Optische Clearing der Maus Zentralnervensystem Passive CLARITY Verwendung

Summary

Optische Clearing-Techniken revolutionieren die Art und Weise, wie Gewebe visualisiert wird. In diesem Bericht beschreiben wir Modifikationen des ursprünglichen CLARITY-Protokolls (Clear Lipid-exchange Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel), das konsistentere und kostengünstigere Ergebnisse liefert.

Abstract

Traditionell erforderte die Gewebevisualisierung, dass das Gewebe von Interesse seriell geschnitten und abgebildet wird, wodurch jeder Gewebeschnitt einzigartigen nichtlinearen Verformungen unterzogen wurde, was die Fähigkeit, die zelluläre Morphologie, Verteilung und Konnektivität im zentralen Nervensystem (ZNS) zu beurteilen, dramatisch behinderte. Optische Clearing-Techniken verändern jedoch die Art und Weise, wie Gewebe visualisiert wird. Diese Ansätze ermöglichen es, tief in intakte Organpräparate einzudringen, was einen enormen Einblick in die strukturelle Organisation von Geweben bei Gesundheit und Krankheit bietet. Techniken wie Clear Lipid-exchange Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) erreichen dieses Ziel, indem sie eine Matrix bereitstellen, die wichtige Biomoleküle bindet und gleichzeitig lichtstreuende Lipide frei diffundieren lässt. Die Lipidentfernung, gefolgt von der Anpassung des Brechungsindex, macht das Gewebe transparent und lässt sich leicht in 3 Dimensionen (3D) abbilden. Nichtsdestotrotz kann es schwierig sein, das elektrophoretische Gewebeclearing (ETC), das im ursprünglichen CLARITY-Protokoll verwendet wurde, erfolgreich zu implementieren, und die Verwendung einer proprietären Lösung zur Anpassung des Brechungsindex macht es teuer, die Technik routinemäßig anzuwenden. Dieser Bericht demonstriert die Implementierung eines einfachen und kostengünstigen optischen Clearing-Protokolls, das passives CLARITY für eine verbesserte Gewebeintegrität und 2,2′-Thiodiethanol (TDE), eine zuvor beschriebene Lösung zur Anpassung des Brechungsindex, kombiniert.

Introduction

Die Fähigkeit, komplette neuroanatomische Strukturen abzubilden, ist immens wertvoll für das Verständnis des Gehirns in Gesundheit und Krankheit. Traditionell war bei der 3D-Bildgebung ein Gewebeschnitt erforderlich, um die axiale Auflösung zu gewährleisten und tiefe anatomische Strukturen sichtbar zu machen. Dieser Ansatz kann hochauflösende Datensätze erzeugen, erfordert jedoch ausgefeilte Bildrekonstruktionstechniken und ist sehr arbeitsintensiv. Infolgedessen war es auf die Bildgebung kleiner Gewebevolumina^1-3 beschränkt. Das optische Schneiden hingegen eignet sich gut, um hochauflösende 3D-Bilder von fluoreszenzmarkierten Geweben zu erstellen. Da der optische Schnitt von Natur aus dreidimensional ist, sind keine umfangreichen Berechnungen erforderlich, um ein 3D-Bildvolumen zu erzeugen. Lichtstreuung und Gewebetrübung begrenzen jedoch die Tiefe, in der Gewebe optisch geschnitten werden kann. Die Abbildungstiefe ist bei der konfokalen Laserscanning-Mikroskopie auf etwa 150 μm und bei der Zwei-Photonen-Anregungsmikroskopie^4-8 auf weniger als 800 μm begrenzt.

