Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Chirurgische Ansatz für Arteria cerebri media Occlusion und Reperfusion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen

22.7K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/54302

⸱

20. Oktober 2016

 , 
1Department of Molecular & Cellular Physiology, Health Sciences Center Shreveport, Louisiana State University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu verstehen, ist es wichtig, zuverlässige Modelle zu verwenden. Dieses Papier wird eine der am häufigsten verwendeten Taktmodelle bei Mäusen beschreiben, die Arteria cerebri media Okklusion (MCAo) Modell genannt (auch bezeichnet als die intraluminale Faden oder Naht Modell) mit Reperfusion.

Zusammenfassung

Der Schlaganfall ist eine der häufigsten Todesursachen weltweit und ist weiterhin einer der wichtigsten Ursachen der langfristigen Erwachsenen Behinderungen zu sein. Über 87% aller Schlaganfälle sind ischämischer Ursprungs und kommen in das Gebiet der Arteria cerebri media (MCA). Derzeit ist die einzige Food and Drug Administration (FDA) zugelassene Medikament zur Behandlung dieser verheerenden Krankheit ist Gewebe-Plasminogen-Aktivator (tPA). Jedoch hat tPA ein kleines therapeutisches Fenster für die Verabreichung (3 bis 6 h) und ist nur wirksam, in 4% der Patienten, die sie tatsächlich empfangen. Aktuelle Forschungsschwerpunkte sind die Pathophysiologie des Schlaganfalls um potentielle therapeutische Targets auf das Verständnis zu finden. Somit sind zuverlässige Modelle von entscheidender Bedeutung, und die MCA-Okklusion (MCAo) Modell (auch bezeichnet als die intraluminale Faden oder Nahtmodell) gilt als die meisten klinisch relevanten chirurgischen Modell des ischämischen Schlaganfalls zu sein, und ist ziemlich nicht-invasive und leicht reproduzierbar. Typischerweise wird das MCAo Modell mit Nagetieren eingesetzt, vor allem bei Mäusen durchauf alle genetischen für diese Art verfügbaren Varianten. Hier beschreiben wir (und in dem Video), wie man erfolgreich das MCAo Modell durchführen (mit Reperfusion) in Mäusen zuverlässige und reproduzierbare Daten zu generieren.

Einleitung

Der Schlaganfall ist die fünfthäufigste Todesursache weltweit, mit einer Person, alle 4 Minuten von der Krankheit sterben. Über 800.000 Amerikaner erleiden einen Schlaganfall jedes Jahr, was für den Patienten nicht nur verheerend, sondern auch für ihre Familien. Der Schlaganfall ist die Hauptursache für die Erwachsenen Behinderung und die jährlichen Ausgaben geschätzt wird , in der Größenordnung von $ 36500000000 1 trotz nur sehr wenige Behandlungsmöglichkeiten werden zur Verfügung stehen.

Gewebe-Plasminogen-Aktivator (tPA) ist die einzige Food and Drug Administration (FDA) Medikament für einen ischämischen Schlaganfall lizenziert. Es ist jedoch nur wirksam , wenn sie innerhalb von 3-6 Stunden nach Beginn des Hubes an Patienten verabreicht, und in diesen Fällen ist es profitiert nur 4% der Patienten 2. Daher ist es zwingend notwendig, dass reproduzierbare, klinisch relevanten Tiermodellen von Schlaganfall eingesetzt werden bei der Entwicklung von potentiellen therapeutischen Strategien und Behandlungsmöglichkeiten für diese Krankheit zu unterstützen. Es ist wichtig , dass in vitro zu beachten Modelle, während nützlich bei der Modellierung bestimmter Aspekte der Hirnfunktionsstörung, sind nicht in der Lage, die komplexen physiologischen Wechselwirkungen zu rekapitulieren, die im Gehirn und Peripherie nach einem Schlaganfall auftreten. Folglich sind in - vivo - Modellen wesentlich.

