zylindrische Modell des Ventrikels und anderen Annahmen machen diese katheterbasierte Ansätze nicht so genau wie die anderen Modalitäten, aber diese Daten werden auf einer Beat-by-Beat-Basis zur Verfügung gestellt, die für die Beurteilung der lastunabhängigen Maßnahmen der Herzfunktion wesentlich ist.

Das hier beschriebene Verfahren ist in meinem Labor verwendet und hat sich für eine große Anzahl von Studien zur Verfügung gestellten Daten , die grundlegenden pathophysiologischen Mechanismen der dystrophischen Kardiomyopathie Prüfung ^18.12. Die folgende Vorgehensweise skizziert ist eine von zwei, die verwendet werden können, um PV Schleifendaten erhalten. Während viele der Grundsätze für die beiden Ansatz anwendbar sind, wird dieses Protokoll auf eine offene Brust apikal Ansatz konzentrieren; ein geschlossener Brust - Protokoll wurde an anderer Stelle ausführlich ^19,20. Während das Verfahren im Detail beschrieben werden, die wichtige übergeordneten Prinzipien sind das Herz mit minimalem Schaden entweder an das Herz oder die Lunge zu belichten. Während des Protokolls ist es wichtig, sich daran zu erinnern, dass dies ein nicht-Überleben Verfahren ist und dass eine gute Belichtung des Herzens, die ist von entscheidender Bedeutung für die richtige Platzierung des Katheters.

Protokoll

Vor der Durchführung in diesem Protokoll beschrieben mit einem der Verfahren, erhalten Genehmigung durch die lokalen institutionellen Tierpflege und Verwendung Ausschuss.

1. Einrichten des Experimental Rig

Hinweis: Dieses Verfahren wird durchgeführt bei anästhesierten Tieren und die Qualität der Daten ist proportional zur Qualität des Anästhetikums Unterstützung für das Tier angeboten. Dieser erste Abschnitt Willen Detail der Ausrüstung und der erforderlichen Verfahren Anästhesie an der Maus zu schaffen, während dieses Protokoll durchführen.

