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Methodenartikel

Neutrophilen-Isolierung und Analyse zur Bestimmung ihrer Rolle in der Lymphom-Zellempfindlichkeit therapeutische Mittel

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⸱

DOI:

10.3791/53846

⸱

25. März 2016

 , 
1Immunity, Microenvironment, Virus, Cancer Research Center in Lyon

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Neutrophile sind die am häufigsten vorkommende Art von weißen Blutkörperchen. Die Isolierung von Neutrophilen aus menschlichem Blut durch die Dichtegradiententrennungsmethode und die Differenzierung von humanen promyelozytären (HL60) Zellen entlang des granulozytären Weges werden hier beschrieben; ihre Rolle bei der Empfindlichkeit von Lymphomzellen gegenüber Anti-Lymphom-Wirkstoffen zu testen.

Zusammenfassung

Neutrophile sind die am häufigsten vorkommende (40% bis 75%) Art von weißen Blutkörperchen und gehören zu den ersten Entzündungszellen, die zum Ort der Entzündung wandern. Sie sind wichtige Akteure im angeborenen Immunsystem und spielen eine wichtige Rolle in der Krebsbiologie. Neutrophile wurden als Schlüsselmediatoren der malignen Transformation, der Tumorprogression, der Angiogenese und bei der Modulation der Antitumorimmunität vorgeschlagen; durch ihre Freisetzung löslicher Faktoren oder ihre Wechselwirkung mit Tumorzellen. Um die spezifischen Funktionen von Neutrophilen zu charakterisieren, ist eine schnelle und zuverlässige Methode für die in vitro Isolierung von Neutrophilen aus menschlichem Blut begehrt. Hier wird eine Dichtegradienten-Trennungsmethode demonstriert, mit der sowohl neutrophile als auch mononukleäre Zellen aus dem Blut isoliert werden können. Das Verfahren besteht darin, die Dichtegradientenlösung wie Ficoll sorgfältig über das verdünnte Blut von Patienten zu schichten, bei denen chronische lymphatische Leukämie (CLL) diagnostiziert wurde, gefolgt von einer Zentrifugation, Isolierung der mononukleären Schicht, Trennung von Neutrophilen von Erythrozyten durch Dextran und anschließender Lyse der verbleibenden Erythrozyten. Es hat sich gezeigt, dass mit dieser Methode Neutrophile ≥ einer Reinheit von 90 % isoliert werden können. Um die Mikroumgebung des Tumors nachzuahmen, wurden 3-dimensionale (3D) Experimente mit Basalmembranmatrix wie Matrigel durchgeführt. Aufgrund der kurzen Halbwertszeit von Neutrophilen in vitro können keine 3D-Experimente mit frischen humanen Neutrophilen durchgeführt werden. Aus diesem Grund werden promyelozytäre HL60-Zellen entlang des granulozytären Weges mit den Differenzierungsinduktoren Dimethylsulfoxid (DMSO) und Retinsäure (RA) differenziert. Das Ziel unserer Experimente ist es, die Rolle von Neutrophilen auf die Empfindlichkeit von Lymphomzellen gegenüber Anti-Lymphom-Wirkstoffen zu untersuchen. Diese Methoden können jedoch verallgemeinert werden, um die Wechselwirkungen von Neutrophilen oder neutrophilenähnlichen Zellen mit einer Vielzahl von Zelltypen in verschiedenen Situationen zu untersuchen.

