Method Article

Insekt gesteuerte Roboter: Ein mobiler Roboter-Plattform, die geruchs Tracking-Fähigkeit eines Insekts zur Bewertung

DOI:

10.3791/54802

December 19th, 2016

In This Article

Summary

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$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Fähigkeit, eine Geruchsquelle zu lokalisieren, ist für Insekten Überleben notwendig und wird voraussichtlich künstlichen geruchs Tracking anwendbar. Das Insekt gesteuerte Roboter wird von einem tatsächlichen silkmoth angetrieben und ermöglicht es uns, die geruchs Tracking-Fähigkeit von Insekten durch eine Roboterplattform zu bewerten.

Abstract

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Die robotische Lokalisierung von Geruchsquellen war ein herausforderndes Gebiet, zu dem biologisches Wissen beitragen sollte, da das Finden von Geruchsquellen eine wesentliche Aufgabe für das Überleben von Organismen ist. Insekten sind gut untersuchte Organismen im Hinblick auf die Geruchsverfolgung, und ihre Verhaltensstrategien wurden zur Bewertung auf mobile Roboter angewendet. Dieser "Bottom-up"-Ansatz ist ein grundlegender Weg zur Entwicklung biomimetischer Roboter; Die biologischen Analysen und die Modellierung von Verhaltensmechanismen sind jedoch noch nicht abgeschlossen. Daher ist noch nicht bekannt, wie ein solches biologisches System tatsächlich als Controller einer Roboterplattform funktioniert. Um diese Frage zu beantworten, haben wir einen insektengesteuerten Roboter entwickelt, bei dem ein männlicher erwachsener Seidenspinner (Bombyx mori) als Reaktion auf Geruchsreize ein Roboterauto fährt; Dieser kann als Prototyp eines zukünftigen insektenmimetischen Roboters angesehen werden. Im Cockpit des Roboters lief ein angebundener Seidenspinner auf einem luftgestützten Ball und ein optischer Sensor maß die Ballrotationen. Diese Drehungen wurden in die Bewegung des zweirädrigen Roboters übersetzt. Der Vorteil dieses "hybriden" Ansatzes besteht darin, dass die Experimentatoren jeden Parameter des Roboters manipulieren können, was die Bewertung der Geruchsverfolgungsfähigkeit von Insekten ermöglicht und nützliche Vorschläge für die robotergestützte Geruchsverfolgung liefert. Darüber hinaus sind diese Manipulationen nicht-invasive Methoden, um die sensomotorische Beziehung eines Pilotinsekts zu verändern, und werden eine nützliche Technik zum Verständnis adaptiver Verhaltensweisen sein.

Introduction

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Autonome Roboter, die in der Lage sind, eine Geruchsquelle zu finden, können für die Sicherheit der Gesellschaft wichtig sein. Sie können zur Erkennung von Katastrophenopfern, von Drogen oder explosiven Materialien auf einem Flughafen sowie von Gefahrstoffaustritten oder Lecks in der Umwelt eingesetzt werden. Gegenwärtig verlassen wir uns für diese Aufgaben ausschließlich auf gut ausgebildete Tiere (z. B. Hunde), und es wurde stark erwartet, dass die robotische Lokalisierung von Geruchsquellen die Arbeitsbelastung dieser Tiere entlastet. Die Suche nach einer Geruchsquelle ist für Roboter eine herausfordernde Aufgabe, da Geruchsstoffe intermittierend in einer Atmosphäre verteilt werden1; Daher ist eine kontinuierliche Probenahme des Geruchskonzentrationsgradienten nicht immer möglich. Daher ist eine Suchstrategie mit intermittierenden Geruchshinweisen notwendig, um eine robotische Geruchsquellenlokalisierung2-4 zu erreichen.

Die Lokalisierung von Geruchsquellen ist essentiell für das Überleben von Organismen und umfasst Aufgaben wie das Finden von Nahrung, Paarungspartnern und Orten für die Eiablage. Um die Schwierigkeit zu überwinden, lückenhaft verteilte Geruchsstoffe zu verfolgen, haben Organismen verschiedene Verhaltensstrategien entwickelt, die aus zwei grundlegenden Verhaltensweisen bestehen: sich während der Geruchsaufnahme stromaufwärts und während der Beendigung der Geruchsaufnahme stromübergreifendbewegen 5,6. Diese reaktiven Strategien sind bei Insekten gut dokumentiert und werden mit anderen Modalitäten wie Windrichtung und Sicht5-8 kombiniert. Die Verhaltensmodelle von Insekten waren auch nützliche Beispiele für die Robotik3,9-11, in denen Verhaltensalgorithmen oder neuronale Schaltkreismodelle in mobile Roboter implementiert wurden, um die Fähigkeiten zur Lokalisierung von Geruchsquellenzu bewerten 10,12-15. Aus biomimetischer Sicht ist dieser "Bottom-up"-Ansatz sicherlich ein grundlegender Weg, um biomimetische Roboter zu entwickeln. Der Bottom-up-Ansatz ist jedoch keine Abkürzung, um eine nützliche Suchstrategie zu erhalten, da die biologischen Analysen noch nicht abgeschlossen sind und die Modellierung der sensomotorischen Systeme hinter dem Verhalten von Insekten noch nicht abgeschlossen ist. Daher ist noch nicht bekannt, wie ein solches biologisches System tatsächlich als Controller einer robotischen Plattform funktioniert.

