Methodenartikel

Kapillarelektrophorese Trennung des monoklonalen Antikörpers Isoformen eine Neutral Kapillare

12.5K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/55082

⸱

16. Januar 2017

 ,  ,  ,  , 
1Unidad de Investigación y Desarrollo, Probiomed S.A. de C.V.

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein umfassendes Kapillarzonenelektrophoreseprotokoll zur Beurteilung der intrinsischen physikochemischen Heterogenität von monoklonalen Antikörpern als Qualitätsmerkmal.

Zusammenfassung

Biotherapeutische Proteine, wie monoklonale Antikörper (mAbs), sind praktikable Alternativen für die Behandlung chronisch-degenerativer Krankheiten. Die biologische Aktivität dieser Proteine hängt von ihren physikalisch-chemischen Eigenschaften ab. Der Einsatz von Hochleistungstechniken wie Chromatographie und Kapillarelektrophorese wurde für die Analyse der physikochemischen Heterogenität von mAbs beschrieben. Heutzutage stellt die Kapillarzonenelektrophorese (CZE) einen der auflösendsten und empfindlichsten Assays für die Analyse von Biomolekülen dar. Darüber hinaus wird die elektrogetriebene Trennung in CZE von umfangreichen Eigenschaften der Materie bestimmt und bietet den Vorteil, dass Proteine nahe an ihrem nativen Zustand analysiert werden können. Die erfolgreiche Implementierung dieser Technik für die Routineanalytik hängt jedoch von den Fähigkeiten des Analytikers in den kritischen Schritten während der Proben- und Systemvorbereitung ab. Der Zweck dieses Tutorials besteht darin, die Schritte zum Erfolg bei der CZE-Analyse von mAbs zu beschreiben. Darüber hinaus kann dieses Protokoll für die Entwicklung und Verbesserung der Fähigkeiten des Personals verwendet werden, das in Laboratorien für analytische Proteinchemie tätig ist.

Einleitung

Monoklonale Antikörper (mAb) sind Biotherapeutikum Proteine mit steigendem Interesse aufgrund ihrer Handlungsfähigkeit gegen mehrere chronische und degenerative Krankheiten 1. Wie andere Biomoleküle sind mAbs anfällig mehrere physikalisch - chemische Modifikationen in allen Phasen ihres Lebenszyklus zu unterziehen (dh von Biosynthese zum Endprodukt). Solche Modifikationen umfassen, sind aber nicht beschränkt auf : Desamidierung, Glykosylierung, Oxidation, Cyclisierung, Isomerisierung, Aggregation und proteolytische Spaltung 2. Daher analytische Techniken der Lage intrinsische Isoformen zu lösen sind erforderlich mAbs Heterogenität und Stabilität, um zu überwachen, um Qualitätsanforderungen herzustellen.

Kapillarelektrophorese (CE) ist ein Hochleistungstrenntechnik outinside eines schmalen Quarzglasröhre (& mgr; m-Bereich) gefüllt durch mit einem Hintergrundelektrolyten (BGE). Bei Anlegen eines elektrischen Feldes (bis zu 30.000 V), geladenes Moleküls wandern in Richtung der Elektrode mit entgegengesetzter Ladung (dh elektrogetriebene Trennung). Die Verwendung von hohen Spannungen in CE ermöglicht schnelle Analysen und erhöhte Effizienz, die der Elektrophorese klassischen Gel überlegen sind. Die Kapillarzonenelektrophorese (CZE) ist eine CE-basierte Technik routinemäßig in der biopharmazeutischen Industrie für die Produktqualität Beurteilung verwendet 3-9. Im Gegensatz zu anderen Formen der CE (zB Kapillar - Gel - Elektrophorese, Kapillar - isoelektrische Fokussierung) oder Chromatographie-basierte Methoden können CZE ohne Verwendung von Denaturierungsmitteln oder Festphasen - Schnittstellen durchgeführt werden, so dass die Analyse der inhärenten Heterogenität der mAbs nahe an ihrem nativen Zustand 10 . CZE Trennung von mAb - Isoformen auftritt innerhalb einer Fused-Silica - Kapillare mit einem hydrophilen Polymer (neutral Kapillare) abgedeckt und auf der Basis ihrer unterschiedlichen elektrophoretischen Mobilität, die durch Ladung, Masse, Größe und Form (oder hydrodynamischen Volumen) 11 ausgeschlossen ist. mAb-Einheiten detektiert, wennsie mobilisiert und durch das Erfassungsfenster, das 4 durch ein Ultraviolett (UV) Absorptionsdetektor bei 214 nm gemessen wird.