Einleitung

Angeborene Immunzellen bilden einen wesentlichen Teil der Zellen innerhalb der Tumor - Mikroumgebung und wurden mit Tumor Malignität in Patienten und Tiermodellen von Krebs 1 verbunden. Vor kurzem hat es sehr geschätzt werden , dass eine chronische Immunreaktionen eine entscheidende Rolle bei der Förderung der Tumorprogression, Metastasierung und Resistenz gegen Chemotherapien 2 spielen. Makrophagen sind wichtige angeborenen Immunzellen , die direkt gezeigt worden ist, um Tumorzellantwort auf Chemotherapie 3,4 regulieren. Allerdings ist die Rolle der Neutrophilen, wichtige Akteure in der angeborenen Immunsystems, bei der Regulierung der Tumor Reaktion auf Anti-Krebs-Behandlung nicht bekannt. Die Ziele dieser Protokolle sind eine schnelle und glaubwürdige Methode zu verwenden Neutrophilen von CLL Patienten Blutproben zu trennen und HL60-Zellen entlang der granulocytic Weg, um ihre Rolle zu unterscheiden bei der Regulierung der Empfindlichkeit von Lymphomzellen zu Anti-Lymphom-Agenten zu studieren.

Neutrophile sind die am häufigsten vorkommende zelluläre Komponente des angeborenen Immunsystems im Blut 5 und wirken als erste Verteidigungslinie gegen Mikroorganismen 6 eindringen. Neutrophile haben eine wesentliche Rolle 7 wirksam angeborenen Immunantwort zusätzlich zu den variablen Effektor - Funktionen in verschiedenen pathologischen Zuständen in steigenden. Daher ist eine schnelle und glaubwürdige Methode Neutrophile von anderen Blutzellen, wie Dichtegradient - Trennverfahren zu isolieren, ist für in vitro - Studien erforderlich. Unter Verwendung dieses Verfahrens zur Isolierung von Neutrophilen erleichtert die weitere Forschung auf Neutrophilen-vermittelten immunologischen Funktionen in vivo und ex vivo.

Die Fähigkeit , reine Populationen von Neutrophilen zu erhalten , ist ein wichtiger erster Schritt für die Untersuchung von Patienten mit immunologischen Erkrankungen 8. Dichtegradienten-Trennungsverfahren ist ein ideales Verfahren, bei dem eine hohe Ausbeute an Zellen erhalten wird. Die method beinhaltet die Zugabe von Dichtegradient-Lösung in den Boden eines Röhrchens verdünnten Humanblut durch Zentrifugation für 35 min bei 300 g ohne Bruch enthält, gefolgt. Der Ring der einkernigen Zellen erscheint an der Schnittstelle und die Neutrophilen liegen unterhalb des ersteren. Diese Verfahren haben erhebliche Vorteile gegenüber anderen verfügbaren Verfahren, wie Neutrophilen - Isolierungs - Kits , die 9 viel teurer sind. Zusätzlich Neutrophilen aus menschlichem Blut durch kommerzielle Kits unter Verwendung von Antikörpern, die an einen Oberflächenmarker spezifisch für humane Neutrophile, erhöhen das Risiko von Zell-Aktivierung oder Differenzierung zu isolieren. Dichtegradienten Trennungsverfahren erlaubt die Isolierung von neutrophilen Granulozyten innerhalb eines kurzen Zeitraums. Innerhalb der gleichen Schritt werden mononukleäre Zellen ebenfalls abgetrennt und gewonnen. Es ist eine grundlegende Technik, bei dem eine hohe Ausbeute an reinen Zellen, um erhaltene funktionelle Integrität zu erzielen.

Um den Tumor microenv zu imitierenironment wurden 3D-Experimente durchgeführt. In Anbetracht der kurzen Halbwertszeit von Neutrophilen in vitro, sind die 3D - Experimente mit frischen menschlichen Neutrophilen nicht schlüssig. Dimethylsulfoxid (DMSO) und Retinsäure (RA) mit Hilfe der Differenzierungsinduktoren Aus diesem Grund promyelocytic (HL60-Zellen) induziert in Neutrophilen-ähnliche Zellen zu differenzieren. Mit differenzierten HL60 - Zellen (HL60 diff) wird verhindert , dass unterschiedliche Reaktionen von Neutrophilen, die aufgrund Isolierung von verschiedenen Spendern.