Die häufigste Form des Schlaganfalls ist ischämischen Ursprungs, für 87% der gesamten Hübe ausmacht. Andere Hübe sind intrazerebrale Blutung (9%) und Subarachnoidalblutung (4%), und veranlasst werden am häufigsten durch einen Emboli in die Arteria cerebri media (MCA). Zurückzuführen ist dies auf die prominente Kurve an der Wurzel des MCA, die laminare Blutfluss führt in das Gehirn gestört zu werden. Der MCA ergibt sich aus der Arteria carotis interna (ICA) und Routen entlang der lateralen Sulcus, wo es Äste und Projekte zu den Basalganglien und die Seitenflächen des frontalen, parietalen und Temporallappen, einschließlich der primären motorischen und sensorischen Kortex. Der Kreis von Willis durch hinteren Hirnarterien geschaffen wirdzu den Hirnarterien und den hinteren kommuniziere Arterien verbunden.

Der intraluminale Faden oder Nahtmodell MCAo ist eines der am weitesten in der Schlaganfall-Forschung eingesetzt. Allerdings gibt es ein paar verschiedene Variationen dieses Modells sind, und diese sind abhängig davon , ob die microfilament in die A. carotis externa eingeführt wird (ECA, bezeichnet die Longa Methode) 3, oder ob sie in die ICA eingeführt wird ( der so genannten Koizumi Verfahren) 4. In Koizumi Methode, die Arteria carotis communis (CCA) an der Seite der Operation verbunden werden müssen dauerhaft , wenn der Faden in der CCA zu verhindern , entfernt wird , aus dem Einschnitt Blutungen, während in Longa Methode es das ECA ist , die permanent 5 gebunden werden müssen . Hier ist die Longa Verfahren verwendet werden, wie wir denken, dass dies ein weit überlegen ist und eine klinisch relevante chirurgische Modell des ischämischen Schlaganfalls. Weiterhin ist die Verwendung eines Silizium-tipped Monofilament, insbesondere mit dem Longa Verfahren erzeugt sehrreproduzierbare MCAo zu den flamm abgestumpft Monofilamente gegenüber , die oft unvollständig Okklusion und / oder Subarachnoidalblutung 6 erzeugen.

Der intraluminale Filament - Methode kann als ein Modell der permanenten oder vorübergehenden Okklusion 4,6 verwendet werden. Um die transiente Modell durchzuführen, der Faden nach einer Periode der Ischämie entfernt wird (beispielsweise 30 min, 60 min oder 2 h) und Reperfusion erlaubt zu passieren. Dieses Modell, das zu einem gewissen Grad, simuliert die Wiederherstellung des Blutflusses nach dem spontanen oder therapeutischen Intervention (zB tPA Verabreichung) einer thromboembolischen Gerinnsel in Menschen zu lysieren. Für den Dauermodell wird das Filament nur für einen bestimmten Zeitraum an Ort und Stelle gelassen (zB 24 h), so kommt es zu keiner Reperfusion. Ein weiterer Vorteil der intraluminalen Filaments Verfahrens ist die Tatsache, dass eine Kraniotomie nicht durchgeführt werden muss, so dass der Schädel intakt gelassen werden und Änderungen des intrakranialen Drucks und der Temperatur zu vermeiden.

In diesem Video zeigen wir, wie die Longa intraluminale Glühfaden Verfahren auszuführen MCAo und Reperfusion zu induzieren. Wir zeigen auch, wie die 18-Punkte neurologischen Score durchzuführen und das Infarktvolumen unter Verwendung von 2,3,5-triphenyltetrazalium Chlorid (TTC) Färbung bestimmen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Dieses Protokoll und die im Video gezeigten Experimenten wurden von der LSUHSC-S Institutional Animal Care und Use Committee und sind in Übereinstimmung mit den Richtlinien der NIH genehmigt.