Um diese Einschränkungen zu überwinden, wurden kürzlich mehrere optische Clearing-Techniken entwickelt und dann weiter verfeinert, um die tiefenmikroskopische Bildgebung von intaktem Gewebe zu ermöglichen. Die Verwendung von Benzylalkohol und Benzylbenzoat (BABB), um fixiertes Gewebe transparent zu machen, gehörte zu den frühesten Ansätzen⁹. Dieser Ansatz war jedoch durch das Quenchen der Fluoreszenz in den Proben und die unvollständige Beseitigung von hochmyelinisierten Strukturen eingeschränkt¹⁰. Verfeinerungen dieser Technik, wie z. B. die 3D-Bildgebung von solvent Cleared Organs (3DISCO), haben zu einer sehr schnellen und vollständigen Gewebereinigung geführt, leiden aber immer noch unter einem schnellen Verlust von Fluoreszenzsignalen, insbesondere des gelb fluoreszierenden Proteins (YFP)¹⁰. Wässrige Clearing-Lösungen wie Sca/e¹¹ und SeeDB¹² bewahren Fluoreszenzsignale, beseitigen aber hochmyelinisiertes Gewebe nicht vollständig. Clear, Unobstructed Brain Imaging Cocktails and Computational Analysis (CUBIC) ist eine vielversprechende neue optische Clearing-Technologie, die die Einschränkungen zuvor entwickelter wasserbasierter Clearing-Lösungen zu überwinden scheint¹³. Im Gegensatz zu anderen optischen Clearing-Techniken bettet das mit Clear Lipid-exchange Acrylamide-hybridisierte Rigid Imaging-kompatible Tissue-hYdrogel (CLARITY)¹⁴ das Gehirn in eine poröse Matrix ein, die Proteinen, Nukleinsäuren und kleinen Molekülen strukturelle Integrität verleiht, während die Lipide ungebunden bleiben. Die Lipide werden dann elektrophoretisch entfernt, was zu einem optisch gereinigten Gehirn führt, das mit allgemein verfügbaren Techniken leicht visualisiert und ebenso leicht untersucht werden kann.

Elektrophoretische Gewebereinigung (ETC) wird verwendet, um Lipide aus in Hydrogel eingebetteten Geweben in CLARITY zu entfernen, jedoch kann es schwierig sein, ETC konsistent zu implementieren und Gewebe, die der Elektrophorese unterliegen, können Gewebeverzerrung, Bräunung, Verlust der Fluoreszenz und Antikörperreaktivität aufweisen. Passives Lipidclearing vermeidet diese Einschränkungen, erfordert jedoch längere Clearingzeiten^{von 15-17}. Das passive Clearing ermöglicht auch das parallele Clearing einer großen Anzahl von Proben, da es nicht durch die Anzahl der verfügbaren ETC-Geräte begrenzt ist. Die Verringerung der Konzentration von Paraformaldehyd und der Ausschluss von Bis-Acrylamid aus dem Hydrogel haben zu einer starken Steigerung der Clearing-Geschwindigkeit auf Kosten einer stärkeren Gewebeausdehnung geführt¹⁶. Es wurden kostengünstigere Alternativen zur Brechungsindexanpassungslösung entwickelt, die in der ursprünglichen^{CLARITY-Technik verwendet wurde 17-19}. 2,2'-Thiodiethanol (TDE) ist ein kostengünstiges und schnelles Clearingmittel für das Gehirn, das einen Teil der Gewebeausdehnung, die bei der Lipidentfernung auftritt, rückgängig macht¹⁸. Dieser Bericht beinhaltet die passive Reinigung von in Hydrogel eingebettetem Gewebe und die Verwendung von TDE als Brechungsindex-Matching-Lösung für die ursprüngliche CLARITY-Technik, um ein hochgradig reproduzierbares und kostengünstiges Protokoll für die optische Reinigung des Zentralnervensystems der Maus zu erstellen.

Protocol

Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) Richtlinien durchgeführt. THY1-YFP, PLP-EGFP und PV-tdTomato Mäuse wurden für diese Experimente verwendet, aber alle Mäuse fluoreszierende Proteine ​​exprimieren erfolgreich gelöscht werden kann und abgebildet.

1. Gewebepräparation

Achtung: Paraformaldehyd (PFA) und Acrylamid sind giftig und Reizstoffe. Führen Sie Experimente diese Reagenzien in einer Abzugshaube und mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung verwendet (Laborkittel, Handschuhe und Schutzbrille).