In - vitro - 3D - Kulturmodelle stellen eine Zwischenstufe zwischen In - vitro - 2D - Modelle und in vivo Modellen. Im 2D-Kultur, breiteten sich die Zellen auf Kunststoff-Oberfläche unnatürliche Zelle Anhänge abgeschiedenen Proteine ​​bilden, die auf dieser synthetischen Oberfläche denaturiert werden. Umgekehrt können die Zellen in 3D-Kulturform natürliche Zell-Zell-Anlagen, da die Zellen und die extrazelluläre Matrix synthetisieren sie das natürliche Material, an dem sie angebracht sind.Aus diesem Grund 3D Kokultur Modellen, insbesondere zwischen Krebszellen und anderen Zelltypen, ist der Beitrag zu Tumorwachstum, Angiogenese und Metastasierung sehr nützlich für die Anzeige. Als Ergebnis machen 3D - Kulturen die Zellkultur , die physiologischen Bedingungen nachahmen , die mit 10 in vivo existieren.

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Protokoll

1. Neutrophilen-Isolierung und Co-Kultur mit primären leukämischen Zellen

HINWEIS: Die Verfahren wurden im Rahmen der Genehmigung von Lyon Krankenhaus Ethikkommission bei allen Patienten durchgeführt, informierte Zustimmung zu unterzeichnen.