HINWEIS: Männliche C57BL / 6-Mäuse mit einem Gewicht von 25 bis 29 g wurden in dieser Studie verwendet. Die Mäuse wurden auf einem Standardfutter Pellet Ernährung mit freiem Zugang zu Wasser gehalten wird, unter einem 12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus in einzeln belüfteten Käfigen. Das Verfahren wird unter sterilen Bedingungen mit sterilen Techniken durchgeführt werden (zB sterile Handschuhe, sterile Instrumente).

1. Präoperative Vorbereitungen

  1. Induzieren Anästhesie unter Verwendung einer Kombination von Ketamin (150 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg) intraperitoneal injiziert (ip). Überwachung der Narkosetiefe zu Fuß Prise zunächst alle 3 - 5 Minuten und alle 10 Minuten einmal Anästhesie erreicht wird. Während das Tier unter Narkose ist, verabreichen eine sterile Augensalbe Trockenheit zu verhindern. Die Anfangsdosis von Ketamin / Xylazin dauert in der Regel about 30-40 Minuten. Eine zusätzliche Dosis kann verabreicht werden, falls erforderlich, die durch das Tier als Reaktion auf einen Fuß pinch prüft wird.
  2. Legen Mäuse in Rückenlage auf einer Temperatur Heizmatte geregelt und halten die Körpertemperatur bei 36,5 ± 0,1 ° C, die eine rektale Sonde verified verwendet.
  3. Rasieren Sie den Hals und desinfizieren die Haut mit 70% igem Alkohol.

2. Occlusion der MCA (Abbildung 1)

  1. Machen Sie eine Mittellinie Halsschnitt mit Iris gerade Schere und einfahren (mit Retraktoren) die Weichteile der Gefäße zu belichten.
  2. Präparieren Sie die CCA und die ECA vom umgebenden Gewebe Dumont Pinzette, ohne den Vagusnerv zu beschädigen.
  3. Machen Sie eine temporäre Naht durch einen losen Knoten um die CCA binden mit 6-0 Seide.
  4. Machen Sie eine permanente Naht um den Rechnungshof und die kleineren Schiffe von ihm erstreckt, durch dicht die Gefäße Ligatur (distal der Bifurkation der CCA).
  5. Machen Sie eine Naht around die ECA proximal der CCA Gabelung.
  6. Legen Sie eine microvessel Clip um die Arteria carotis interna (ICA) und pterygopalatinum Arterie (PPA).
  7. Machen Sie einen kleinen Schnitt in der ECA mit Mikro Sezieren Frühjahr Schere und legen Sie eine 180 um Silizium-bestückte Monofilament. Machen der Schnitt möglichst nahe an der Naht permanent wie möglich für eine einfachere Manipulation des Filaments.
  8. Ziehen Sie die temporären Naht um die ECA mit dem Faden eingeführt und die microvessel Clip zu entfernen.
  9. Schneiden Sie die ECA zwischen dem Permanent, distalen Naht und dem Eintrittspunkt des Filaments Mikro Sezieren Frühjahr Schere.
  10. Führen Sie den Faden durch die ICA, bis Widerstand zu spüren ist (ca. 9 -. 10 & mgr; m über der Gabelung der CCA) in der MCA.
    HINWEIS: Bei zu viel Widerstand zu spüren ist, während die Mehrheit des Filaments noch sichtbar ist, haben das Filament kann die PPA eingetragen. Wenn dies der Fall ist, ziehen Sie an der Gabelung den Faden zurück, sanft Eiterh vorwärts in die ICA mit Dumont Pinzetten, und den Faden vor, bis es in der ICA sichtbar gemacht werden kann.

