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Methodenartikel

Neuartige RNA-bindende Proteine ​​Isolation durch die rasche Methodik

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DOI:

10.3791/54467

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30. September 2016

 , 
1Faculty of Biology, Technion - Israel Institute of Technology, 2Department of Biomolecular Sciences, Weizmann Institute of Science

In diesem Artikel

Zusammenfassung

RNA-Protein-Wechselwirkungen sind das Herzstück vieler zellulärer Prozesse. Hier beschreiben wir eine in vivo Methode, um spezifische RNA zu isolieren und neue Proteine zu identifizieren, die mit ihr assoziiert sind. Dies könnte ein neues Licht darauf werfen, wie RNAs in der Zelle reguliert werden.

Zusammenfassung

RNA-bindende Proteine (RBPs) spielen eine wichtige Rolle in jedem Aspekt des RNA-Stoffwechsels und der Regulierung. Ihre Identifizierung ist eine große Herausforderung in der modernen Biologie. Nur wenige in vitro und in vivo Methoden ermöglichen die Identifizierung von RBPs, die mit einer bestimmten Ziel-mRNA assoziiert sind. Ihre Haupteinschränkungen sind jedoch die Identifizierung von RBPs in einer nicht-zellulären Umgebung (in vitro) oder die Isolierung von RNA von Interesse mit geringer Effizienz (in vivo). Eine RNA-bindende Proteinreinigungs- und -identifizierungsmethode (RaPID) wurde entwickelt, um diese Einschränkungen in Hefe zu überwinden und eine effiziente Isolierung von Proteinen zu ermöglichen, die in vivo assoziiert sind. Um dies zu erreichen, wird die RNA von Interesse mit MS2-Schleifen markiert und mit einem Fusionsprotein aus einem MS2-bindenden Protein und einem Streptavidin-bindenden Protein (SBP) koexprimiert. Die Zellen werden dann vernetzt und lysiert, und die Komplexe werden durch Streptavidin-Kügelchen isoliert. Die Proteine, die mit der getaggten RNA co-aufreinigen, können dann durch Massenspektrometrie bestimmt werden. Wir haben dieses Protokoll kürzlich verwendet, um neue Proteine zu identifizieren, die mit der ER-assoziierten PMP1-mRNA assoziiert sind. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll von RaPID zur Verfügung und diskutieren einige seiner Einschränkungen und Vorteile.

Einleitung

RNA-bindende Proteine (RBPs) stellen etwa 10% der S. cerevisiae Proteine 1,2 und etwa 15% von Säugetierproteinen 3-5. Sie sind in vielen zellulären Prozessen wie mRNA posttranskriptionales Verarbeitung und Regulation, Übersetzung, Ribosomenbiogenese, tRNA-Aminoacylierung und Modifikation, Chromatin-Remodeling beteiligt, und vieles mehr. Eine wichtige Untergruppe von RBPs ist die mRNA-bindende Proteine (mRNPs) 6,7. Im Zuge der mRNA Reifung, binden verschiedene RBPs das Transkript und vermitteln ihre Kern Verarbeitung, Export aus dem Zellkern, zelluläre Lokalisation, Übersetzung und Abbau 6-8. Somit bestimmt die unterschiedliche Menge von RBPs auf ein bestimmtes Transkript zu jedem Zeitpunkt verpflichtet, ihre Verarbeitung und letztlich sein Schicksal.

Die Identifizierung von RBPs mit einer mRNA verbunden sind, könnten unser Verständnis der Prozesse zugrunde liegen, ihre Post-Transkriptionsregulation verbessern. Diverse genetischeWurden in mRNA Regulation beteiligten Proteine zu identifizieren (in 9-11 prüft), mikroskopische, biochemische und bioinformatische Methoden verwendet. Jedoch nur wenige dieser Verfahren ermöglichen die Identifizierung von Proteinen mit einer bestimmten Ziel-mRNA assoziiert. Bemerkenswert ist die Hefe-Drei-Hybrid-System (Y3H), die die mRNA von Interesse als Köder verwendet eine Expressionsbibliothek in Hefezellen zu screenen. Positive Klone werden in der Regel durch eine Wachstumsselektion oder Reporterexpression 12-14 beobachtet. Der Hauptvorteil dieses Verfahrens ist die große Anzahl von Proteinen, die in einer zellulären Umgebung und die Fähigkeit, abgetastet werden kann, die Festigkeit des RNA-Protein-Wechselwirkung zu messen. Nachteile sind die relativ große Anzahl an falsch positiven Ergebnissen aufgrund der unspezifischen Bindung, und das hohe Potenzial für falsch negative Ergebnisse darauf zurückzuführen, zum Teil auf Fehlfaltungen des Fusionsproteins Beute oder der Köder-RNA.