  1. Isolierung von primären leukämischen Zellen und Neutrophile
    1. Sammeln Sie Rohre aus dem peripheren Blut auf EDTA (1,8 mg EDTA pro Milliliter Blut) von Patienten mit chronischer lymphatischer Leukämie diagnostiziert (CLL).
    2. Ist jeweils mit 15 ml Blut in einen sterilen 50 ml-Röhrchen und verdünnt mit 15 ml RPMI (Verdünnung 1: 1), dann vorsichtig und langsam 15 ml Dichtegradient-Lösung auf den Boden des Rohres, ohne die Phasen zu vermischen. Sicherzustellen, dass der Dichtegradient-Lösung bei RT für die Zubereitung ist.
    3. Zentrifuge bei 300 × g für 35 min bei RT ohne Bremse. Das Blut sollte in vier verschiedene Phasen trennen , wie in Figur 1A von oben nach unten gezeigt: Thrombozyten und Plasma, mononukleäre Zellen (white Ring), Dichtegradientenlösung, Granulozyten und Erythrozyten.
    4. Sammeln Sie den weißen Ring, der die primären leukämischen Zellen mit einer Kunststoff-Pasteur-Pipette und an einem neuen 50-ml-Tube darstellt.
      1. Das Rohr wird mit PBS (enthält Calcium und Magnesium) bis zu 50 ml in total und Zentrifuge bei 300 g für 10 min bei RT.
      2. bis zu 50 ml in total und Zentrifuge bei 300 g für 10 min bei RT das Pellet mit 5 ml PBS dann PBS hinzu.
      3. Das Pellet mit komplettem RPMI-Medium (RPMI 1640 mit 10% fötalem Rinderserum (FBS), 2 mM Glutamin, 100 U / ml Penicillin und 100 mg / ml Streptomycin) zum Zählen der Lebensfähigkeit der Zellen-Zähler verwendet wird.
    5. Aspirieren die oberen Phasen der Granulozyten und Erythrozyten-Phase verlassen und PBS summieren sich zu 25 ml dann 3% Dextran in 0,9% NaClup in insgesamt 50 ml hinzu. Mischen Sie die Röhrchen 10 Mal und halten sie für 30 min bei RT ohne sich zu vermischen.
    6. Sammeln Sie die obere RBC-armen Neutrophilen Schicht eind sie in ein sauberes steriles 50 ml Röhrchen platzieren und die Röhrchen bei 300 g für 10 min bei RT zentrifugiert. bis zu 50 ml insgesamt resuspendieren jedes Pellet mit 5 ml PBS dann Puffer Lyse der Erythrozyten hinzufügen.
    7. Halten der Rohre in Dunkelheit für 15 min bei RT, dann bei 500 g für 10 min bei RT zentrifugiert. Waschen Sie die Pellets mit PBS (add PBS bis zu 50 ml insgesamt) bei 500 g zentrifugiert werden für 10 min bei RT.
    8. Resuspendieren der Pellets mit komplettem RPMI-Medium zum Zählen der Lebensfähigkeit der Zellen Zähler verwendet wird. Halten Sie 3 x 10 5 jeder Zelltyp in 50 ul PBS-FBS (4%) in 5 ml Kunststoffröhrchen , die Reinheit ihrer Isolation zu bestimmen , mittels Durchflusszytometrie.
  2. Analysieren Sie die Morphologische Einsätze der isolierten Zellpopulationen
    1. Dazu resuspendieren je 3 x 10 4 Neutrophilen und 3 x 10 4 mononukleären Zellen in 150 & mgr; l komplettes RPMI Medium. Montieren Sie die Glasobjektträger, Filterkarten und Probenkammern in der Cytospin Zentrifuge, um sicherzustellen, dass ter Zentrifuge ist gut ausbalanciert.
    2. Platzieren Sie jede Zelltyp in die Probenkammer und Zyto-Zentrifuge bei 750 × g für 10 min bei RT Entfernen Sie die Folien, Filterkarten und Probenkammern aus der Zentrifuge. Disassemblieren vorsichtig, um nicht die Zellen auf dem Objektträger zu beschädigen. Entsorgen Filterkarten und Probenkammern.
    3. Stain die Zellen mit Giemsa-Kit und halten Sie die Folien für 1 Stunde trocknen lassen. Untersuchen Sie die Zellen unter dem Mikroskop mit 100-facher Vergrößerung.
  3. Testen Sie die Reinheit der isolierten Zellen durch FACS
    1. Beschriften der isolierten primären leukämischen Zellen , die mit anti-human CD19 - Antikörper , konjugiert an APC (5 & mgr; l / 10 6 Zellen). Beschriften der gereinigten Neutrophilen mit einer Mischung aus anti-human - Antikörper aufgelistet in Tabelle 1 (5 & mgr; l / 10 6 Zellen). Inkubieren der Zellen in Dunkelheit für 30 min bei 4 o C.
    2. Waschen Sie die Zellen mit 500 ul PBS-FBS (4%) der Zentrifuge die Röhrchen bei 300 g für 5 min bei RT.
    3. Resuspendieren jedes Pellet in 200 & mgr; l PBS-FBS (4%).
    4. Analysieren Sie mit einem Durchflusszytometer, mit dem folgenden optischen Konfiguration: 488-nm-Laser: FSC-A (488 nm), SSC-A (488 / 10BP), FITC (530/30 BP), PerCP-Cy5.5 (695/40 BP ), PE (575/26 BP); 633-nm-Laser: APC (660/20 BP), APC-Cy7 (780/60 BP). Sicherstellen, dass die Farbkompensation.
  4. Cokultur von primären leukämischen Zellen mit Autologe Neutrophile
    1. Seed 2 x 10 5 Zellen / ml der primären leukämischen Zellen allein oder mit autologem Neutrophilen im Verhältnis 1:10 in komplettem RPMI - Medium. Dazu Zellzahlen durch Verdünnen von Zellsuspensionen einzustellen und mit 2 x 10 5 Zellen / ml der primären leukämischen Zellen zu 2 x 10 6 Zellen / ml Neutrophilen. Vorsichtig mischen.
    2. Zugeben von 25 & mgr; M Bruton-Tyrosinkinase (Btk) -Inhibitor (Ibrutinib) zu den Zellen. Inkubieren für 24 Stunden bei 37 ° C mit 5% CO 2.
  5. Zellernte und FACS Analyse
    1. Collect die Zellen in 5 ml Kunststoffröhrchen für die FACS-Analyse und zentrifugiert bei 300 g für 5 min bei RT die Rohre. Waschen der Pellets mit 1 ml PBS-FBS (4%), dann bei 300 g für 5 min bei RT zentrifugiert.
    2. Resuspendieren Pellets in Annexin V und PI kommerziellen Kits und die Zellen in Dunkelheit für 10 min bei RT inkubiert. Analysieren Sie mit einem Durchflusszytometer die Gating - Strategie von 2A mit und der folgenden optischen Konfiguration: 488 - nm - Laser: FSC-A (488 nm), SSC-A (488 / 10BP), FITC (530/30 BP), PI (610 / 20 BP). Sicherstellen, dass die Farbkompensation.