1. Wählen Sie ein Anästhetikum Protokoll. Inhalations-Anästhetika haben viele positive Eigenschaften für PV-Loop-Analyse durchgeführt wird, obwohl einige injizierbare Protokolle als auch verwendet. Siehe die Diskussion um weitere Informationen über ein Anästhetikum Regime entschieden haben.
2. Sichere Drucksauerstofftanks an den OP-Tisch oder an der Wand in der Nähe der Operationsstelle.
3. Wenn Inhalations-Anästhetika, verwenden Sie einen Verdampfer, um sicherzustellen,korrekte Dosierung. Kalibrieren Sie Verdampfern jährlich zu gewährleisten, dass sie die geeignete Dosis von Narkosegas zur Verfügung stellen. Verbinden Verdampfern zu einem Durchflussmesser, die Steuerung der Geschwindigkeit ermöglicht, mit der das Gas das Anästhetikum Schaltung eintritt. Eingestellt auf 0,5 bis 1,0 L / min.
4. Verwenden, um einen Verteiler zu gerichtete Strömung von Narkosegas auf 1) die Induktionskammer, 2) eine Maske und 3) des Beatmungsgerätes ermöglichen. Scavenging Narkosegas ist von entscheidender Bedeutung und sollte durch ein aktives System, das entweder Lüftungsschlitze in einer Abzugshaube (oder ähnliche bauliche Infrastruktur) oder durch einen Kanister ausgelegt zu entfernen Anästhesiegasen durchgeführt werden.
   Hinweis: Bei den örtlichen Arbeitsschutz Beamten die Einhaltung aller örtlichen Vorschriften zu gewährleisten.
5. Pflegen Sie die Körperkerntemperatur von Heizkissen und / oder Wärmelampen. Kontinuierlich Körpertemperatur mit einem Thermometer rektal überwachen. Dies wird für die proaktive erhöht oder verringert im Erwärmung ermöglichen eine physiologische Körpertemperatur zu gewährleisten (ͭ6; 37 ° C) während der Erfassung von hämodynamischen Daten.
6. Geben Sie Flüssigkeit Unterstützung Blutverlust und unempfänglich Volumenverlust entgegenzuwirken.
   1. Eine 10% ige Lösung von Albumin in 0,9% NaCl mit 1 ml 25% Albumin und unter Zugabe von 1,5 ml 0,9% NaCl in einer Spritze.
   2. Bereiten Sie einen geringen Restvolumen intravaskulären Katheter.
      1. Mit einer Zange die Kunststoff-Nabe von einer 0,5-Zoll-30-Gauge-Nadel zu zerquetschen. Mit Nadelhalter, fassen Sie die Nadel und die Nabe entfernen. Kratzen Sie die restlichen Klebstoff von der Nadel eine hemostat verwenden. Legen Sie das stumpfe Ende der Nadel in einer Länge von Microbore Schläuche. Mit weniger als 20 Zoll Länge für die Schläuche.
   3. Verwenden einer Spritzenpumpe zu ermöglichen, genaue Mengen geliefert werden.
7. Achten Sie darauf, eine ausreichende Belüftung für die Sammlung von qualitativ hochwertigen PV-Daten. Es gibt eine Vielzahl von Maus-Ventilatoren zum Kauf angeboten. Druckgesteuerte Beatmungsgeräte bieten die geschlossene Umgebung für eine erforderliche inhalantnesthetic Gase und eine bessere Steuerung der Belüftung während des Verfahrens.
   1. Sicherzustellen , dass inspiratorische Drücke beschränkt auf <15 cm H ₂ O Barotrauma zu verhindern. Stellen Sie den Ventilator die Inspirationsimpuls während 35% des Atemzyklus zu liefern. Die Verwendung von positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) auf einem Niveau von 4 - 5 cm H ₂ O wird die Belüftung der Maus stark verbessern, indem Atelektase der Lunge zu verhindern und den Gasaustausch zu unterstützen.
   2. Begrenzen Sie den toten Raum distal der Y-Verbindung in der ventilatory Schaltung. Dies ist entscheidend, weil das Atemvolumen der Maus ist sehr klein und jeder tote Raum subtrahiert von der Lieferung von frischen atmeten Luft.
   3. Erstellen Sie eine Maus Größe endotracheal (ET) Rohr durch die Spitze Schneiden einer 20-Gauge-Verweil intravaskulären Katheter ab. Dies stellt eine verjüngte Spitze zum leichteren Einführen. Legen Sie das abgeschnittene Ende in die Y-Gelenk des Anästhetikums Schaltung.
   4. Verwenden Sie flexible Schläuche in den AtemSchaltung. Jede Strukturspeicher in den Schlauch werden externe Kräfte erzeugen, die das Potenzial haben, die Endotrachealtubus aus der Maus Luftweg zu ziehen.
   5. Lassen Sie die Maus, um die Atemfrequenz bestimmen, indem die niedrigste Rate verwenden, die die endogene Atemantrieb unterdrückt. Beginnen Sie mit einer relativ langsamen Atemfrequenz von etwa 60 Atemzüge pro Minute.
      Hinweis: Bei entsprechender Belüftung sollte die Maus sehr wenig Aufwand zu atmen. Wenn jedoch Belüftung nicht ausreicht, wird der Aufbau von CO ₂ im Blut Atemanstrengung durch die Maus zu initiieren. Wenn dies beobachtet wird, die Atemfrequenz zu erhöhen, ist eine geradlinige Weg alveoläre Ventilation zu erhöhen. Es ist oft notwendig, mit beta-adrenergen Rezeptorstimulation assoziiert Atmungsrate in Antwort auf Erhöhungen der Herzarbeit zu erhöhen.
   6. Sobald die Atmungskreis vorbereitet ist, Prüfdruck das System durch die Spitze des endotrachealen Verstopfung (ET) Rohrmit einem Finger. Achten Sie darauf , eine Atemwegsdruck von ≈10 cm H ₂ O. Dieser Test sollte nach jedem Verfahren durchgeführt, bevor sein.