Eine Alternative zur genetischen Ansatz ist Affinität purifiKation RNA mit seinen assoziierten Proteinen. Poly A enthaltenden mRNAs kann durch die Verwendung von Oligo-dT-Säulen isoliert werden, und deren assoziierte Proteine ​​durch Massenspektrometrie detektiert werden. Die RNA-Protein-Wechselwirkung in seinem zellulären Kontext durch Vernetzung erhalten, die Kurzstrecken-kovalente Bindungen macht. Die Verwendung der Oligo - dT - Säule ergibt eine globale Sicht auf die gesamte Proteom , die mit jeder Poly - A-haltige mRNA 3,5,15 zugeordnet ist. Allerdings bedeutet dies nicht eine Liste von Proteinen bereitzustellen, die mit einer bestimmten mRNA assoziiert sind. Nur sehr wenige Methoden zur Verfügung, eine solche Identifikation zu erreichen. Das Paar Verfahren beinhaltet die Transfektion von Nukleinsäure mit Komplementarität zum Ziel - mRNA 16,17. Die Nukleinsäure wird auch an ein Peptid gebunden, das in der Nähe des Interaktionsstelle zu RBPs Vernetzung ermöglicht. Nach der Vernetzung kann das RBP-Peptid-Nukleinsäure isoliert und Proteomik-Analyse unterzogen werden. Vor kurzem wurde ein Aptamer-basierte Methodikerfolgreich angewendet 18 aus Säugerzelllinien extrahiert. Ein RNA-Aptamer mit verbesserter Affinität an Streptavidin wurde auf eine Sequenz von Interesse (AU-rich Element (ARE) in diesem Fall) entwickelt und aufgeschmolzen. Das Aptamer-ARE-RNA wurde an Streptavidin-Kügelchen und gemischt mit Zelllysat angebracht. Proteine, die mit der ARE-Sequenz zugeordnet wurden gereinigt und identifiziert durch Massenspektrometrie (MS). Obwohl dieses Verfahren Verbände detektiert , die außerhalb der zellulären Einstellungen auftreten (dh in vitro), ist es wahrscheinlich in der Zukunft modifiziert werden , um die Aptamere in das Genom einzuführen und somit die Isolierung von Proteinen mit der mRNA , während in der zugeordneten Freigabe Zellmilieu (dh in vivo). In Hefe, wo genetische Manipulationen gut etabliert sind, bietet die schnelle Methode (entwickelt von Prof. Jeff Gerst Labor) eine Ansicht der in vivo - Vereinigungen 19. RaPID kombiniert die spezifische und starke Bindung des MS2-Hüllprotein (MS2-CP) an die MS2-RNA-Sequenz und der Streptavidin-Bindungsdomäne (SBP) konjugierte Kügelchen an Streptavidin. Dies ermöglicht eine effiziente Reinigung von MS2-markierten mRNAs durch Streptavidinkügelchen. Darüber hinaus wird die Expression von 12 Kopien von MS2-Schleifen können bis zu sechs MS2-CPs bis gleichzeitig an die RNA binden und die Effizienz seiner Isolation zu erhöhen. Dieses Protokoll wurde daher vorgeschlagen, die Identifizierung neuer mRNA-assoziierten Proteinen zu ermöglichen, sobald die eluierten Proben Proteomik-Analyse durch Massenspektrometrie unterzogen werden.