In diesem Artikel demonstrieren wir das Protokoll eines einfachen "Top-Down"-Ansatzes zur Entwicklung eines mobilen Roboters zur Geruchsverfolgung, der von einem biologischen System gesteuert wird16,17. Der Roboter wird von einem echten Insekt gesteuert und kann als Prototyp zukünftiger insektenmimetischer Roboter angesehen werden. Im Cockpit des Roboters lief ein angebundener erwachsener männlicher Seidenspinner (Bombyx mori) auf einem luftgestützten Ball als Reaktion auf das weibliche Sexualpheromon, das durch Luftsaugrohre an jede Antenne abgegeben wurde. Die Ballrotationen, die durch das Gehen der Motte an Bord verursacht wurden, wurden von einem optischen Sensor gemessen und in die Bewegung des zweirädrigen Roboters übersetzt. Der Vorteil dieses "hybriden" Ansatzes besteht darin, dass die Experimentatoren untersuchen können, wie das sensomotorische System des Insekts auf der Roboterplattform funktioniert, wo sich ein Pilotinsekt in einer geschlossenen Schleife zwischen dem Roboter und einem realen Geruchsumstand befindet. Die Manipulation der Roboterhardware verändert den geschlossenen Kreislauf; Daher ist der insektengesteuerte Roboter eine nützliche Plattform sowohl für Ingenieure als auch für Biologen. Für das Engineering stellt der Roboter den ersten Schritt dar, um ein biologisches Modell anzuwenden, um die Anforderungen für robotische Aufgaben zu erfüllen. Für die Biologie ist der Roboter eine experimentelle Plattform, um die sensomotorische Steuerung in einem geschlossenen Regelkreis zu untersuchen.

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Protocol

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1. Versuchstier

  1. Bereiten Sie eine Kunststoff - Box die Puppen der männlichen silkmoths (B. mori) bis zu ihrem Schlüpfen zu halten. Legen Sie Papiertücher an der Unterseite und Stücke Pappe um die Innenwand des Gehäuses (1A).
    Hinweis: Die Kartonstücke notwendig sind für die erwachsenen Motten zu halten , während ihre Flügel erstreckt während Schlüpfen (1A).
  2. Setzen männlich silkmoth (Bombyx mor i) pupae in das Feld ein und halten sie in einem Inkubator bis Schlüpfen unter einem 16-h: 8-Stunden Licht: Dunkel - Zyklus bei 25 ° C.
    HINWEIS: Die männlichen und weiblichen pupae kann durch den Geschlechts Markierungen auf dem Bauch (1B) unterschieden werden.
  3. Sammeln erwachsenen männlichen Motten nach dem Schlüpfen und verschieben Sie sie in ein neues Feld.
  4. Halten Sie die Falter in einem Inkubator unter einer 16-h: 8-Stunden Licht: Dunkel-Zyklus und verringern Sie die Temperatur auf 15 ° C ihre Aktivität vor dem Experiment zu reduzieren.