3. Reperfusion

  1. Nach einer 30-minütigen Okklusion Zeit, entfernen Sie den Faden durch sanft wieder mit Dumont Pinzette ziehen und den Faden um das offene Ende des ECA sichern.
  2. Entfernen Sie die temporären Naht um die CCA durch sorgfältig die Ligatur Lockerung mit Dumont Pinzette und den Blutfluss durch die CCA wieder aufgenommen.
  3. Schließen der Inzision mit einer kontinuierlichen chirurgisches Naht. Schließung der Haut kann durch entweder kontinuierlich oder unterbrochen Nähte erreicht werden. Hautklammern sind auch eine akzeptable Methode.
  4. Injizieren Mäuse mit 1 ml Kochsalzlösung subkutan als Volumen Nachschub und mit den analgetischen Carprofen (5 mg / kg, sc) zur Linderung von Schmerzen und Beschwerden aus dem chirurgischen Eingriff, Zeichen, die zusätzliche Schmerzlinderung anzuzeigen, umfassen krumm erforderlich zurück, unpräparierten Mantel, verminderte Aktivität, abnormePosieren und verminderter Appetit.
  5. Beachten Sie Mäuse in der gesamten Erholung von der Anästhesie in einem beheizten 30 ° C Käfig eine Wärmelampe geregelt einen Temperaturregler mit und legen püriert Chow in einer Petrischale auf dem Boden des Käfigs zu essen zu fördern. Die Mäuse wird ein pro Käfig während der Reperfusionszeitraums untergebracht werden.

4. Sham Surgery

  1. Gegenstand Mäuse dem gleichen Verfahren ohne die Monofilament-Insertion.

5. Postoperative Neurologische Ergebnisse (Tabelle 1; Abbildung 2)

  1. Neurologisch bewerten Mäuse nach der entsprechenden Reperfusionszeitraums einen 18-Punkte-Scoring-System unter Verwendung der allgemeinen Beurteilung; Motor; Sensorische; Propriozeption. Eine höhere neurologische Punktzahl entspricht neurologische Funktion verringert.
    HINWEIS: Die Mäuse, die nicht mehr reagiert und nicht in der Lage beurteilt werden, werden zu Fuß eingeschläfert werden. Weitere Kriterien für die humane Sterbehilfe beinhaltet einen Gewichtsverlust von mehr als 20%, Atmungs diStress und Infektionen rund um den OP-Bereich. Eine CO 2 Kammer wird für die Euthanasie und die physikalische Methode verwendet werden , den Tod zu bestätigen Genickbruch oder Thorakotomie sein.