Wir RaPID kürzlich verwendet , um neue Proteine zu identifizieren mit der Hefe assoziiert PMP1 mRNA 20. PMP1 mRNA wurde zuvor gezeigt , mit der ER - Membran und dessen 3' - untranslatierten Region (UTR) wurde 21 in diesem Verband eine wichtige Determinante erwiesen assoziiert. So RBPs die PMP1 3 'UTR binden , sind wahrscheinlich eine wichtige Rolle bei der Lokalisierung zu spielen. RaPID gefolgt von Flüssigkeitschromatographeny-Massenspektrometrie / Massenspektrometrie (LC-MS / MS) führte zur Identifizierung vieler neuer Proteine , die mit PMP1 20 interagieren. Wir berichten hier über ein detailliertes Protokoll der Methodik RaPID bieten, wichtige Kontrollen, die getan werden müssen, und technische Tipps, die Ausbeute und Spezifität verbessern kann.

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Protokoll

Hinweis: eine Sequenz einfügen, bestehend aus 12 MS2-Bindungsstellen (MS2 Schleifen; MS2L) in den genomischen Locus gewünschten, in der Regel zwischen dem offenen Leserahmen (ORF) und der 3'-UTR. Ein detailliertes Protokoll für diese Integration wird an anderer Stelle 22 vorgesehen. Stellen Sie sicher , die richtige Insertion und Expression durch PCR, Northern - Analyse oder RT-PCR 20,23. Es ist wichtig zu überprüfen, dass die Integration nicht mit der Synthese des 3'-UTR nicht beigetreten sind. Zusätzlich kann ein Plasmid-exprimierenden MS2-CP zu SBP unter der Expression eines induzierbaren Promotors (Methionin Depletion) fusioniert sollte auch in die Zellen 24 eingeführt werden. Ein identischer Stamm, mit Ausnahme der eingeführten MS12 Schleifen sollte als Kontrolle für den Nachweis von nicht-spezifischen Signalen verwendet werden.