2. Tethering ein Silkmoth

  1. Herstellung eines Aufsatzes für Anbinden (2A)
    Hinweis: Die Befestigung besteht aus einem Kupferdraht mit einem Streifen aus einem dünnen Kunststoffblatt an seiner Spitze. Dies gewährleistet die dorsal-ventral Bewegung des Brustkorbs beim Gehen (2B).
    1. Bereiten Sie einen Streifen aus einem dünnen Plastikfolie, 2 × 40 mm (Dicke: 0,1 mm), und falten Sie es in der Mitte.
    2. Bringen Sie den gefalteten Streifen an der Spitze eines Kupferdraht mit einem Klebstoff.
    3. Biegen Sie die Spitze des gefalteten Streifens, wo der Thorax eines silkmoth angebracht ist.
  2. Verwenden Falter (2-8 Tage alt) während der Lichtperiode für das Experiment.
    Anmerkung: Die Empfindlichkeit gegenüber dem Pheromon hängt stark von der zirkadianen Uhr 18. Weil B. mori eine tagaktive Nachtfalter ist, muss das Experiment während der Lichtperiode durchgeführt werden.
  3. Entfernen Sie vorsichtig alle Skalen auf der dorsal Thorax (mesonotum) ein Stück nasses Gewebe (oder Wattestäbchen) und setzen die Kutikula der mesonotum (2C) verwendet wird .
  4. Fügen Sie einen Klebstoff auf dem Streifen aus Kunststoff auf der Anlage und auf der Oberfläche des freiliegenden mesonotum mit einem kleinen Schlitzschraubendreher und warten 5-10 Minuten, bis der Kleber nicht mehr klebrig.
    Hinweis: Der Klebstoff nicht die Flügelscharnier oder die forewing tegulae (Abbildung 2C) berühren.
  5. Bindung, die die mesonotum zur Befestigung.
  6. Halten Sie die moth gebunden, bevor sie im Cockpit des Roboters platziert. Halten Sie die Befestigung auf einem Stativ und legte ein Stück Papier unter den Beinen der Falter ruhen.

3. Insektengesteuerte Roboter

  1. Entwerfen Sie die Hardware des Insekts gesteuerten Roboter auf der Grundlage früherer Arbeiten 16,17,19.
    Hinweis: Das Insekt gesteuerten Roboter besteht aus einem luftgestützten Laufband mit einer optischen Maus Sensor capture das Insekt Fortbewegung, custom-built AVR-basierte Mikrocontroller - Boards für die Verarbeitung und Motorsteuerung sowie zwei DC Brushless - Motoren (3 und 4). Der Roboter kann mit 96% Genauigkeit oder höher ist, innerhalb einer Zeitverzögerung von 200 msec auf der Basis der Kugeldrehung auszuführen. Es sorgt auch für die Mobilität der maximalen Vorwärtsgeschwindigkeit (24,8 mm / sec) und die Winkelgeschwindigkeit (96,3 ° / sec) des silkmoth während Pheromon Nachführverhalten 16. Der Luftstrom der Tretmühle (5A) und Geruchsabgabesystem (5B) sind für die Onboard - Motte auf den Ball zu gehen reibungslos und einen Geruch von zwei Antennen zu erwerben. Der Lufteinlass und Strömungskanal des Laufbandes von denen des Geruchsabgabesystem getrennt Kontamination des Pheromons zu vermeiden.
  2. Entwerfen Sie die Software für die Onboard - Mikrocontroller basiert auf früheren Arbeiten 16.
    Hinweis: Die integrierte Mikrocontroller berechnet ter Roboterbewegungen von der Insekten Lokomotion mit einem optischen Sensor gemessen wird (Rotations, Δ x; Translations, Δ y; 6). Die Distanz (Δ L) und Drehwinkel (Δθ) pro Zeiteinheit des Roboters auf der Grundlage der Entfernung von jedem Rad berechnet (links, Δ L L, rechts, Δ L R) wie Δ L = (Δ L L + Δ L R) / 2 und Δθ = (Δ L L - Δ L R) / D Rad, wobei D Rad ist der Abstand zwischen den beiden Rädern (120 mm). Δ L L und Δ L R werden weiter als Δ L L beschriebenen = Δ L x, L + Δ L y, L und Δ L R = Δ L x, R + Δ L y, R, wobei Δ L x, L </ sub> und L x Δ, R die Wegstrecken der Räder auf der linken und rechten Seite gesteuert durch Δ x und Δ y L, L und L Δ y sind, sind diejenigen , die durch R Δ y gesteuert. Idealerweise Δ L x, L und Δ L x, R wie Δ L x, L = -Δ L x, R = G Δ x (D Rad / D - Ball) und Δ L y, L und Δ L y beschrieben , R sind als Δ L y, L = Δ L y, R = G Δ y beschrieben ist , wobei G die Motorverstärkung und D Kugel ist , ist der Durchmesser der Kugel (50 mm). In der Praxis wird die Motorverstärkung von jeder Seite (links oder rechts Rad) und jede Richtung (Vorwärts- oder Rückwärtsdrehung) unabhängig eingestellt, um die Roboterbewegung zu kalibrieren. Die unabhängige Verstärkungen lassen weiter für dieEinstellung von asymmetrischen Motordrehung eine Dreh Vorspannung des Roboters zu erzeugen (siehe Schritt 6.1).
  3. Waschen Sie die Oberfläche eines weißen expandiertem Polystyrol Kugel (Masse: ca. 2 g, Durchmesser: 50 mm) mit Wasser mögliche Geruchs oder visuelle Hinweise zu entfernen.
    Hinweis: Die Oberfläche eines Balles sollte mit feinem Schleifpapier, wie P400 aufgeraut werden, was den Griff der Beine auf den Ball sicher.
  4. Schalten Sie das Gebläse , die Luft bei 9 V zu dem Laufband und schwimmt die Kugel (5A) liefert. Beachten Sie die Kugel schweben etwa 2 mm vom Boden des Bechers.
  5. Mit Hilfe einer Schraube, befestigen Sie den Kupferdraht der Anlage mit dem Falter (siehe Schritt 2) an einer Halterung im Cockpit des Roboters (Abbildung 3 Einsatz sehen). Stellen Sie sicher , dass die Position der Mittelschenkel in der Mitte der Kugel (7A) ist.
  6. Stellen Sie die vertikale Position der Befestigung der Motte zu ermöglichen, die üblicherweise auf dem b zu gehenalle. Halten Sie den Ball auf gleicher Höhe vor und nach dem Motte (7B) zu befestigen.
    Hinweis: Eine zu niedrige Position des Befestigungsdruck auf die Motte fügt hinzu und entlockt rückwärts zu Fuß den Druck (7C) zu widerstehen, während eine zu hohe Position instabil zu Fuß und Ausfälle des Sensors verursacht aufgrund von Änderungen in der vertikalen Position die Kugel (Abbildung 7D). Um den normalen Laufverhalten zu überprüfen, ein Single-paffte Pheromon Stimulus verwendet wird auszulösen in der Motte zu Fuß (für den Pheromon Reiz, siehe Schritt 4). Beachten Sie, dass der Testreiz minimal sein muss, weil frühere Exposition zu Bombykol gewöhnt silkmoths und verringert ihre Empfindlichkeit (Matsuyama und Kanzaki, nicht veröffentlichte Daten).