2. Chirurgische Ansatz

1. Verwenden Sie kleine Zangen und Scheren und andere Geräte aus der Tabelle 1. Alle Instrumente sind recht klein für den einfachen Gebrauch in der vergrößerten Operationsfeld zu ermöglichen. Verwenden eine chirurgische Stereomikroskop ausreichende Vergrößerung für mehrere Aspekte des chirurgischen Eingriffs zu ermöglichen.
2. Verwenden Sie eine Kauter Hämostase während des Verfahrens zu maximieren.
   Hinweis: Es gibt ein paar große Klassen von Kauter. Thermokauter heizt ein dünnes Metallelement, das durch Muskelgewebe wird geschnitten und Blutungen zu stoppen. Diese Systeme sind zunächst relativ preiswert; jedoch ist es wichtig zu beachten, dass die Drahtspitzen sowohl zerbrechlich und relativ teuer sind. Elektrokauterisation Systeme sind teurer zunächst zu kaufen, aber die Spitzen sind sehr stabil und werden nicht werden müssen, ersetzend.
3. Induktion und OP - Vorbereitung
   1. Beziehen Sie das Körpergewicht der Maus.
   2. Platzieren Sie die Maus in eine Induktionskammer, die mit 5% Isofluran gefüllt ist.
      Hinweis: Die Maus nicht mehr als ein paar Minuten in dieser Umgebung überleben können. Nur 45 - 60 sec für die Maus benötigt, um ihre aufrichtenden Reflex (Bemühungen umdrehen, wenn sie auf dem Rücken oder Seite gelegt) zu verlieren.
   3. Sobald der Aufrichtreflex verloren geht, reduzieren Sie die Isofluran-Konzentration auf 2% und öffnen Sie das Narkosegas zu der Maske.
   4. Schnell übertragen Sie die Maus auf dem OP-Tisch und legen Sie sie in Rückenlage mit der Nase in der Maske.
   5. Wenn electrocautery mit Kochsalzlösung getränkten Gaze elektrisch zu koppeln die Maus an den Massefeld des Kauterisationssystem verwenden.
   6. Sichern Sie sich die Gliedmaßen mit chirurgischen Band. Dieses Band stellt Klebeeigenschaften auch bei Nässe.
   7. Legen Sie eine rektale Thermosonde zur Überwachung der KörperkernTemperatur. Sichern Sie sie mit Klebeband.
   8. Tragen Sie eine Enthaarungscreme auf den Hals und die Brust der Maus. Warten Sie 2 - 3 Minuten für das Enthaarungsmittel zu arbeiten, und entfernen Sie dann das Fell aus diesen Bereichen ein Wattestäbchen mit und / oder Labor wischt.
      Hinweis: Drapieren des Operationsfeldes ist nicht erforderlich, da dies eine nicht-Überleben Verfahren ist, kann jedoch erwünscht sein , die Chirurgen Exposition gegenüber dem cautery Erdkissen zu begrenzen, falls verwendet.
   9. Sobald die Maus für die Operation vorbereitet wird, beurteilen die chirurgische Ebene der Maus durch eine Zehe-Pinch durchführen. Sobald eine geeignete Narkosetiefe gewährleistet ist die Maus bereit für den ersten Schnitt.
4. Erhalten Kontrolle der Atemwege durch orale Intubation oder Tracheotomie. Tracheotomie ist ein praktischer Ansatz, der relativ einfach durchzuführen.
   Hinweis: In dieser Verfahrensbeschreibung alle Richtungen und Orientierungen für den Chirurgen relativ sein.
   1. Einen Einschnitt am level der sternalen Kerbe von ≈ 5 mm rechts von der 5 mm bis ≈ Mittellinie erstreckt, der Mittellinie nach links.
   2. Machen Sie einen zweiten Schnitt entlang der rechten Kante des ersten Einschnitt erstreckt, erstreckt rostral auf ein Niveau ≈ 2 mm kaudal bis zum Ende des Unterkiefers.