1. schnelle Reinigung

  1. Wachsen 500 ml Hefezellen (verwenden 250-1,000 ml Hefezellen in Abhängigkeit von dem Expressionsniveau des Gens von Interesse) Exprimieren MS2-markierten mRNA 20 undMS2-CP-GFP-Fusionsprotein SBP 24 bis OD600 von 0,8 bis 1,0 bei 30 o C in dem geeigneten Wachstumsmedium (zB synthetische Dextrose (SD) selektives Medium).
  2. Centrifuge Zellen bei 3000 × g für 4 min bei RT und den Überstand verwerfen.
  3. Waschen Zellen in 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), zentrifugieren wie zuvor (Schritt 1.2), Resuspendieren in einem gleichen Volumen (Schritt 1.1) von SD ohne Methionin und Inkubation für 45 - 60 min bei 30 o C Expression der MS2 zu induzieren -CP-GFP-SBP-Fusionsprotein.
    Hinweis: Längere Induktionszeit-Aggregation von GFP führen kann.
  4. Nehmen Sie sich 10 ml Zellen und Extrahieren von RNA aus dieser Probe 25 das einfache "hot Phenol" Methode. Achtung: Phenol ist sehr giftig und sollte entsprechend seiner Sicherheitshinweisen behandelt werden.
    Hinweis: Diese RNA für die Qualität der isolierten RNA (1A) eine gute Referenz.
  5. Für 500 ml Zellen, fügen 1,35 ml 37% Formaldehyd zu einem endgültigen cONZENTRATION von 0,1%, um die RNA-Protein-Komplexe zu vernetzen. Weiterhin Inkubation bei 30 o C für 10 min. Vorsicht: Formaldehyd ist hochgiftig und sollte entsprechend seiner Sicherheitsanweisungen gehandhabt werden.
  6. Hinzufügen 26,5 ml 2,5 M Glycin bis zu einer Endkonzentration von 0,125 M und Inkubation für 3 min Vernetzung zu stoppen. Von diesem Schritt auf, alles auf Eis gelegt RNA-Abbau zu minimieren.
  7. Zentrifugen Zellen bei 3.000 × g für 4 min bei 4 ° C und Waschen mit 45 ml kaltem 1x PBS.
  8. Die Zellen in 1 ml Lysis-Puffer RaPID pro 100 ml der ursprünglichen Zellkultur.
  9. Geteilt in Aliquots von 500 ul in Schraubdeckelröhrchen Mikrozentrifugenröhrchen und fügen Sie ~ 400 mg gekühlten Glasperlen zu jedem aliquoten Teil (etwa eine volle 0,2 ml PCR-Röhrchen).
  10. Lyse-Zellen in einem Wulst 3 min Beater. Sofort legte das Lysat auf Eis.
    Hinweis: Die Zelllyse Releases zelluläre RNasen, die die Hauptursache für RNA-Abbau sind. RaPID Lysis-Puffer enthält eine hohe Konzentration von RNase INHIsteller, wie die unspezifische RNase Inhibitor Heparin und spezifische Inhibitoren. Arbeiten schnell und halten alles kalt wird auch empfohlen.
  11. Übertragen Sie das Lysat in neue Röhrchen. Pierce ein kleines Loch in der Unterseite jedes Mikrozentrifugenröhrchen mit einer heißen Nadel (0,8 mm x 40 mm) und legen Sie die Mikrozentrifugenröhrchen auf der 15-ml-Röhrchen. Verwenden Sie den Kopf einer 5-ml-Spritze als Adapter zwischen den Mikrozentrifugenröhrchen und den 15-ml-Röhrchen. Zentrifugieren Sie die Röhrchen Montage bei 3000 × g für 1 min bei 4 o C
  12. Übertragung der Durchfluss von der 15 - ml - Röhrchen in ein neues 1,5 - ml - Röhrchen und zentrifugiert bei 10.000 xg für 10 min bei 4 ° C die Zelltrümmer zu entfernen.
  13. Pool Stände aus allen 1,5-ml-Röhrchen in einem einzigen 15-ml-Röhrchen und beiseite 1/50 und 1/100 Volumen des Lysats für RNA und Protein Isolation bzw. eingestellt.
    Hinweis: Diese als "Input" Proben für die nachfolgende Analyse dienen wird (Abbildung 1).
  14. In 300 ug Avidin pro 500 ml initial Hefekultur und inkubiere für 30 min (dies auf 10 min reduziert werden können) bei 4 ° C unter konstantem Walzen (10 rpm).
    Hinweis: Avidin- Blöcke Biotin und biotinylierte Proteine ​​aus den Streptavidin-Kügelchen binden.
  15. Vorwäsche die Streptavidin-Kügelchen vor der Inkubation mit dem Zelllysat.
    1. Übertragen etwa 300 ul der Streptavidin-Kügelchen in ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen Gülle und die obere Überstand zu entfernen. Dies wird in 250 & mgr; l der Kügelchen führen. Waschen der Kügelchen zweimal mit 1 ml Lysepuffer RaPID. Zentrifugieren Sie die Streptavidin - Kügelchen bei 660 × g für 2 min bei 4 ° C zwischen jedem Schritt.
    2. Blockieren die Perlen durch Inkubation für 1 h mit 0,5 ml RaPID Lysispuffer, 0,5 ml 10 mg / ml BSA und 10 ul 10 mg / ml Hefe-tRNA. Perlen können O / N in Blockierungslösung bei 4 ° C unter Rotation bei Bedarf gelassen werden.
    3. Wasche zweimal mit 1 ml Lysis-Puffer RaPID.
      Hinweis: Die Magnetkügelchen können auch zur Verringerung der Zeit und backgr verwendet werdenound. Diese haben jedoch geringere Kapazität als Sepharosebeads.
  16. Nach Eintragen von 250 ul der vorgewaschenen Streptavidin-Kügelchen mit dem Avidin enthaltenden Lysat (aus Schritt 1.14) und inkubiere 1 h bei 4 ° C mit konstanter Rotation (10 rpm).
    Anmerkung: Diese Inkubationszeit ist ein Kompromiß zwischen einer ausreichenden Bindungszeit Bereitstellung und minimiert die Chancen für die RNA-Abbau.
  17. Zentrifuge bei 660 × g für 2 min bei 4 ° C die Streptavidin - Kügelchen zu löschen und den Überstand in ein neues 15 - ml - Röhrchen übertragen. Beiseite 1/50 und 1/100 Volumen des Lysats für RNA und Proteinisolierung sind.
    Hinweis: Diese werden die "Unbound" Proben sein.
  18. Waschen Sie die Perlen mit 1 ml RaPID Lysepuffer, leicht schütteln, Transfer in ein neues 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen und Zentrifuge wie in Schritt 1.17. Wiederholen Sie diesen Schritt dreimal.
  19. Waschen Sie die Perlen mit 1 ml RaPID Waschpuffer, und dieser Zeit drehen (10 Umdrehungen pro Minute) für 5 min bei 4 ° C. Zweimal wiederholen Sie diesen Schritt.
  20. Waschen der Kügelchen mit 1 ml 1x PBS und zentrifugiert wie oben beschrieben.
  21. Waschen Sie die Perlen wieder mit 120 ul 1x PBS. Zentrifuge nach oben, und nehmen Sie die gesamte Überstand für die RNA-und Proteinextraktion als "Wash" Probe.
    Hinweis: Diese letzte Waschprobe die Stringenz der Wäschen zeigen werden und sollte als die Elution Probe des gleichen Volumens sein. Dies wird die Verarbeitung und das Laden in den nachfolgenden Tests vereinfachen.
  22. Zu eluieren, RNA und RNA-assoziierten Proteine ​​aus der Säule, Zugabe von 120 ul 6 mM Biotin in 1x PBS und Inkubation für 45 min bei 4 ° C mit konstanter Rotation (10 rpm).
  23. Zentrifugieren Sie die wie oben Perlen und übertragen das eluierte Material in ein neues 1,5-ml-Röhrchen. Drehen Sie die eluierten Probe erneut und übertragen Sie die obere Phase in ein neues 1,5-ml-Röhrchen keine Verschleppung von Perlen zu gewährleisten.
  24. Nehmen Sie Proben für die RNA oder Proteinextraktion.
    Hinweis: genommen Das Volumen auf dem folgenden Assay und Expressionsniveau des RNA oder Protein von Interesse abhängen. Als Richtwert für die Northern - Analyse 26, nehmen 80% der Probe für Western - Blot 23,27 oder RT-PCR 28, 20% nehmen, und für 29 Massenspektrometrie neue Proteine zu entdecken, die gesamte Probe nehmen.