4. Geruchsquelle Vorbereitung

Hinweis: männlich B. mori an die Hauptkomponente des conspecific Pheromon weiblichen Geschlechts empfindlich sind (Bombykol: (E, Z) -10,12-hexadecadien-1-ol) 20. Jede Verunreinigung der experimentellen Ausrüstung mit Bombykol entlockt den Geruch Verfolgungsverhalten und wirkt sich auf die Reaktionsfähigkeit der Motte.

  1. Drop 10 ul der Bombykol Lösung gelöst in n-Hexan (200 ng / & mgr; l) auf einem Stück Filterpapier (etwa 10 mm × 10 mm). Die Menge an Bombykol pro Stück Filterpapier ist 2000 ng.
    Hinweis: ein Pheromon Stimulus Patrone in diesem Schritt die normale Laufverhalten der Motte zu überprüfen, vorzubereiten. Die Patrone ist ein Glaspasteurpipette mit einem Stück Filterpapier, enthaltend 2,000 ng Bombykol. Schieben einer Glühlampe bläht die Luft, die Bombykol.

5. Geruchslokalisation Experiment

  1. Schalten Sie den Ventilator einer Zieh-Luft-Art Windkanal (1.800 × 900 × 300 mm, L × B × H; 8) und stellen Sie die Windgeschwindigkeit auf 0,7 m / sec. Sicherzustellen, dass die Temperatur mehr als 20 ° C ist.
  2. Stellen Sie die Geruchsquelle (die pIECE aus Filterpapier enthält Bombykol) vor dem Windkanal.
    Hinweis: Die plume Breite sollte durch Verwendung von TiCl 4 17,19 vor dem Experiment bestätigt werden.
  3. Schalten Sie den Mikrocontroller-Board des Roboters und stellen Sie eine serielle Verbindung zu einem PC über Bluetooth.
  4. Starten Sie eine maßgeschneiderte Java-Programm namens "Biosignalverarbeitung", die eine Schnittstelle zwischen dem PC und dem Roboter zur Verfügung stellt.
    Hinweis: Das Hauptfenster enthält Tasten für Befehle an den Roboter, Textfenster zum Anzeigen der Ein- und Ausgabe der seriellen Kommunikation zu senden, und kleine Boxen Parameter zu konfigurieren. Die nachfolgenden Befehle werden durch Klicken auf entsprechende Schaltflächen in diesem Programm gesendet, mit Ausnahme der Videoaufnahme.
  5. Klicken Sie auf das "über Gerät", um die Verbindung zu bestätigen, indem Sie einen Befehl an den Roboter über den angegebenen COM-Port zu senden und prüfen, ob eine Nachricht vom Roboter zurückgeführt wird.
  6. Klicken Sie auf das "Memory Lösch "Taste vorherige Bewegungsdaten auf dem internen Flash-Speicher links zu löschen.
  7. Klicken Sie auf den "drivemode1", um die Standard-Motor gewinnt an den Roboter zu senden.
    Hinweis: Die Manipulationen der Motor Gewinne und die Zeitverzögerung zwischen Insekten Lokomotion und Roboterbewegung sind nach diesem Schritt angewendet (siehe Schritte 6.1 und 6.3, Abbildung 9).
  8. Klicken Sie auf das "nicht fahren", um einen Befehl zu senden, um den Roboter zu immobilisieren, bis das Experiment beginnt.
  9. Setzen Sie den Roboter an einer Startposition (600 mm hinter der Geruchsquelle) und schalten Sie den Schalter des Motortreiberplatine.
  10. Drücken Sie die Aufnahmetaste des Camcorders Video-Capture zu starten.
  11. Klicken Sie auf den "Aufnahmestart", um einen Startbefehl zu senden, um den Roboter mit einer gleichzeitigen Aufnahme der Kugeldrehung auf dem internen Flash-Speicher zu initiieren. Beachten Sie, dass der Roboter zu bewegen beginnt und verfolgt die Geruchsfahne.
  12. Klicken Sie auf"Rec stop" und "nicht fahren" Tasten Befehle zu senden, sowohl die Roboterbewegung und die Aufnahme zu stoppen, wenn der Roboter die Geruchsquelle lokalisiert.