2. Differenzierung von HL60-Zellen entlang der Granulozytäre Pathway und ihre Cokultur mit RL-Lymphom B-Zellen in 3D-Modell

  1. Differenzierung von humanen promyelocytic (HL60) Zellen in Neutrophilen-ähnliche Zellen
    1. Einstellen HL60 Zellzahl bis 3 x 10 5 Zellen / ml fügen Sie dann 1 uM Retinsäure (RA) und 1,25% DMSO deren Differenzierung zu induzieren. Samen je 3 x 10 5 HL 60 Zellen pro Vertiefung in 48-Well - Platte dann mit 5% CO 2 bei 37 ° C für 48 Stunden inkubiert.
    2. Später wurden die Zellen und Zentrifuge bei 300 g für 5 min bei RT sammeln. Resuspendieren der Zellen mit komplettem RPMI-Medium zum Zählen der Lebensfähigkeit der Zellen Zähler verwendet wird.
    3. Dann Zellsuspension in komplettem RPMI - Medium verdünnt auf HL60 Zellzahl bis 3 x 10 5 Zellen / ml und induzieren wieder ihre Differenzierung durch Zugabe von 1 & mgr; M Retinsäure (RA) und 1,25% DMSO einzustellen. Samen je 3 x 10 5 HL60 - Zellen pro Well in 48-Well - Platte und Inkubation für weitere 48 Stunden bei 37 ° C mit 5% CO 2.
  2. Analyse von HL60 Differenzierung (HL60 diff)
    1. Sammeln Sie die Zellen und Zentrifugieren der Röhrchen bei 300 g für 5 min bei RT. Das Pellet mit komplettem RPMI-Medium zum Zählen der Lebensfähigkeit der Zellen Zähler verwendet wird.
    2. Um die Änderungen in der Zelloberflächenmarker-Expression mittels Durchflusszytometrie analysiert. Legen Sie jedes 3 x 10 5 undifferenzierte HL60 - Zellen (aus der Zellkultur) und 3 x 10 5 Zellen HL60 diff in 5 ml Kunststoffröhrchen für die FACS - Analyse und zentrifugieren die Röhrchen bei 300 g für 5 min bei RT.
    3. Resuspendieren der Pellets in 50 & mgr; l PBS-FBS (4%). Beschriften der Zellen mit anti-Mensch - CD11b konjugiert AF700 oder anti-human CD38 , konjugiert an APC (5 & mgr; l / 10 6 Zellen). Inkubieren der Zellen in Dunkelheit für 30 min bei 4 o C.
    4. Waschen mit 500 ul PBS-FBS (4%), dann bei 300 g für 5 min bei RT zentrifugiert. Resuspendieren der Pellets in 200 ul PBS-FBS (4%).
    5. Analysieren Sie auf Durchflusszytometer mit der Gating - Strategie von 3A und die folgende optische Konfiguration: 488 - nm - Laser: FSC-A (488 nm), SSC-A (488 / 10BP); 633-nm-Laser: APC (660/20 BP), Alexa Fluor 700 (730/45 BP).
    6. Um die morphologischen Veränderungen in HL60 diff zu testen, zu immobilisieren , die Zellen auf Glasobjektträger für die mikroskopische Untersuchung.
      1. Um dies zu tun, resuspendieren jedes 3 x 10 4 undifferenzierte HL60 - Zellen (aus Zellkultur) und 3 x 10 4 HL60 diff in 150 ul komplettem RPMI Medium. Montieren Sie die Glasobjektträger, Filterkarten und Probenkammern in der Cytospin Zentrifuge, um sicherzustellen, dass die Zentrifuge ausgeglichen ist.