6. Messung der Gehirninfarktvolumen (Abbildung 3)

  1. Induce Anästhesie eine Kombination von Ketamin mit (150 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg) ip-Monitor Narkosetiefe zu Fuß Prise injiziert zunächst alle 3 - 5 Minuten und alle 10 Minuten einmal Anästhesie erreicht wird.
  2. Legen Mäuse in Rückenlage und schneiden Sie die Haut vom Bauch bis zum Hals durch das Peritoneum gefolgt Iris gerade Schere.
  3. Heben Sie das Brustbein mit Dumont Pinzette und schneiden Sie die Rippen, um das Herz aussetzen.
  4. Öffnen der linken und der rechten Seite der Brust unter Verwendung von zwei Paaren von Hämostatika, Belichten des Herzens.
  5. Legen Sie eine 26 G-Nadel in einen 5-ml-Spritze in den linken Ventrikel und schneiden Sie den rechten Vorhof angebracht. Perfuse mit Raumtemperatur normaler Kochsalzlösung oder Phosphate Kochsalzlösung (PBS), bis die Flüssigkeit klar wird (in der Regel 3 bis 5 min).
  6. Entfernen Sie den Schädel vorsichtig aus dem Gehirn entfernt Iris gerade Schere und Pinzette Dumont.
  7. Schneiden Sie die Riechkolben und das Kleinhirn mit einer Rasierklinge aus, so dass das Gehirn in der Matrix passen. Verwenden Sie diese Matrix das Gehirn in sogar Segmente zu schneiden. Kühlen Sie die Matrix vor dem Gebrauch zu halten das Gewebe cool. Legen Sie das Gehirn in die Matrix und legen Sie es auf Eis.
  8. Schneiden Sie das Gehirn in 2 mm koronalen Segmente mit zwei Rasierklingen. Machen Sie den ersten Schnitt mit einer Rasierklinge beginnend 2 mm von der Spitze mit und lassen Sie dieses Rasierklinge an Ort und Stelle. Machen Sie noch 2 mm hinter dem ersten Schnitt. Entfernen Sie die erste Rasierklinge mit dem Gewebe angebracht. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis alle Gewebe geschnitten worden ist.
    HINWEIS: Es sollte 4 - 5 Segmente, wenn Sie fertig.
  9. Platzieren Sie die Segmente in 24-Well-Platte mit 2% 2,3,5-triphenyltetrazalium chlorid (TTC), die dann in einem flachen Wasserbad a platziertt 37 ° C für 20 min. Platzieren jedes Segment zu einem individuellen und hilft ihnen in der Reihenfolge zu halten, in der sie geschnitten wurden. Stellen Sie sicher, dass die TTC-Lösung die Gewebesegmente vollständig bedeckt. Nach 10 min drehen alle Scheiben auf.
  10. Legen Sie eine kleine Menge von 10% Formalin in die Vertiefungen einer neuen Platte mit 24 Vertiefungen und übertragen Sie die Segmente auf diese Platte in der Reihenfolge, in der sie geschnitten wurden.
  11. Scannen der Segmente in den Computer und analysieren die Infarktgröße als Prozentsatz des gesamten Gehirns Scheibe 6 mit ImageJ Analyse - Software (NIH 1.57 Bild Software) 6.
    1. Skizzieren Sie die Infarktbereich einen Bereich Messung zu erzeugen. messen Nächstes die gesamte kontralateralen Hemisphäre um den Bereich zu bestimmen. Unterteilen den Infarktbereich durch den Bereich der kontralateralen Hemisphäre und mit 100 multipliziert das Infarktvolumen zu bestimmen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Mäuse unterzog 30 min MCAo induzierte Hirnischämie (Abbildung 1) , gefolgt von einem Zeitraum der Reperfusion (24 h und 1 wk werden hier dargestellt, aber die Länge der Reperfusion kann variiert werden). Die Sterblichkeit bei MCAo war minimal (ca. 2%). Beitrag Ischämie, die Mortalitätsrate (innerhalb der ersten 24 Stunden) wurde um 26%.