1. Sacrifice das Tier in Euthanasie Kammer mit ~ 1 ml Isofluran, bis die Atmung aufhört (~ 2 - 3 min).
2. Verwenden Sie eine peristaltische Pumpe auf ~ 5 ml / min bis intrakardial perfuse die Maus mit Perfusionslösung (Tabelle 1) bei 4 ° C , bis das Blut aus den Geweben gelöscht (5 - 10 min).
3. Ändern Sie den Perfusat zu Fixierungslösung (Tabelle 1)bei 4 ° C bis zur Ausschöpfung der Hals und Schwanz deutlich versteift (5 - 10 min).
4. Beenden Sie die Perfusion und köpfen das Tier. Sezieren vorsichtig heraus das Gehirn aus dem Schädel , indem zuerst das Bindegewebe Entfernen des Schädels umgibt und dann Knochen von der ventralen Oberfläche des Schädels zu entfernen und das Gehirn heraus (Abbildung 1a) anheben, wie in ²⁰ beschrieben.
   Hinweis: Geben Sie die Entfernung von Knochen besondere Sorgfalt flocculonodularis Lappen des Kleinhirns umgibt und die Riechkolben.
   1. Präparieren Sie das Rückenmark aus der Wirbelsäule durch sanft mit der Spitze eines feinen, scharfen Schere zwischen dem Rückenmark und der Wirbelsäule einsetzen und die einzelnen Wirbelsäulensegmenten weg schneiden, wie in ²¹ beschrieben.
5. Hemisect das Gehirn, indem es in einer Kunststoffmatrix Mausgehirn Plazieren und mit einer Matrix Klinge entlang der Mittellinie schneiden.
6. Fügen Sie jede Hemisphäre und Rückenmark zu trennen 50 ml Zentrifugen Wannees mit ~ 40 ml Hydrogel - Lösung (Tabelle 1). Von diesem Punkt an Abdeckung die Rohre mit einer Aluminiumfolie, die Fluorophore bei allen nachfolgenden Schritten zu schützen.
7. Inkubiere das Rohr die Probe in Hydrogel bei 4 ° C unter leichtem Schütteln (~ 30 rpm) für 7 Tage enthält.

2. Polymerisation

1. Verwerfen ~ 25 ml Hydrogel, Konservieren der Probe und ~ 25 ml Hydrogel in dem Zentrifugenröhrchen.
2. Desoxygenieren die Probe durch Entfernen der Kappe und das Zentrifugenröhrchen in Exsikkator Glas platzieren und das Glas auf ein Vakuum zu verbinden. Gelten das Vakuum für mindestens 10 min gelösten Gasen zu ermöglichen, aus der Lösung und Blasen bilden zu kommen. Schütteln Sie die Luftblasen zu entfernen.
3. Ersetzen Sie das Vakuum im Exsikkator Glas mit 100% Stickstoffgas über 2 - 3 min. Sobald der Druck ausgleicht (einmal die Spitze des Exsikkator Glas geöffnet werden kann), die Kappe schnell das Rohr die Wiedereinführung von Sauerstoff zu verhindern.
4. Polymerize das Hydrogel durch das Rohr mit Probenabgabe in einem 37 ° C Wasserbad für 3 Stunden, bis die Polymerisation abgeschlossen ist. Polymerisierte Hydrogel nimmt auf einer gelartigen Konsistenz (Abbildung 1b). Hinweis: Eine geringe Menge an nicht-polymerisierten Hydrogels am oberen akzeptabel ist.
5. Verwenden Sie einen Spachtel, um den polymerisierten Probe aus dem Zentrifugenröhrchen zu entfernen, dann schneiden Sie das überschüssige Hydrogel aus der Probe entfernt.
6. Entfernen Sie die verbleibenden Hydrogel, das durch die Probe auf einem fusselfreien platzieren frei wischen und sanftes Reiben und Rollen des Gewebes auf sie, nur hinter einer dünnen Schicht aus polymerisiertem Hydrogel auf die Probe zu verlassen.

3. Lipidentfernung

Hinweis: Lipid-frei Gewebe zerbrechlich ist, mit Vorsicht handhaben. Verwenden Sie eine Zelle Sieb, wenn das Rohr Ablassen verlieren Probe zu vermeiden. Außerdem quellen die Probe während des gesamten Löschvorgang jedoch Quellung während der Brechungsindex-Anpassungsprozeß umgekehrt werden.

Achtung: Sodium Dodecylsulfat (SDS) und Borsäure sind reizend. Führen Sie Experimente, um diese in einer Abzugshaube und mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung (Kittel, Handschuhe und Schutzbrille) verwendet wird.