      2. Platzieren Sie jede Zelltyp in die Probenkammer und Zyto-Zentrifuge bei 1500 Umdrehungen pro Minute für 10 Minuten bei RT. Entfernen Sie die Folien, Filterkarten und Probenkammern aus der Zentrifuge. Disassemblieren vorsichtig, um nicht die Zellen auf dem Objektträger zu beschädigen. Entsorgen Filterkarten und Probenkammern.
      3. Stain die Zellen mit Giemsa-Kit und halten Sie die Folien für 1 Stunde trocknen lassen. Untersuchen Sie die Zellen unter dem Mikroskop mit 100-facher Vergrößerung.
  3. 3-dimensionale (3D) Kultur
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Materialien, die in diesem Experiment verwendet werden, sind kalt und das Experiment auf Eis stattfindet.
    1. Resuspendieren je 5 x 10 4 RL - Zellen, entweder allein oder mit HL60 diff gemischt Im Verhältnis RL: HL60 diff 1:10 mit 300 Matrix ul Basalmembran 1 ml Pipettenspitze mit einer sterilen Schere , um die Öffnung zu etwa 2 bis 3 mm zu erweitern geschnitten werden. Vermeiden Blasen während dieses Schritts.
    2. Samen je 300 ul Zellsuspension / Well in 24-Well-Platte. Vermeiden Blasen während dieses Schritts. Die Platte für 30 Minuten bei 37 ° C mit 5% CO 2 dann 1 addieren ml RPMI - Medium für jede Vertiefung und Inkubation für 7 Tage bei 37 ° C mit 5% CO 2 abzuschließen. Ändern Sie das Medium alle zwei Tage. In 10 nM Vincristin am Tag 5.
  4. FACS - Analyse
    1. Nach 7 Tagen Kultur absaugen Medium und waschen Sie jede Vertiefung mit 1 ml eiskaltem PBS zweimal. 3 ml / Vertiefung von eiskaltem PBS-EDTA (5 mM). Nehmen Sie das Gel aus dem Boden des Bohrlochs durch Abkratzen der Unterseite von 200 ul Pipettenspitze. Schütteln Sie die Platte vorsichtig auf Eis für 30 min.
    2. Übertragen Zellsuspension in sterile 15-ml-Röhrchen und schütteln die Röhrchen sanft auf ice für weitere 30 min. Überprüfen Sie, ob das Auftreten von homogenen Zellsuspension. (Wenn es nicht der Fall ist, dann schütteln die Zellen für längere Zeit oder mehr hinzufügen PBS-EDTA).
    3. Zentrifugiere die Röhrchen bei 300 xg für 10 min bei RT. Waschen Sie die Pellets mit PBS dann bei 300 g für 10 min bei RT zentrifugiert werden.
    4. Resuspendieren mit PBS-FBS (4%) und Etikett mit anti-human - CD19 - Antikörper an PE-Cy7 konjugiert und Anti-Human - CD38 - Antikörper konjugiert an APC (5 & mgr; l / 10 6 Zellen). In dunklen Inkubieren für 30 Minuten bei 4 ° C.
    5. Waschen mit 500 ul PBS-FBS (4%), dann Zentrifugenröhrchen bei 300 g für 5 min bei RT. Resuspendieren der Zellen mit Annexin V und PI kommerziellen Kits.
    6. Analysieren Sie auf Durchflusszytometer mit der Gating - Strategie von 4A und die folgende optische Konfiguration: 488 - nm - Laser: FSC-A (488 nm), SSC-A (488 / 10BP), FITC (530/30 BP), PI (610 / 20 BP), PE-Cy7 (780/60 BP); 633-nm-Laser: APC (660/20 BP). Sicherstellen, dass die Farbkompensation.