Laser - Doppler - Flußmessung wurde verwendet , um den Blutfluss Perfusion...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Seit der Gründung vor 20 Jahren, Einfügung eines Filaments der MCAo Modell für den menschlichen Schlaganfall beteiligt hat in einer großen Anzahl von Studien verwendet worden. Dies ist hauptsächlich auf die Tatsache zurückzuführen, dass es nachahmt , was klinisch in der häufigsten Form von Schlaganfall geschieht ( das heißt, ischämischer Schlaganfall). Das Striatum ist empfindlicher gegenüber Ischämie als der Großhirnrinde und als solches wird die Länge von ischämischen Zeit übersetzen in ob sowohl das Striatum...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde vom National Institute of Health, dem National Heart Lung and Blood Institute (NIH und NHLBI; HL125572-01A1) und dem LSUHSC-S Start-up-Fonds an F.N.E. Gavins.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Männliche C57BL/6 MäuseJackson Laboratory, Bar Harbor, ME#000664
KetaminhydrochloridMorris & Dickson, Shreveport, LA67457-108-10
XylazineAkorn, Inc, Lake Forest, ILNADA # 139-236
DC TemperaturregelsystemFHC, Bowdoin, ME40-90-8D
Mini-RektalthermistorsondeFHC, Bowdoin, ME40-80-5D-02
HeizkissenFHC, Bowdoin, ME40-90-2-06
ClippersAmazon, Bellevue, WA#64800
70%Ethanol Worldwide Medical Products, Bristol, PA#51011023
PräpariermikroskopOlympus, Center Valley, PASZ40
Irisschere (gerade)Fine Science Tools, Foster City, CA11251-20
Dumont Pinzette (45° gebogene Spitze)Fine Science Tools, Foster City, CA11297-00
MikrogefäßclipFine Science Tools, Foster City, CA18055-05
Mikro-Präparierfederschere (gerade)Fine Science Tools, Foster City, CA14088-10
Retraktoren (stumpf)Fine Science Tools, Foster City, CA18200-11 (Helen benutzte 17022-13)
Applikatoren mit WattespitzeFisher Scientific, Waltham, MA23-400-100
MullschwämmeCovidien, Mansfield, MA#9023
7-0 Seide geflochtenes chirurgisches NahtmaterialBraintree Scientific, Braintree, MASUT-S103
0,9% NatriumchloridMorris & Dickson, Lake Forest, IL0409-4888-20
6-0 mittleres MCAO-Nahtmaterial (silikonkautschukbeschichtetes Monofilament)Doccol Corporation, Sharon, MA6023PKRe
Sofsilk 6-0 silikonbeschichtete geflochtene SeideCovidien, Mansfield, MASUT-14-1
CarprofenPfizer, New York, NYNADA# 141-199
PuralubeDechra, Norwich, UKNDC 17033-211-38
Physitemp-TemperaturreglerHarvard Apparatus, Holliston, MATCAT-2AC
WärmelampeHarvard Apparatus, Holliston, MAHL-1
Laser-Doppler-SondeAD Instruments, Colorado Springs, COMSP100XP
24-Well-PlattenFisher Scientific, Waltham, MA#353226
Phosphat gepuffert Kochsalzlösung (PBS)Life Technologies, Carlsbad, CA20012-050
Einschneidige RasierklingenFisher Scientific, Waltham, MA12-640
2,3,5-Triphenyltetrazaliumchlorid (TTC)Sigma Aldrich, St. Louis, MOT8877-50G
Maus-Hirn-MatrixschneiderBraintree Scientific, Braintree, MABS-A 5000C
WasserbadVWR, Radnor, PA#182
10% FormalinSigma Aldrich, St. Louis, MOHT501128-4L
ImageJ AnalysesoftwareNIH, Bethesda, MDkostenloser Download
RetractorMedical Device Purchase, Newcastle, CAMP-740