1. Übertragen polymerisierten Probe in ein sauberes 50 - ml - Zentrifugenröhrchen eingewogen und 45 ml Clearing - Puffer (Tabelle 1). Inkubieren bei 45 ° C unter leichtem Schütteln (~ 30 rpm). Ändern Sie den Puffer täglich für zunächst 7 Tage um die verbrauchte Clearing-Puffer in chemische Abfälle Abgießen und Zugabe von ~ 45 ml frischem Clearing-Puffer. Halten Sie die Zentrifugenröhrchen, die die in Aluminiumfolie abgedeckt Proben, um die Fluorophore zu schützen.
2. Nach den ersten 7 Tagen Inkubation der Probe bei 40 ° C und Austausch Clearing Puffer alle 2 - 3 Tage. Weiter Lichtung , bis alle Lipide löslich gemacht sind und Gewebe erreicht Transparenz (Abbildung 1c). Dies wird 4 - 6 Wochen für eine Maus Gehirnhemisphäre und 2 - 4 Wochen für eine Rückenmark.
3. Sobald Gewebe gelöscht ist, übertragenProbe auf eine neue 50 ml - Zentrifugenröhrchen und wasche 4 Mal in PBST (Tabelle 1) bei 40 ° C unter leichtem Schütteln (~ 30 min) über 24 h Rest SDS zu entfernen.

4. Molekulare Färbung

Achtung: 4 ', 6-Diamidino-2-phenylindoldihydrochlorid (DAPI) ist ein Reizmittel und alle Experimente unter Verwendung sollte es in einer Abzugshaube und mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung (Kittel, Handschuhe und Augenschutz) durchgeführt werden.

1. Übertragen Sie die Probe in einen sauberen 15 ml Zentrifugenröhrchen geben und mit 1 ug / ml DAPI in 1x PBST, pH-Wert 7,5. Inkubieren bei Raumtemperatur (RT) für 24 Std. Halten Sie die Zentrifugenröhrchen, die die in Aluminiumfolie abgedeckt Proben, um die Fluorophore zu schützen.
2. 3 x waschen in PBST bei RT für mindestens 6 h / Wäsche.

5. Anpassung des Brechungsindex

Achtung: 2,2'-Thiodiethanols (TDE) ist ein Reizmittel und alle Experimente verwendet es shOuld in einer Abzugshaube und mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung (Kittel, Handschuhe und Augenschutz) durchgeführt werden.

1. Übertragen, um die Probe in einen sauberen 15 ml-Zentrifugenröhrchen geben und mit 30% (v / v) TDE in 1x PBS, pH 7,5. Inkubieren bei 40 ° C unter leichtem Schütteln (~ 30 Upm) für 24 Std.
2. Austausch von 30% TDE mit 63% (v / v) TDE in 1x PBS, pH 7,5. bei 40 ° C inkubieren unter leichtem Schütteln 24 Stunden.
   Hinweis: Die Probe wird schrumpfen zurück auf etwa Originalgröße.
3. Auf einem flachen, saubere Oberfläche ein Stück wiederverwendbarer Klebstoff in einen Zylinder mit einheitlichem Durchmesser rollen nur geringfügig größer als die Dicke der Probe.
4. Legen Sie den wieder verwendbaren Klebstoffzylinder in einem offenen Kreis (~ 25 mm Innendurchmesser mit einer kleinen Öffnung an der Spitze) auf einem 40 mm Glasbodenschale. Wenn Korrekturen vorgenommen werden müssen, entfernen Sie den Zylinder aus dem Glas und schnitt mit einer Rasierklinge.
5. Verwenden Sie Spitze eine p1000 Pipette eine Dichtung zwischen dem wieder verwendbaren Klebstoff und Glas zu schaffen, indemes um den äußeren Rand des Zylinders rollen.
6. Platz ~ 100 & mgr; l 63% TDE auf die Glasschale und verteilen um die Glasoberfläche innerhalb des Kreises von wieder verwendbaren Klebstoff zu bedecken.
7. Mit einem Spatel, legen Sie sorgfältig die Probe in der Mitte des Kreises, kümmert sich nicht um Blasen zu bilden.
8. Pipettieren weitere 100 & mgr; l von 63% TDE direkt auf die Probe, dann sofort legen Sie eine 40 mm Kreisdeckglas über den wieder verwendbaren Klebstoff.
9. Mit dem Zeige-, Mittel- und Ringfinger beider Hände, drücken Sie vorsichtig um den Umfang des Kreises, bis das Deckglas Kontakt mit der Probe gemacht hat.
10. Langsam bringen die Glasbodenschale in eine aufrechte Position gegen eine Fläche ruht, dann fügen Sie 63% TDE mit einer Pipette, bis die Lösung die kleine Öffnung am oberen Ende erreicht. Mit einem fusselfreien wischen Sie die Pipettenspitze zu trocknen, so dass die Lösung nicht auf das Glas tropft. Zur Vermeidung von Blasen in der Kammer, leeren Sie nie die Pipette den ganzen Weg.
11. Nachdie kleine Öffnung, fügen Silikonelastomer den Kreis und schaffen eine geschlossene Kammer zu umschließen. Warten Sie 5 Minuten für sie vor der Abbildung, um zu trocknen.