  13. Drücken Sie die Aufnahmetaste des Camcorders Video-Capture zu stoppen.
  14. Herunterladen aufgezeichnet Bewegungsdaten aus dem integrierten Flash-Speicher an den Computer über eine serielle Verbindung. Schließe das Programm.

6. Manipulation des Insektengesteuerten Roboter

Anmerkung: Der Zeitpunkt jeder Manipulation ist in Figur 9 angedeutet ist .

  1. Manipulation des Motors gewinnt
    Anmerkung: Diese Manipulation ändert die Translations- und Rotationsgeschwindigkeit des Roboters. Asymmetrische Motor Gewinne erzeugen eine Dreh Vorspannung, die verwendet werden können , zu untersuchen , wie Insekten für die Vorspannung 17 kompensieren.
    1. Definieren die Dreh Verstärkungen für Vorwärts- und Rückwärtsdrehung des Motors auf jeder Seite 17 (6B) und bearbeite tene-Konfigurationsdatei "param2.txt" mit einem Texteditor benannt.
    2. Klicken Sie auf das "set param2", um die bearbeitete Konfigurationsdatei in der Software lesen. Dann klicken Sie auf den "drivemode2", um die manipulierte Gewinne an den Roboter senden.
  2. Inversion der Motorausgangs
    Anmerkung: Diese Manipulation stellt eine Bedingung ähnlich zu der Inversions bilateraler olfaktorischen Eingang (siehe Schritt 6.4) und können verwendet werden , die Bedeutung der bilateralen olfaction zu untersuchen. die Umkehrung der Motorleistung kehrt jedoch auch selbstinduzierte visuelle Bewegung eines Onboard-Motte. Die Auswirkungen der invertierte selbstinduzierte visuelle Eingabe 19 kann durch einen Vergleich mit dem invertierten Eingangs olfaktorischen ausgewertet werden.
    1. Kehren Sie die bilateralen Motorsteuerung durch die Steuerkabel überquert für jeden Motor.
  3. Eine Manipulation der Zeitverzögerung zwischen Insekten Lokomotion und Roboterbewegung.
    Hinweis: Diese Manipulationermöglicht die Untersuchung der akzeptablen Zeitraums auf sensomotorische Verarbeitung für die Robotergeruchs Tracking ausgegeben. Der Mikrocontroller speichert die Bewegungsdaten auf einem Pufferspeicher, und verarbeitet sie nach der festgelegten Zeitverzögerung. Beachten Sie, dass der Roboter eine maximale interne Zeitverzögerung von 200 msec hat; Daher wird die tatsächliche Zeitverzögerung erwartet die spezifizierte Zeitverzögerung plus 200 msec 16,17 sein.
    1. Geben Sie eine Nummer (0 bis 10) in einem kleinen Feld des Hauptfensters eine Zeitverzögerung von 0-1.000 ms bei 100 ms Schritten angeben.
    2. Klicken Sie auf die "set Verzögerung", um die Zeitverzögerung zu übernehmen.
  4. Manipulation des olfaktorischen Input.
    Hinweis: Dieses Manipulation verwendet werden , um die Bedeutung der bilateralen olfaktorischen Input zu untersuchen. Der starke Anstieg Richtung silkmoths ist auf der höheren Konzentration Seite 22 vorgespannt ist .
    1. Ändern Sie den Abstand zwischen den Absaugschlauch Tipps oder ihre Positionen umkehren zu verändern, dieUnterschied in der Geruchsstoffkonzentration von jeder Antenne erfasst.
  5. Manipulation von visuellen Input
    Hinweis: Diese Manipulation ist es, die Rolle der visuellen Input für die Geruchsverfolgung zu untersuchen.
    1. Decken Sie den Baldachin mit einem weißen Papier, das 105 ° und 90 ° von der horizontalen und vertikalen Sichtfeld des onboard Motte okkludiert sind.