Referenzen

  1. Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2014 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 129 (3), e28-e292 (2014).
  2. Marks, M. P., et al. Patients with acute stroke trated with intravenous tPS 3-6 hours after stroke onset: correlations between MR angiography findings and perfusion- and diffusion-weighted imaging in the DEFUSE study. Radiology. 249 (2), 614-623 (2008).
  3. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  4. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimnetal model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. (8), 1-8 (1986).
  5. Smith, H. K., Russell, J. M., Granger, D. N., Gavins, F. N. E. Critical differences between two classical surgical approaches for middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice. J Neurosci Meth. 249, 99-105 (2015).
  6. Gavins, F. N., Dalli, J., Flower, R. J., Granger, D. N., Perretti, M. Activation of the annexin 1 counter-regulatory circuit affords protection in the mouse brain microcirculation. FASEB J. 21 (8), 1751-1758 (2007).
  7. Chen, J., et al. Atorvastain induction of VEGF and BDNF promotes brain plasticity after stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 25 (2), 281-290 (2005).
  8. Li, Y., et al. Intrastriatal transplantation of bone marrow nonhematopoietic cells improves functional recovery after stroke in adult mice. J Cereb Blood Flow Metab. 20 (9), 1311-1319 (2000).
  9. Liesz, A., et al. The spectrum of systemic immune alterations after murine focal ischemia; the immunodepression versus immunomodulation. Stroke. 40 (8), 2849-2858 (2009).
  10. Beckmann, N. High resolution magnetic resonance angiography non-invasively reveals mouse strain differences in the cerebrovascular anatomy in vivo. Magn Reson Med. 44 (2), 252-258 (2000).
  11. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
  12. Burk, J., Burggraf, D., Vosko, M., Dichgans, M., Hamann, G. F. Protection of cerebral microvasculature after moderate hypothermia following experimental focal cerebral ischemia in mice. Brain Res. (1226), 248-255 (2008).
  13. Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. Effects of hyperthemia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).
  14. Shin, H. K., et al. Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke. 39 (5), 1548-1555 (2008).
  15. Richter, S. H., Garner, J. P., Würbel, H. Environmental standardization: cure or cause of poor reproducibility in animal experiments? Nat Methods. 6 (4), 257-261 (2009).
  16. Holloway, P. M., et al. Both MC1 and MC3 receptors provide protection from cerebral ischemia-reperfusion-induced neutrophil recruitment. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35, (2015).
  17. Vandeputte, C., et al. Characterization of the inflammatory response in a photothrombotic stroke model by MRI: implications for stem cell transplantation. Mol Imaging Biol. 13 (4), 663-671 (2010).
  18. Iwae, Y., et al. Glial cell-mediated deterioration and repair of the nervous system after traumatic brain injury in a rat model as assessed by positron emission tomography. J Neurotrauma. 27 (8), 1463-1475 (2010).
  19. Morris, R. Developments of a water-maze procedure for studying spatial learning in the rat. J Neurosci Methods. 11 (1), 47-60 (1984).
  20. Mouzon, B., et al. Repetitive mild traumatic brain injury in a mouse model produces learning and memory deficits accompanied by histological changes. J Neurotrauma. 29 (18), 2761-2773 (2012).
  21. Fleming, S., et al. Early and progressive sensorimotor anomalies in mice overexpressing wild-type human α-synuclein. J Neurosci. 24 (42), 9434-9440 (2004).
  22. Sedelis, M., Schwarting, R. K. W., Huston, J. P. Behavioral phenotyping of the MPTP mouse model of Parkinson's disease. Behav Brain Res. 125 (1-2), 109-125 (2001).
  23. Toon, L., Silva, M., D'Hooge, R., Aerts, J. M., Berckmans, D. Automated gait analysis in the open-field test for laboratory mice. Behav Res Methods. 41 (1), 148-153 (2009).
  24. Lubjuhn, J., et al. Functional testing in a mouse stroke model induced by occlusion of the distal middle cerebral artery. J Neurosci Methods. 184 (1), 95-103 (2009).
  25. Bouët, V., Freret, T., Toutain, J., Divoux, D., Boulouard, M., Schumann-Bard, P. Sensorimotor and cognitive deficits after transient middle cerebral artery occlusion in the mouse. Exp Neurol. 203 (2), 555-567 (2007).
  26. Freret, T., et al. Behavioral deficits after distal focal cerebral ischemia in mice: usefulness of adhesive removal test. Behav Neurosci. 123 (1), 224-230 (2009).
  27. Zhan, Y., et al. Deficient neuron-microglia signaling results in impaired functional brain connectivity and social behavior. Nature Neurosci. 17, 400-406 (2013).
  28. Balkaya, M., Kröber, J. M., Rex, A., Endres, M. Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia. J Cereb Blood Flow. 33, 330-338 (2012).
  29. Wiessner, C., et al. Anti-nogo-a antibody infusion 24 hours after experimental stroke imporved behavioral outcome and corticospinal plasticity in normotensive and spontaneously hypertensive rats. J Cereb Blood Flow Metab. 23, 154-165 (2003).
  30. Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. Functional assessments in the rodent stroke model. Exp Transl Stroke Med. 2 (13), (2010).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

MCA Okklusionsmodellisch mischer Schlaganfall MausmodellFilament InsertionsmethodeBeurteilung des neurologischen ScoresInfarktvolumenmessungLaser Doppler Flussmetrieberwachung der Temperaturregulierungchirurgischer Nahtverschluss
Chirurgische Ansatz für Arteria cerebri media Occlusion und Reperfusion fokaler zerebraler Ischämie bei Mäusen
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.