2. RNA-Extraktion

  1. Fügen Sie ein gleiches Volumen von 2x Crosslinking Reversal Puffer und Inkubation für 45 min bei 65 ° C. Fahren Sie direkt zur RNA-Extraktion.
    Hinweis: Das Crosslinking Reversal Puffer enthält Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), die deutlich RNA - Extraktion 20 verbessert.
  2. Verwenden Sie die Standard - Phenol: Chloroform - Methode 26 bis RNA aus dem "Input" zu extrahieren und "ungebunden" Proben (Schritte 1.13 und 1.17).
    Anmerkung: Diese Proben enthalten eine große Menge des RNase - Inhibitors Heparin, das nachfolgende Rück Transcriptase- (RT) unter Verwendung von Assays inhibieren können (zB RT-PCR), also 30 LiCl Fällung empfohlen wird , sie zu entfernen. Die "wash "und" Elution "Proben (Schritte 1.21 und 1.24) enthalten geringe Mengen an RNA und werden durch die folgenden Schritte gefällt.
  3. Fügen Sie ein gleiches Volumen von 8 M Guanidinium-HCl (GuHCl) und zwei Volumina 100% Ethanol zum "Waschen" und "Elution" Proben. Inkubieren bei -80 ° C für mindestens 2 Std.
    Hinweis: Guanidinium effizient Proteine ​​denaturieren und dadurch hemmen RNasen und Proteasen, die in der Probe.
  4. Zentrifuge bei 20.000 × g, 4 ° C für 30 min und den Überstand verwerfen. Waschen des Pellets mit kaltem 80% Ethanol und zentrifugiere wieder bei 20.000 × g, 4 ° C für 15 min.
  5. Man löst das RNA-Pellet in 400 ul RNase freies Wasser und fallen wieder alle übrig gebliebenen GuHCl oder andere Verunreinigungen zu entfernen. Werden 40 ul 3 M Natriumacetat, pH 5,2 und 800 ul 100% Ethanol, Inkubation bei -20 ° C für mindestens 1 Std.
  6. Zentrifuge und waschen, wie in Schritt 2.4 und alle Ethanol mit einer 10 & mgr; l Spitze zu entfernen. Resuspendieren RNA Pellet in 10 & mgr; l RNase-freiem Wasser. Seien Sie besonders vorsichtig, wie das RNA-Pellet in der Regel nicht sichtbar ist.
    Hinweis: Die Proben können für Northern - Analyse verwendet werden , wie in 23 (Abbildung 1) beschrieben.