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Results

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Wir stellen hier die grundlegenden Eigenschaften des Insekts gesteuerten Roboter für die erfolgreiche Lokalisierung einer Geruchsquelle erforderlich. Der Vergleich zwischen dem Roboter und silkmoths, die Wirksamkeit der Geruchsabgabesystems, und die Bedeutung der genauen bilateralen olfaktorische und visuelle Eingänge untersucht.

Der Vergleich von geruchs Tracking - Verhalten zwischen frei-Walking Motten und das Insekt gesteue...

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Discussion

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Die wichtigsten Punkte für die erfolgreiche Steuerung des Roboters durch eine silkmoth einlassen die Motte auf dem luftgestützten Ball laufen reibungslos und stabil die Kugeldrehung zu messen. Daher ist die silkmoth Anbinden und es auf der Kugel an der entsprechenden Position sind die kritischsten Schritte in diesem Protokoll Montage. Unangemessen Haftung der Motte auf die Befestigung oder ungeeigneten Positionierung der Motte auf den Ball wird unnatürliche Druck verursachen auf sie, das Verhalten seiner normalen Gehen ...

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Disclosures

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Acknowledgements

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Wir danken Shigeru Matsuyama für die Bereitstellung von gereinigtem Bombykol. Diese Arbeit wurde unterstützt von der Japan Society for the Promotion of Science KAKENHI (Fördernummern 22700197 und 24650090) und dem Human Frontier Science Program (HFSP).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Männlicher adulter Seidenspinner (Bombyx mori)Aus Eiern aufziehen oder als Puppen kaufen.
BrutkastenPanasonicMIR-254Lagern Sie Puppen oder ausgewachsene Seidenmotten bei einer konstanten Temperatur von 238 l.
KunststoffboxSunplatecO-3Puppen oder ausgewachsene Seidenmotten lagern, 299 & mal 224 x x 62 mm L - x W &mal; H.
Kupferdraht2 mm Durchmesser für die Befestigung. Jede starre Stange kann als Alternative verwendet werden, um die Befestigung zum Binden zu einem Seidenspinner zu machen.
KunststoffplatteKokuyoVF-1420NWird als Overhead-Projektorfolie mit einer Dicke von 0,1 mm verkauft. Verwendung an der Spitze des Aufsatzes.
PinzetteAls eine5SASchuppen am Brustkorb entfernen.
KleberKonishiG17Kleben Sie einen Seidenwickler auf den Aufsatz.
Speziellinsektengesteuerter Robotermit einem luftgestützten Laufband, einem optischen Sensor, speziell angefertigten AVR-basierten Mikrocontroller-Boards und zwei bürstenlosen Gleichstrommotoren. Es wird von 8 & mal angetrieben; AA und 3 & mal; 006P Batterien.
MikrocontrollerAtmelATMEGA8Eine Komponente des insektengesteuerten Roboters.
DC-GebläseNidecA34342-55Ein Bestandteil des insektengesteuerten Roboters zum Schwimmen eines Balls in einem luftgestützten Laufband.
DC-LüfterMinebea1606KL-04W-B50Ein Bauteil des insektengesteuerten Roboters zum Absaugen von geruchshaltiger Luft.
Optischer MaussensorAgilent technologiesHDNS-2000Eine Komponente des insektengesteuerten Roboters, die aus einer optischen Maus gewonnen wird (M-GUWSRSV, Elecom, Japan).
Bürstenloser MotorMaxonEC-45Ein Bestandteil des insektengesteuerten Roboters zum Antrieb eines Rades.
Weiße StyroporkugelEin Bestandteil des insektengesteuerten Roboters. Durchmesser 50 mm, Masse ca. 2 g.
Bombykol:
(E,Z)-10,12-hexadecadien-1-ol
Shin-Etsu chemischeAuftragssynthese.
n-HexanWako085-00416Lösungsmittel für Bombykol.
WindkanalCustomPulling-Air-Typ, Größe 1.800 & 900 & x 300 mm L & mal; W &mal; H.
BioSignal-ProgrammCustomEin Programm zum Aufbau einer seriellen Kommunikation zwischen dem insektengesteuerten Roboter und einem PC über Bluetooth. Wird zum Senden von Befehlen zum Starten/Stoppen des Roboters oder zum Konfigurieren seiner Motoreigenschaften verwendet.
CamcorderSonyHDR-XR520VErfassen Sie Roboterbewegungen.
mit