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Ergebnisse

Dichtegradiententrennung hier beschriebenen Verfahren liefert primären leukämischen Zellen und unstimulierte aus dem Blut von CLL - Patienten isoliert Neutrophilen 1A die verschiedenen Blutschichten nach Dichtegradientenzentrifugation (von oben nach unten darstellt , die erhalten. Blutplättchen und Plasma, weißen Ring der einkernigen Zellen darstellt, Dichtegradientenlösung, Granulozyten und Erythrozyten). 1B und 1C zeigen die Unterschiede in den morphol...

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Diskussion

Hier beschrieben, eine wirksame, einfach, schnell und preiswert Protokoll zur Isolierung von Neutrophilen aus menschlichem Blut mit hoher Reinheit Dichtegradientenzentrifugation Ansatzes und innerhalb der gleichen Schritt mononukleären Zellen werden ebenfalls abgetrennt und gewonnen. Die isolierten Zellpopulationen sind ≥90% rein.

Es sind mehrere Verfahren für neutrophile Isolierung aus menschlichem Blut zur Verfügung. Diese umfassen ähnliche Verfahren unter Verwendung von diskontinuierliche...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde vom Institute National du Cancer (INCa-DGOS-4664) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
RPMI 1640 Gibco Invitrogen21875-034
Fötales Rinderserum (FBS)Gibco Invitrogen10270-106
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS enthält Calcium und Magnesium)Gibco Invitrogen14040-091
N-Acetyl-L-alanyl-L-glutamin (L-Glutamin)Lebenstechnologien25030-024
Penicillin-Streptomycin (Pen-Streptomycin)Lebenstechnologien15140-122
Bruton-Tyrosinkinase (Btk)-Hemmer (Ibrutinib)CliniSciencesA3001
Vincristine EG labo
BD Matrigel Basalmembran-Matrix BD Biosciences354234Über Nacht (O/N) vor dem Tag des Experiments auf 4 oC
BD Biosciences555899
Ficoll (Pancoll)PAN BiotechP04-60500
Dextran Sigma-AldrichD8906
Dimethylsulfoxid (DMSO)Sigma-AldrichD8418
RetinsäureSigma-AldrichR2625
Rinderserumalbumin (BSA)Sigma-AldrichA7906
Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA)Sigma-AldrichE5134
Natriumchlorid (NaCl)EuromedexS3014
Anhang-V-FLOUS-Färbeset Roche11  988  549  001
Kit RAL 555 Modifiziertes Giemsa FärbekitCosmos BiomedicalCB361550-0000
LSRII DurchflusszytometrieBD Biosciences
ZytozentrifugeThermo Scientific
Leica DMR-XA MikroskopLeica Microsystems
Cellometer Auto T4 Cell Viability CounterNexcelom  Bioscience
setzen.