   3. Machen Sie einen dritten Schnitt von rostralen Ende des zweiten Einschnitt erstreckt sich über bis ≈ 5 mm links von Mittellinie. Ziehen Sie die resultierende Hautlappen auf der linken Seite das darunter liegende Gewebe zu belichten.
   4. Trennen Sie die Parotis und Glandula Speicheldrüsen an der Mittellinie durch stumpfe Präparation. Dadurch werden die zugrunde liegenden Muskulatur über der Trachea aussetzen.
   5. Unverblümt trennen den rechten und linken sternohyoideus Muskeln der Trachea zu belichten.
   6. Übergeben Sie einen ≈10 cm Stück 3-0 Seidennaht unter der Trachea, wobei darauf geachtet die Speiseröhre nicht enthalten.
   7. Identifizieren Standort für die Tracheotomie: nur kaudal des Larynx gibt es eine Lücke vor dem ersten Trachealring, ist dies eine Ideel Ort, um die Tracheotomie auszuführen.
   8. Stellen Sie die vielfältigen Anästhesiegas an das Beatmungsgerät zu schaffen, und schalten Sie den Ventilator.
   9. Undichtigkeiten überprüfen, indem Sie mit einem Finger die Spitze des endotrachealen (ET) Rohr stecken. Achten Sie darauf, eine Atemwegsdruck von ≈10 cmH2O.
   10. Mit einer 20-Gauge-Nadel wie ein Skalpell, einzuschneiden die Trachea. Machen Sie den Schnitt relativ breit, wie die ET Rohr ein großer Teil der Tracheallumen füllen.
   11. Umzug schnell, entfernen Sie die Maske und vorsichtig den ET-Tubus in die Luftröhre ein. Zwingen Sie es nicht wie das Gewebe sehr zerbrechlich sind und durch die Wand der Trachea brechen in einem Pneumothorax führen kann.
       Hinweis: Unmittelbar nach dem Einsetzen der Brust Ausflüge sollte deutlich werden.
   12. Sichern Sie die ventilatory Schaltung mit Klebeband die ET-Tubus herausgezogen wird, um zu verhindern.
   13. Binden Sie einen einzigen Überhandknoten in der 3-0 Naht zur Bildung einer Dichtung um den ET-Tubus.
       Hinweis: An dieser Stelle Brust Exkurseons sollte klar ersichtlich sein. Wenn nicht, ist es in der Regel die Positionierung des ET-Tubus in der Luftröhre, die das Problem ist. Ziehen Sie den ET Rohr zurück und versuchen Sie es neu zu positionieren, auf die Ausrichtung der Trachea als Führung zu konzentrieren.
5. Vorbereitung der Jugularvene - Site
   1. Fahren Sie die linke Speicheldrüsen rostro-seitlich die externe Halsvene auszusetzen.
   2. Halbierung der dünnen Muskel (sternomastoideus), um die Vene mit stumpfen Dissektion bedeckt. Dadurch wird die Außenfläche der Jugularvene belichten.
   3. Deaktivieren Sie bitte sorgfältig alle wichtigen Gewebestücke aus, obwohl Vorsicht geboten, da die Wände der Vene sehr dünn sind, verwendet werden müssen. Sobald dieser Vorgang abgeschlossen ist, decken Sie die Halsvene mit den Speicheldrüsen es später zur Kanülierung zu bewahren.
6. Thoracotomy; Eingabe der Pleuraraum ohne das Herz oder die Lungen schädigen
   1. Entfernen viel von der Haut Abdeckung der Brust die rechte Kante des ausfahrbarenOriginal Hautschnitt bis auf die Ebene des Xiphoidbasis, dann über die Mittellinie auf ≈ 1,5 cm von der Mittellinie nach links.
      Hinweis: Es sollte darauf geachtet werden , wenn durch die äußere Brustgefäße Schneiden, die eine bedeutende Quelle der Blutung sein kann. Cauterizing diese Schiffe vor ihnen Schneiden wird diese Blutung weitgehend verhindern.
   2. Mit stumpfer Präparation ziehen sich die Hautlappen seitlich darunter liegende Muskulatur zu belichten.