References

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  1. Murlis, J., Jones, C. D. Fine-scale structure of odor plumes in relation to insect orientation to distant pheromone and other attractant sources. Physiol Entomol. 6, 71-86 (1981).
  2. Vergassola, M., Villermaux, E., Shraiman, B. I. 'Infotaxis' as a strategy for searching without gradients. Nature. 445, 406-409 (2007).
  3. Kowadlo, G., Russell, R. A. Robot Odor Localization: A Taxonomy and Survey. The International Journal of Robotics Research. 27, 869-894 (2008).
  4. Hernandez Bennetts, V., Lilienthal, A. J., Neumann, P. P., Trincavelli, M. Mobile robots for localizing gas emission sources on landfill sites: is bio-inspiration the way to go. Frontiers in neuroengineering. 4, 20(2011).
  5. Vickers, N. J. Mechanisms of animal navigation in odor plumes. Biol Bull. 198, 203-212 (2000).
  6. Willis, M. A. Chemical plume tracking behavior in animals and mobile robots. Navigation. 55, 127-135 (2008).
  7. Carde, R. T., Willis, M. A. Navigational strategies used by insects to find distant, wind-borne sources of odor. J Chem Ecol. 34, 854-866 (2008).
  8. Frye, M. A. Multisensory systems integration for high-performance motor control in flies. Curr Opin Neurobiol. 20, 347-352 (2010).
  9. Russell, R. A. Survey of robotic applications for odor-sensing technology. The International Journal of Robotics Research. 20, 144-162 (2001).
  10. Russell, R. A., Bab-Hadiashar, A., Shepherd, R. L., Wallace, G. G. A comparison of reactive robot chemotaxis algorithms. Robot Auton Syst. 45, 83-97 (2003).
  11. Ishida, H., Nakamoto, T., Moriizumi, T., Kikas, T., Janata, J. Plume-tracking robots: a new application of chemical sensors. Biol Bull. 200, 222-226 (2001).
  12. Webb, B., Harrison, R. R., Willis, M. A. Sensorimotor control of navigation in arthropod and artificial systems. Arthropod Struct Dev. 33, 301-329 (2004).
  13. Kanzaki, R. How does a microbrain generate adaptive behavior. Int Congr Ser. 1301, 7-14 (2007).
  14. Kanzaki, R., Ando, N., Sakurai, T., Kazawa, T. Understanding and reconstruction of the mobiligence of insects employing multiscale biological approaches and robotics. Adv Robotics. 22, 1605-1628 (2008).
  15. Ravel, N., et al. Multiphasic on/off pheromone signalling in moths as neural correlates of a search strategy. Plos One. 8, 61220(2013).
  16. Emoto, S., Ando, N., Takahashi, H., Kanzaki, R. Insect-controlled robot-evaluation of adaptation ability. J Robot Mechatronics. 19, 436-443 (2007).
  17. Ando, N., Emoto, S., Kanzaki, R. Odour-tracking capability of a silkmoth driving a mobile robot with turning bias and time delay. Bioinspir Biomim. 8, 016008(2013).
  18. Gatellier, L., Nagao, T., Kanzaki, R. Serotonin modifies the sensitivity of the male silkmoth to pheromone. J Exp Biol. 207, 2487-2496 (2004).
  19. Ando, N., Kanzaki, R. A simple behaviour provides accuracy and flexibility in odour plume tracking - the robotic control of sensory-motor coupling in silkmoths. J. Exp. Biol. 218, 3845-3854 (2015).
  20. Kaissling, K. E. Insect olfaction. Handbook of Sensory Physiology Vol. 4. Beidler, L. M. , Springer-Verlag. 351-431 (1971).
  21. Kanzaki, R., Sugi, N., Shibuya, T. Self-generated zigzag turning of Bombyx mori males during pheromone-mediated upwind walking. Zool Sci. 9, 515-527 (1992).
  22. Takasaki, T., Namiki, S., Kanzaki, R. Use of bilateral information to determine the walking direction during orientation to a pheromone source in the silkmoth Bombyx mori. J Comp Physiol. A. 198, 295-307 (2012).
  23. Kanzaki, R. Coordination of wing motion and walking suggests common control of zigzag motor program in a male silkworm moth. J Comp Physiol A. 182, 267-276 (1998).
  24. Pansopha, P., Ando, N., Kanzaki, R. Dynamic use of optic flow during pheromone tracking by the male silkmoth, Bombyx mori. J Exp Biol. 217, 1811-1820 (2014).