3. Proteinpräparat für Western Blot oder Massenspektrometrie-Analyse

  1. Hinzufügen 1/3 Volumen von 4x Laemmli Probenpuffer (LSB) auf Proteinproben und inkubiere 45 min bei 65 ° C die Vernetzung von RNA und Proteine ​​umzukehren.
    Anmerkung: Die Proben können bei -20 ° C gelagert werden.
  2. Führen Proteine auf einem SDS - Polyacrylamidgel (SDS-PAGE) 31. Den Prozent des Gels entsprechend der Größe der Proteine ​​analysiert werden.
    Anmerkung: 10% Acrylamid-Gel gibt eine breite Palette von Trennung und ist gut als erste Näherung.
  3. Transferproteine an die Membran , wie in dem Standard - Immunoblot - Analyse 27 zur Steuerung der Isolationswirkungsgrad (1C). Fleck mit entweder Coomassie Blau R250 oder Silberfärbung vor der Massenspektrometrie-Analyse.
    Anmerkung: Silberfärbung die bevorzugte Wahl, da sie empfindlicher ist , und ermöglicht eine bessere Erkennung (1B). Die Färbung kann entweder mit manuell hergestellten Lösungen oder kommerziellen Kits durchgeführt werden. Die Inkubationszeit des Gels in der endgültigen Färbelösung sollte experimentell bestimmt werden. Lange Inkubation kann niedrig reichlich Proteine ​​zeigen, kann aber stark exprimierten Proteine ​​wie MS2-CP-SBP-GFP führen über gefärbt sein und kann rund um Proteine ​​in ihrer Umgebung verschleiern. Darüber hinaus könnte ein hoher Hintergrund auftreten. Folgen Sie der Reaktion sorgfältig und fügen Stopplösung zu gegebener Zeit.
  4. Schneiden Sie Banden aus dem Gel und sie auf 1,5-ml-Röhrchen. Proben bei -20 ° C, oder zur Proteinextraktion und Trypsin - Verdau durch LC-MS / MS - Analyse 32 gefolgt senden.
  5. Als Alternative Proteom-Ansatz, um die Gel-Trennungsschritt auszuschließen, verdauen eluierte Material aus Schritt 1.24 in solution unter Verwendung von Trypsin und vorbehaltlich der LC-MS / MS - Analyse 33.
    Hinweis: Das Weglassen des SDS-PAGE-Trennung das Protokoll vereinfacht und erhöht die Ausbeute. Jedoch könnten Proben Spuren des Detergens enthalten, NP-40, der Massenspektrometrieanalyse hemmt. Um dieses Problem zu lösen, führen Sie die folgenden Schritte aus:
    1. Führen Protein auf SDS-PAGE 31 10 - 15 min.
    2. Schneiden Sie den gesamten Abschnitt der Spur aus (dh wo die Proteine befinden).
      Hinweis: Die Proteinprobe kann eine erhebliche Menge des MS2-CP-SBP-Protein umfassen, die Signale mit niedriger Abundanz Proteine ​​verdunkeln kann.

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Ergebnisse

RaPID ermöglicht die Isolierung einer spezifischen Ziel-RNA mit seinen assoziierten Proteinen. Kritisch für den Erfolg hält die RNA intakt, so viel wie möglich, wodurch eine ausreichende Menge der Proteine ​​zu erhalten. Um die Isolation Effizienz und Qualität der RNA, Northern - Analyse durchgeführt (Abbildung 1A) bestimmen. Die Northern-Analyse hat den Vorteil, unmittelbar auf die Effizienz und die Qualität der raschen Meldung. Somit können die relativen Mengen von in ...

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Diskussion

Verschiedene Methoden verwenden , um die Isolierung von spezifischen mRNAs ihre zugehörigen Proteine 11,34 35 zu identifizieren. Diese Verfahren gelten in vitro und in vivo - Strategien RNA-Protein - Wechselwirkungen zu untersuchen. In - vitro - Verfahren inkubieren exogen RNA mit Zelllysat transkribiert RBPs zu erfassen und RNP - Komplexe 36,37 isolieren. Ein wirksames Konzept dieser Art wurde kürzlich vorgestellt, die die Identifizierung neuer Protei...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass keine konkurrierenden finanziellen Interessen bestehen.