   3. Isolieren Sie das Einsetzen des pectoralis major auf der rechten Seite in der Nähe der Schwanz Aspekt des Brustbeins mit Schiff dilating Zange. Cauterize und den Muskel schneiden.
   4. Schnitt durch das pectoralis major entlang ihrer Befestigung an der Brustbeins. Kauterisieren der geschnittenen Kanten Hämostase zu gewährleisten.
   5. unterminieren Weiter, um den Latissimus auf der gleichen Seite, die ein großes Blatt Muskel ist die seitliche Aspekt der Maus abdeckt. Cauterize und diesen Muskel geschnitten und dann kranial das Schnittende zurückzuziehen. Dies kann einige stumpfe erfordernPräparation.
      Anmerkung: Die Rippen sind nun deutlich zu erkennen , und das Herz kann auch in einigen Mäusestämmen sichtbar. In den meisten Mäusen im kaudalen Hälfte des vierten Intercostalraum die Brust Betreten einen guten Zugang zum Herzen bieten. Der vierte ICR ist die zweite kaudalste Raum.
   6. Um die Brust geben, verwenden Sie ein Paar scharfe Pinzette vorsichtig durch die intercostal Muskelschichten sezieren nach unten.
   7. Sobald der Pleuraraum geöffnet wurde, legen Sie sorgfältig die stumpfe Spitze Schiff Dilatatoren. das Gefäß Dilatatoren sanft nach oben gerichtete Kraft auf der Brustwand zu schaffen, das stumpfe Ende Frühjahr Schere verwenden, um sorgfältig den Rest der Intercostalmuskeln einzuschneiden.
   8. Zunächst seitlich geschnitten, darauf achten, daß die Lungenlappen unterhalb zu schneiden. verlängern Weiter, um den Einschnitt median, aber bleiben Sie 3 bis 4 mm seitlich von der Mittellinie der inneren Brustwandarterie zu vermeiden.
      Hinweis: Die innere Brustgefäße parallel zum Brustbein laufenund kann zu erheblichen Blutverlust führen, wenn sie versehentlich schneiden.
   9. die Schnittkante der Intercostalmuskeln vorsichtig ätzen, ein kleines Wattestäbchen mit dem Gewebe nach oben zu rollen Kauter Kontakt mit geschnittenem Gewebe zu ermöglichen, ohne in Kontakt mit der Lunge kommen oder das Herz.
   10. Legen Sie eine Kochsalzlösung durchtränkt kleine Watte durch den Einschnitt gekippt zeigte auf der Mittellinie. Sorgen für eine sanfte Aufwärts Traktion der Brustwand weg von den darunterliegenden Strukturen zu ziehen. Beginnen Sie mit der Brustwand an der medialen Kante des Einschnitts Ausbrennen und ≈ 1 cm seitlich der Mittellinie auf der linken Seite endet.
   11. Vorzurücken des Applikators nach links, so daß es kontinuierlich unter dem cautery Spitze.
   12. Sobald das Gewebe gründlich verätzt wird, mit einer Schere vorsichtig durch das Brustbein zu schneiden. Die Spitze des Herzens soll an dieser Stelle deutlich sichtbar sein.
   13. Mit stumpfen Dissektion, stören die Herzbeutel und identifizieren die kaudale Hohlvene.
   14. Prüfen Sie, ob Hinweise auf eine Blutung und ätzen es jetzt. Sobald alle Blutungen angesprochen wurde, entfernen Sie sorgfältig die Drapierung, die Kauter Erdungskissen, und die Kochsalzlösung getränkten Gaze.
7. Platzieren des Jugularvenenkatheter
   1. Verbinden Sie den Katheter hergestellt in Schritt 1.6.2 an der Spritze, die 10% Albumin, indem Sie vorsichtig den Schlauch über eine 30-Gauge-Nadel rutscht.
   2. Beginnen Sie das Albumin durch den Katheter infundiert.