Referenzen

  1. Gocheva, V., et al. IL-4 induces cathepsin protease activity in tumor-associated macrophages to promote cancer growth and invasion. Genes Dev. 24, 241-255 (2010).
  2. Grivennikov, S. I., Greten, F. R., Karin, M. Immunity, Inflammation, and Cancer. Cell. 140, 883-899 (2010).
  3. Mitchem, J. B., et al. Targeting tumor-infiltrating macrophages decreases tumor-initiating cells, relieves immunosuppression, and improves chemotherapeutic responses. Cancer Res. 73, 1128-1141 (2013).
  4. DeNardo, D. G., et al. Leukocyte Complexity Predicts Breast Cancer Survival and Functionally Regulates Response to Chemotherapy. Cancer Discov. 1, 54-67 (2011).
  5. Di Carlo, E., et al. The intriguing role of polymorphonuclear neutrophils in antitumor reactions. Blood. 97, 339-345 (2001).
  6. Kumar, V., Sharma, A. Neutrophils: Cinderella of innate immune system. Int. Immunopharmacol. 10, 1325-1334 (2010).
  7. Mantovani, A., Cassatella, M. A., Costantini, C., Jaillon, S. Neutrophils in the activation and regulation of innate and adaptive immunity. Nat. Rev. Immunol. 11, 519-531 (2011).
  8. Kelbaek, H. Sterile isolation of polymorphonuclear leukocytes from large blood volumes. J. Clin. Chem. Clin. Biochem. Z. FürKlin. Chem. Klin. Biochem. 23, 17-20 (1985).
  9. Aynaud, M. -M., et al. Human Tribbles 3 protects nuclear DNA from cytidine deamination by APOBEC3A. J. Biol. Chem. 287, 39182-39192 (2012).
  10. Ziòłkowska, K., et al. Long-term three-dimensional cell culture and anticancer drug activity evaluation in a microfluidic chip. Biosens.Bioelectron. 40, 68-74 (2013).
  11. Eggleton, P., Gargan, R., Fisher, D. Rapid method for the isolation of neutrophils in high yield without the use of dextran or density gradient polymers. J. Immunol. Methods. 121, 105-113 (1989).
  12. Behnen, M., et al. Immobilized immune complexes induce neutrophil extracellular trap release by human neutrophil granulocytes via FcγRIIIB and Mac-1. J. Immunol. Baltim.Md 1950. 193, 1954-1965 (2014).
  13. Hirsch, G., Lavoie-Lamoureux, A., Beauchamp, G., Lavoie, J. -P. Neutrophils are not less sensitive than other blood leukocytes to the genomic effects of glucocorticoids. PloS One. 7, 44606(2012).
  14. Dorward, D. A., et al. Technical advance: autofluorescence-based sorting: rapid and nonperturbing isolation of ultrapure neutrophils to determine cytokine production. J. Leukoc. Biol. 94, 193-202 (2013).
  15. Swamydas, M., Lionakis, M. S. Isolation, Purification and Labeling of Mouse Bone Marrow Neutrophils for Functional Studies and Adoptive Transfer Experiments. J Vis Exp. , e50586(2013).
  16. Scaife, H., Woldehiwet, Z., Hart, C. A., Edwards, S. W. Anaplasmaphagocytophilum reduces neutrophil apoptosis in vivo. Infect. Immun. 71, 1995-2001 (2003).
  17. Maianski, N. A., Maianski, A. N., Kuijpers, T. W., Roos, D. Apoptosis of neutrophils. ActaHaematol. 111, 56-66 (2004).
  18. Dalton, W. T., et al. HL-60 cell line was derived from a patient with FAB-M2 and not FAB-M3. Blood. 71, 242-247 (1988).
  19. Hogan, C., Kajita, M., Lawrenson, K., Fujita, Y. Interactions between normal and transformed epithelial cells: Their contributions to tumourigenesis. Int. J. Biochem. Cell Biol. 43, 496-503 (2011).
  20. Page, H., Flood, P., Reynaud, E. G. Three-dimensional tissue cultures: current trends and beyond. Cell Tissue Res. 352, 123-131 (2013).
  21. Mantovani, A. Macrophages, Neutrophils, and Cancer: A Double Edged Sword. New J. Sci. , 271940(2014).
  22. Hanahan, D., Coussens, L. M. Accessories to the crime: functions of cells recruited to the tumor microenvironment. Cancer Cell. 3, 309-322 (2012).
  23. Shojaei, F., Ferrara, N. Refractoriness to antivascular endothelial growth factor treatment: role of myeloid cells. Cancer Res. 68, 5501-5504 (2008).
  24. Liang, J., et al. Neutrophils promote the malignant glioma phenotype through S100A4. Clin Cancer Res Off J Am Assoc Cancer Res. 20, 187-198 (2014).
  25. Teramukai, S., et al. Pretreatment neutrophil count as an independent prognostic factor in advanced non-small-cell lung cancer: an analysis of Japan Multinational Trial Organisation LC00-03. Eur. J. Cancer Oxf.Engl 1990. 45, 1950-1958 (2009).
  26. Zhu, Q., et al. The IL-6-STAT3 axis mediates a reciprocal crosstalk between cancer-derived mesenchymal stem cells and neutrophils to synergistically prompt gastric cancer progression. Cell Death Dis. 5, 1295(2014).

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