6. Mikroskopie

Achtung: Die Laser in der konfokalen, Ebene Beleuchtung und Lichtbogen-Mikroskopie verwendet werden, sind sehr leistungsfähig und kann zur Erblindung führen. Alle Experimente Laser verwendet wird, sollten nach einer umfangreichen Ausbildung und mit großer Vorsicht und entsprechenden Augenschutz durchgeführt werden.

1. Setzen Sie die Druckkammer mit der Probe im Inneren auf der Bühne eines Laser-Scanning-konfokalen Mikroskop.
2. Öffnen Sie die Imaging-Software (siehe Tabelle der Materialien). So schalten Sie die Argon Anregungslaser, klicken Sie auf die Registerkarte Konfiguration an der Spitze des Programms dann den Laser-Symbol. Markieren Sie das Kästchen neben Argon, den Laser einzuschalten und die Folie Skala bis 30% bewegen. Beachten Sie die Zeiger langsam erwärmen zu der gewählten Position.
   1. Zurück zur acquire Reiter an der Spitze. In dem großen Feld "Beam Path Settings &# 34; gehen Sie zum Laden / Speichern-Box Einstellung und das Dropdown-Menü wählen Sie einen entsprechenden Wellenlängenkanal Bild YFP (527 nm) zu wählen.
3. Wählen Sie die entsprechende Ziele für die Bildgebung durch den roten Hyperlink Auffinden der Aufschrift "Ziel: aktuelle Objekt" unter dem Kanaleinstellungen Feld. Ein Klick auf die Registerkarte öffnet alle verfügbaren Ziele und eine Auswahl automatisch den Turm drehen.
   1. Verwendung Ziele (z. B. 10X) mit einem großen Arbeitsabstand (größer als die Dicke des Gewebes abgebildet, beispielsweise 11 mm ist) und eine große numerische Apertur (z. B. 0,3) in der Ebene der Bildauflösung zu maximieren und zu minimieren optische Schnittdicke.
4. Auf der linken Spalte der Dropdown-Menüs, öffnen Sie die "XY: Auflösung" Fenster Erfassungsmatrix zu setzen, die so genannte "Format", auf 1.024 x 1.024 oder ein angemessener Wert für die laterale Auflösungsgrenze des Objektivs. Stellen Sie den Zoomfaktor so gering wie möglich (z. B. 10,7).
5. Im gleichen Fenster stellen 8 Linie Durchschnitt und 1 Frame durchschnittliche Parameter durch Eintropfen entsprechend die individuell beschriftet Menüs nach unten. Verwenden, um große Werte für ein hohes Signal-zu-Rausch-Verhältnis und kleine Werte für eine schnelle Akquisition.
   Hinweis: 8-Zeilen-Mittelwerte und 1 Frame Durchschnitt erwirbt qualitativ hochwertige Bilder einer Maus Gehirnhälfte in etwa 4 Stunden.
6. Suchen Sie die Probe mit Hilfe der Bühne steuert. Sobald eine repräsentative Feld sichtbar ist, stellen Sie die Verstärkung und Offset.
   Hinweis: Die Verstärkung und Offset werden im Wesentlichen basierend auf dem Gewebetyp variieren, Fluorophore und / oder anatomischen Merkmal abgebildet wird. Für YFP, stellen Werte von 760 bis 780 für die Verstärkung und von -1,0 bis -1,5 für den Offset.
7. Wählen Sie "Kachel-Scan" und wählen Sie die Grenzen der Region von Interesse. Den oberen und unteren Grenzen des z-Stapel zu erwerb. Stellen Sie die Dicke des optischen Abschnitt auf der Basis der optischen Schnittauflösungsgrenze des Ziels.
   Hinweis: Ein Ziel deroptische Abschnitt Auflösungsgrenze wird in erster Linie durch seine numerische Apertur definiert. Die meisten Mikroskop Steuerungssoftware wird automatisch ein angemessener Wert für die objektive Berechnung verwendet wird. Für einen 10X-Objektiv mit einer numerischen Apertur von 0,3 das wäre etwa 11 um betragen.
8. Starten Sie die Aufnahme.
   Hinweis: Dies kann mehrere Stunden dauern.
9. Sammeln Sie Bilder mit höherer Auflösung höherer Vergrößerung Ziele aus bestimmten Regionen von Interesse verwendet wird.