   3. Richten Sie den Katheter, so dass die Nadel liegt auf der Halsvene auf seine eigene, mit der Nadel Schräge nach oben. Verwenden Sie bei Bedarf einen Nadelhalter die Nadel in den Schlauch zu drehen, um die Schräge auf die richtige Ausrichtung zu bewegen.
   4. Wenn der Katheter vollständig geleert wird die Infusion zu stoppen.
   5. Fassen Sie die Katheter-Nadel mit einer Zange. Mit der anderen Hand, verwenden Sie eine Gewebe Zange die Speicheldrüse zurückzuziehen Visualisierung der Halsvene zu ermöglichen. Ziehen Sie vorsichtig an das Gewebe, das distale jugular umgebendenVene an der Gefäßwand zu schaffen Spannung. Mit einem flachen Winkel von Ansatz, legen Sie vorsichtig die Nadel in die Vene. Schieben Sie die Spitze der Nadel 3 bis 4 mm in das Gefäß.
   6. Vor dem Lösen der Katheterschlauch mit einem Stück Klebeband der Katheter Nadel zu sichern, wird begrenzen diese jede Bewegung der Nadel einmal freigegeben.
   7. Lassen Sie die Nadel und ziehen Sie vorsichtig wieder auf den Spritzenkolben, um zu bestätigen, dass der Katheter in das Lumen des Gefäßes ist, durch das Blut in der Leitung zu visualisieren.
   8. Sobald richtig positioniert den Katheter mit chirurgischen Klebstoff befestigen Sie die Nadel auf die zugrunde liegenden Speicheldrüsen zu befestigen.
   9. Berechnen des Gesamtvolumens werden infundiert. Wenn es keine signifikanten Blutverlust Gewicht ein Volumen von 5 ul / g Körper war ausreichend. Bei wesentlichen Blutverlust betrug Infundieren 6-6,5 & mgr; l / g erforderlich. Stellen Sie die Durchflussrate, so dass die gesamte Infusion vollständig ist in 10 bis 15 min.
8. PV Katheterplatzierung in derLinke Ventrikel
   1. Während des chirurgischen Eingriffs oben beschrieben, stellen die PV-Katheter in einer Spritze, die eine Salzlösung enthält, um es zu ermöglichen, äquilibrieren.
   2. Kurz vor der Platzierung, bewegen Sie die Spritze und Katheter neben der Maus. Mit der Katheterspitze in etwa auf der gleichen Höhe wie das Herz, die Nulldruckwert.
   3. eine Kochsalzlösung getränkt kleinen Baumwoll Mit Stäbchens, das Herz manövrieren Visualisierung der Spitze zu ermöglichen.
   4. eine 25-Gauge-Nadel, eine Stichinzision in die Mitte des Scheitels wie möglich zu machen so nah.
   5. Nach dem Entfernen der Nadel, legen Sie schnell den Katheter durch den Einschnitt. Es braucht nicht viel Kraft, um den Katheter einzuführen, so zurückhalten, wenn der Katheter in die Herzkammer voran. Gelegentlich ist es notwendig, einen zusätzlichen Stichinzision auszuführen. Wenn dies erforderlich ist, versuchen, den nachfolgenden Einschnitt in der Nähe der Anfangsposition auszuführen Schädigung des Herzens zu minimieren.
      Nichte: Sobald der Katheter in den Ventrikel vorgeschoben wird , die endgültige Platzierung ist von entscheidender Bedeutung. Die ventrikuläre Druckkurve wird durch einen niedrigen diastolischen Druck (<10 mmHg) und einem hohen systolischen Druck (> 80 mmHg an dieser Stelle) ersichtlich. Idealerweise wird der Katheter nur in dem Ventrikel in dem Ventrikel mit den äußeren Elektroden zentriert werden. Feineinstellungen in die Position des Katheters kann durch die Beobachtung der PV-Loop-Daten durchgeführt werden, auf der Suche nach einem kastenförmigen Verfolgung mit ≈ 90 ° Winkel zwischen den Seiten.