Danksagungen

Wir danken Prof. Jeff Gerst und Boris Slobodin für ihre hilfreiche Ratschläge bei der schnellen Protokoll der Einrichtung und Bereitstellung der erforderlichen Plasmide. Wir danken auch Dr. Avigail Atir-Lande für ihre Hilfe dieses Protokoll und Dr. Tamar Ziv vom Smoler Proteomics Zentrum für ihre Hilfe bei der LC-MS / MS-Analyse zu etablieren. Wir danken Prof. TG Kinzy (Rutgers) für den YEF3 Antikörper. Diese Arbeit wurde durch Gewährung 2011013 vom Binationale Science Foundation unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
TrissigmaT1503
SDSBiolabor1981232300
DTTsigmaD9779
Saures Phenol (pH 4,3)sigmaP4682
Saures Phenol: Chloroform (5:1, pH 4,3)sigmaP1944
ChloroformBiolabor3080521
FormaldehydFrutarom5551820
GlycinsigmaG7126
NP-40Calbiochem492016
HeparinSigmaH3393
Phenylmethylsulfonylfluorid (PMSF)SigmaP7626
LeupeptinSigmaL2884
AprotininSigmaA1153
Sojabohnen-Trypsin-InhibitorSigmaT9003
PepstatinSigmaP5318
DNase IPromegaM610A
Ribonuklease  InhibitorTakara2313A
GlasperlenSartoriusBBI-85417010,4-0,6 mm Durchmesser
Mini BeadBeaterBioSpecMini BeadBeater 16
GuanidiniumSigmaG4505
AvidinSigmaA9275
Streptavidin BeadsGE Healthcare 17-5113-01
Rinderserumalbumin (BSA)SigmaA7906
Hefe-tRNASigmaR8508
BiotinSigmaB4501
HefeextraktBacto288620
PeptonBacto211677
GlukoseSigmaG8270
1x Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)0,2
M NaOH
4x Laemmli Probenpuffer (LSB)0,2 M Tris-HCl pH 6,8, 8 % SDS, 0,4 M DTT, 40 % Glycerin, 0,04 % Bromphenolblau.
Heißer Phenol-Lysepuffer10 mM Tris pH 7,5, 10 mM EDTA, 0,5 % SDS & nbsp;
3 M Natriumacetat pH 5,2
100 % und 70 % Ethanol (EtOH)
RNasefreies Wasser
RaPID-Lysepuffer20 mM Tris pH 7,5, 150 mM NaCl, 1,8 mM MgCl2, 0,5 % NP-40, 5 mg/ml Heparin, 1 mM Dithiothreitol (DTT), 1 mM Phenylmethylsulfonylfluorid (PMSF), 10 & micro; g/ml Leupeptin, 10 &Mikro; g/ml Aprotinin, 10 & Mikro; g/ml Sojabohnen-Trypsin-Hemmer, 10 &Mikro; g/ml Pepstatin, 20 U/ml DNase I, 100 U/ml Ribonuklease  Inhibitor.
2x Vernetzungspuffer100 mM Tris pH 7,4, 10 mM EDTA, 20 mM DTT, 2 % SDS.
RaPID Waschpuffer20 mM Tris-HCl pH 7,5,  300 mM NaCl, 0,5% NP-40
0,5 M EDTA pH 8
Silberfleck Plus KitBio-Rad 161-0449Zum Nachweis von Proteinen in Polyacrylamid-Gelen
SD-Selektivmedium 1,7 g/l Hefestickstoffbase ohne Aminosäuren und Ammoniumsulfat, 5 g/l Ammoniumsulfat, 2% Glukose, 350 mg/l Threonin, 40 mg/l Methionin, 40 mg/l Adenin, 50 mg/l Lysin, 50 mg/l Tryptophan, 20 mg/l Histidin, 80 mg/l Leucin, 30 mg/l Tyrosin, 40 mg/l Arginin
Anti-eEF3 (EF3A, YEF3)Geschenk von Kinzy TG. (UMDNJ Robert Wood Johnson Medizinische Fakultät)1:5.000
Anti GFP AntikörperSanta Cruzsc-83341:3.000
Anti Kaninchen IgG-HRP konjugiertSIGMAA91691:10.000

Referenzen

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