Results

die strukturelle Organisation des Gehirns sichtbar machen ist entscheidend für das Verständnis, wie die Morphologie und Konnektivität Gehirnfunktion in Gesundheit und Krankheit beeinflussen. Optische Clearing-Techniken machen es möglich, Bildzellpopulationen in 3D in intakten Geweben, so dass wir kohäsiv Morphologie und Konnektivität zu studieren.

Mäuse, die fluoreszierende Proteine ​​exprimieren, angetrieben durch spezifische...

Discussion

Passive Clearing von Hydrogel eingebettet Gewebe (passive CLARITY) ist eine einfache und kostengünstige Methode für große Gewebestücke zu löschen. Dieser Ansatz erfordert keine spezielle Ausrüstung und kann leicht in einem temperaturgesteuerten Schüttler durchgeführt werden. Über den Zeitraum von einigen Wochen, auch große, hoch myelinisierten Gewebe, wie eine gesamte Gehirn oder Rückenmark, werden für die Mikroskopie transparent und geeignet sind. Auch wenn dieser Bericht über das Clearing von ZNS-Gewebe konzentriert h...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
10x phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)	Fisher	BP399-1	Puffer
32% Paraformaldehyd (PFA)	Elektronenmikroskopie Sciences	15714-5	Perfusion und Hydrogel
2,2'-Thiodiethanol (TDE)	Sigma-Aldrich	166782-500G	Brechungsindex-Matching-Lösung
40%	Acrylamid Bio-Rad	161-0140	Hydrogel
2% Bis-Acrylamid	Bio-Rad	161-0142	Hydrogel
VA-044 Initiator	Wako Pure Chemical Industries, Ltd.	VA044	Hydrogel
Borsäure	Sigma-Aldrich	B7901	Clearing-Puffer
Natriumdodecylsulfat (SDS)	Fisher	BP166-5	Clearing-Puffer
Natriumhydroxid	Fisher	55255-1	Puffer
Natriumazid	Sigma-Aldrich	52002-100G	Konservierungsmittel
Triton X-100	Sigma-Aldrich	X100-500G	Puffer
Heparin	Sigma-Aldrich	H3393-50KU	Perfusion
Natriumnitrat	Fisher	BP360-500	Perfusion
DAPI	Molecular Probes	D1306	Kernfärbung
99,9% Isofluran	Phoenix	57319-559-06	Anästhetikum
Hydrocholorinsäure	Fisher	A1445-500	Puffer
Glasbodenschale	Willco	HBSB-5040 Willco	Schalen
Wiederverwendbarer Klebstoff	Bostick	371351	Blu-Tack
Silikonelastomer	World Precision Instruments	KWIK-CAST	Kwik-Cast
Fusselfreies Tuch	Kimberly-Clark	34120	KimWipe
Maus Gehirn Matrix	Roboz	SA-2175	Gewebe schneiden
Matrixklingen	Roboz	RS-9887	Gewebe schneiden
Peristaltische Pumpe	Cole-Parmer	77122-24	Pefusion
Konfokales Laser-Scanning-Mikroskop	Leica	SP5	Mikroskopie
Bildgebungssoftware	Leica	LAS AF	Mikroskopie