3. Verfahrens Einzelheiten

Hinweis: Sobald der Katheter an Ort und Stelle eine kurze Stabilisierungsphase ist (10 bis 15 min) das Tier zu ermöglichen , notwendig ist , von einigen der akuten chirurgischen Stress zu erholen und die Zeit für die Infusion von Flüssigkeiten zu ermöglichen. Nach dieser Stabilisierungsperiode kann die tatsächliche Protokoll beginnen.

1. Sobald der PV-Katheter gelegt und chirurgische Manipulation aufgehört hat,Drehen Sie die Isofluran 1% bis ≈ wie die Notwendigkeit für eine tiefe chirurgische Ebene der Anästhesie verringert.
   1. Während dieser Zeit überwachen sorgfältig die Maus, um sicherzustellen, dass ein angemessenes Niveau der Narkose gehalten wird. beurteilen Sie sorgfältig jede Bewegung; Bewegung der Atemmuskulatur schlägt ein Niveau der Hypoventilation und kann durch Erhöhung der Atmungsrate des Ventilators zu richten. Die Bewegung der Gliedmaßen oder Zucken der Whisker sind Anzeichen dafür, dass die Maus zu hell wird immer mehr Betäubung erfordert.
      Hinweis: Es gibt eine große Vielfalt von Permutationen von Behandlungen , die mit diesem Protokoll in Kombination verwendet werden können. Viele dieser Behandlungen wird die Infusion von Medikamenten erfordern. Es ist wichtig, das Totraumvolumen effektiv zu verwalten. Lösung Schalter kann durch Schieben des Katheterschlauch von der Nadel einer Spritzenpumpe mit dem anderen erreicht werden. Dadurch kurz vor dem Ende der früheren Infusions ermöglicht den Katheterschlauch zu ladendemit dem nächsten Medikament. Es ist notwendig, das Volumen innerhalb der Katheterschlauch zu kennen, den Zeitpunkt der Lösung Schalters zu bestimmen. Die Einführung einer kleinen Luftblase in der Leitung ermöglicht die genaue Zeitsteuerung des Infusions Schalters bestimmt wird; diese Blase in den venösen Kreislauf infundiert wird gut vertragen.
2. Ändern Sie die Belastungsbedingungen des Herzens durch Vorspannung senken und die Erhöhung der Nachlast.
   1. Reduzieren Sie die Vorspannung durch den venösen Rückstrom zum Herzen blockiert. Bei dieser Herstellung, zu visualisieren und die kaudale Hohlvene zu verschließen, wie es von der Membran zum Herzen gelangt. Führen Sie diese Okklusion glatt und relativ schnell, nachhaltig nicht mehr als 2 - 3 sec. Erhöhen Sie vorübergehend die linksventrikuläre Nachlast durch eine sanfte Bauchkomprimierung dauerhafte 1-2 sec.
   2. Während dieser Änderungen beim Laden des Herzens, Pause respirations jedes Artefakt durch das Beatmungsgerät eingeführt zu beseitigen.
3. Kalibrieren Sie das Volumensignal mit the Leitwert Kathetern. Diese Verfahren sind nicht notwendig, mit Kathetern mit Zulassung Technologie.
   1. Nach dem Versuchsprotokoll injizieren von 5 bis 10 & mgr; l hypertonen Kochsalzlösung (20% NaCl), um die Parallelleitfähigkeit zu berechnen.
   2. Blut durch den Katheter zu entfernen und Ziehen von Blut aus dem linken Ventrikel in eine heparinisierte Spritze. Dieses Blut in Küvetten mit bekanntem Volumen und verwenden Sie den Katheter die Leitfähigkeit zu messen.
   3. Mithilfe der Küvette Leitwert misst die Leitfähigkeit Signal-zu-Volumen zu konvertieren und die Parallelleitfähigkeit ist notwendig, die absolute Volumen durch den Katheter gemessen zu definieren.
4. Sobald das Protokoll abgeschlossen ist, einschläfern die Maus durch das Herz folgende Trennung der Vena Cava und Aorta-Anhänge zu entfernen.

Ergebnisse

Per Konvention Volumen ist auf der X-Achse und der Druck auf der Y-Achse aufgetragen , wie in 1. Die Druck-Volumen - Schleifen aus Plotten Druck gegen Volumen ein Rechteck ähneln sollen, die vertikalen Kanten darstellt isovolumetrischen Druckänderungen (dh wenn beide Mitral- und Aortenklappen sind geschlossen). Die untere horizontale repräsentiert durch die Mitralklappe und dem oberen horizontalen Abschnitt darstellt ventrikulären Entleerung durch die Aortenklap...

Diskussion

Es gibt drei kritische Schritte in diesem Verfahren: 1) die Anordnung des Endotrachealtubus und geeignete Belüftung, 2) Platzierung des jugulare IV-Katheter, und 3) die richtige Platzierung des PV Katheters in den linken Ventrikel. die entsprechende Atemfrequenz zu bestimmen ist ein wichtiger Teil Beatmungsunterstützung bereitzustellen. Conscious Mäuse im Allgemeinen Alveolarventilation mit schnelle flache Atemzüge halten. In der Regel wird belüftet Mäuse haben viel größeren Hubvolumen. Somit wird ein langsamer wird die...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Dumont 5/45 (2)	Fine Science Tools	11251-33
Gefäßdilatationszange	Fine Science Tools	18153-11
Castroviejo Mikrodissektion Federschere	Roboz Instruments	RS-5668
Octogon Pinzette - gezahnt/gebogen	Fine Science Tools	11041-08
Octogon Pinzette - gezackt/gerade	fein Science Tools	11040-08
Dissektorschere - schwere Klinge	Fine Science Tools	14082-09
Transpore Chirurgisches Klebeband	3M	1527-1
3-0 Seidennaht	Fine Science Tools	18020-30
TOPO Beatmungsgerät	Kent Scientific	TOPO
Martin ME 102 Elektrochirurgische Einheit	Harvard Apparat	PY2 72-2484
Spritzenpumpe	Lucca Technologies	GenieTouch
Stereomikroskop mit Galgenstativ	Nikon	SMZ-800N
Thermoelement-Thermometer	Cole Parmer	EW-91100-40
T/Pumpe Warmwasser-Umwälzpumpe	Kent Scientific	TP-700
ADVantage Druck-Volumen-System	Transsonisch	ADV500
Datenerfassung und -analyse	DSI	Ponemah ACQ-16