  25. Loudon, C., Koehl, M. A. R. Sniffing by a silkworm moth: Wing fanning enhances air penetration through and pheromone interception by antennae. J. Exp. Biol. 203, 2977-2990 (2000).
  26. Lebedev, M. A., Nicolelis, M. A. L. Brain-machine interfaces: past, present and future. Trends Neurosci. 29, 536-546 (2006).
  27. Ejaz, N., Peterson, K. D., Krapp, H. G. An experimental platform to study the closed-loop performance of brain-machine interfaces. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2011).
  28. Minegishi, R., Takashima, A., Kurabayashi, D., Kanzaki, R. Construction of a brain-machine hybrid system to evaluate adaptability of an insect. Robot Auton Syst. 60, 692-699 (2012).
  29. Martinez, D., Arhidi, L., Demondion, E., Masson, J. B., Lucas, P. Using insect electroantennogram sensors on autonomous robots for olfactory searches. Journal of visualized experiments : JoVE. , e51704(2014).
  30. Ortiz, L. I. A mobile electrophysiology board for autonomous biorobotics. , The University of Arizona. MS thesis (2006).
  31. Bohil, C. J., Alicea, B., Biocca, F. A. Virtual reality in neuroscience research and therapy. Nat Rev Neurosci. 12, 752-762 (2011).
  32. Dombeck, D. A., Reiser, M. B. Real neuroscience in virtual worlds. Curr Opin Neurobiol. 22, 3-10 (2012).
  33. Roth, E., Sponberg, S., Cowan, N. J. A comparative approach to closed-loop computation. Curr Opin Neurobiol. 25, 54-62 (2014).
  34. Leinweber, M., et al. Two-photon calcium imaging in mice navigating a virtual reality environment. Journal of visualized experiments : JoVE. , e50885(2014).
  35. Takalo, J., et al. A fast and flexible panoramic virtual reality system for behavioural and electrophysiological experiments. Sci Rep. 2, 324(2012).
  36. Bahl, A., Ammer, G., Schilling, T., Borst, A. Object tracking in motion-blind flies. Nat Neurosci. 16, 730-738 (2013).
  37. Bellmann, D., et al. Optogenetically Induced olfactory stimulation in Drosophila larvae reveals the neuronal basis of odor-aversion behavior. Front Behav Neurosci. 4, 27(2010).
  38. Gaudry, Q., Hong, E. J., Kain, J., de Bivort, B. L., Wilson, R. I. Asymmetric neurotransmitter release enables rapid odour lateralization in Drosophila. Nature. 493, 424-428 (2013).
  39. Tabuchi, M., et al. Pheromone responsiveness threshold depends on temporal integration by antennal lobe projection neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 15455-15460 (2013).
  40. Schulze, A., et al. Dynamical feature extraction at the sensory periphery guides chemotaxis. Elife. 4, 06694(2015).
  41. Duistermars, B. J., Chow, D. M., Frye, M. A. Flies require bilateral sensory input to track odor gradients in flight. Curr Biol. 19, 1301-1307 (2009).
  42. Gomez-Marin, A., Duistermars, B. J., Frye, M. A., Louis, M. Mechanisms of odor-tracking: multiple sensors for enhanced perception and behavior. Front Cell Neurosci. 4, 6(2010).
  43. Sakurai, T., et al. A single sex pheromone receptor determines chemical response specificity of sexual behavior in the silkmoth Bombyx mori. Plos Genet. 7, (2011).
  44. Tripathy, S. J., et al. Odors pulsed at wing beat frequencies are tracked by primary olfactory networks and enhance odor detection. Front Cell Neurosci. 4, 1(2010).
  45. Daly, K. C., Kalwar, F., Hatfield, M., Staudacher, E., Bradley, S. P. Odor detection in Manduca sexta is optimized when odor stimuli are pulsed at a frequency matching the wing beat during flight. Plos One. 8, 81863(2013).
  46. Szyszka, P., Gerkin, R. C., Galizia, C. G., Smith, B. H. High-speed odor transduction and pulse tracking by insect olfactory receptor neurons. Proc Natl Acad Sci USA. 111, 16925-16930 (2014).
  47. Harvey, D., Lu, T. F., Keller, M. Odor sensor requirements for an insect inspired plume tracking mobile robot. Proceedings of'The 2006 IEEE International Conference on Robotics and Biomimetics. , 130-135 (2006).

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