Die erfolgreiche Umsetzung dieser Analysetechnik wird vor und während des Experiments zu Details über angemessene Aufmerksamkeit abhängen. Acting sonst wird die Kosten und die Zeit erhöhen, um die Analyse durchzuführen, was letztlich zu konstanten Versagen und Frustration führen.

Hier präsentieren wir eine Schritt-für-Schritt-Anleitung, eine erfolgreiche Analyse von mAb Heterogenität durch CZE durch die detaillierte Erläuterung der Herstellung von Lösungen und Proben durchzuführen, die Herstellung von CE-System, das Instrument Verfahren einzurichten, die Datenerfassung und das Verarbeiten. Für die Zwecke dieses Tutorial, eine rekombinante vollständig humanen Anti-Tumor-Nekrose-Faktor alpha (anti-TNF) mAb als Proteinmodell verwendet wird; jedoch kann dieses Protokoll leicht für die Analyse von anderen Proteinen unter Berücksichtigung kurze Änderungen angepasst werden. EINußerdem, mehrere Empfehlungen zu mildern sind mögliche Probleme vorgeschlagen. Der Leser wird aufgefordert, zu streng, die vorgeschlagene Protokoll folgen, da die Wahrscheinlichkeit erhöhen, um erfolgreich zu sein.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

1. Herstellung der Lösungen

  1. Bereiten Sie die BGE - Lösung.
    1. Herstellung von 100 ml einer Lösung, bestehend aus 0,05% (m / v) Hydroxypropyl Methylcellulose (HPMC), 200 mM ε-Amino-n-Capronsäure (EACA) und 30 mM Lithiumacetat.
      HINWEIS: HPMC ein viskoelastisches Polymer ist, gießen Sie das Pulver in ein Becherglas, fügen Sie 80 ml Wasser und schließlich den Rührstab hinzufügen. Weiter zu den übrigen Reagenzien, wie sie normalerweise die Zugabe. Schutzbrille tragen beim Umgang mit Lithium-Acetat, wie es zu Augenreizungen führen kann.
    2. Passen Sie auf einen pH-Wert 4,8 ± 0,1 mit 50% (v / v) Essigsäure. Lassen Sie die Lösung für 5 min zur Stabilisierung und ggf. korrigieren.
    3. Fügen Sie Wasser, um bis zu einem endgültigen Volumen von 100 ml in Messkolben.
    4. Filter durch eine hydrophile Membran mit einer 0,2 & mgr; m Porengröße.
    5. Lagerung bei 2-8 ° C für bis zu 7 Tage.
  2. Bereiten Sie den internen Standard.
    1. Bereiten Sie 1 mleiner Lösung von 1% (m / v) Histamin besteht.
    2. Filter durch eine hydrophile Membran mit einer 0,2 & mgr; m Porengröße.
    3. Lagerung bei 2-8 ° C für bis zu 1 Tag.

2. Probenvorbereitung

  1. Bereiten 180 ul mAb Probe mit Tris-Puffer verdünnt (50 mM Tris (hydroxymethyl) aminomethan, pH 8,0) auf eine Endkonzentration von 1 mg / ml.
  2. Geben Sie 20 & mgr; l von 1% (m / v) Histamin.
  3. Mischen und Zentrifugieren bei 1000 × g für 5 Sek.
  4. Legen Sie ein Mikro Fläschchen in einem Universal-Fläschchen.
  5. Übertragen Sie die Probe in die Mikro Fläschchen und die Kappe des Universal Fläschchen. Dispense die Probe nach oben, um alle Blasen zu vermeiden einzuführen.
  6. Lagerung bei 2-8 ° C für bis zu 1 Tag.
  7. Legen Sie die Universal-Fläschchen (mit Mikrofläschchen, die Probenlösung enthält) in der Probeneinlassfach.

3. Herstellung von CE-System.

  1. CE Systemreinigung.
    HINWEIS: Verhalten thist Verfahren mindestens einmal pro Woche, um elektrischen Strom Leckage aus Ansammlung von Staub und Schmutz abgeleitet zu vermeiden. Jedoch abhängig von der Anwendung (zB Verwendung eines BGE mit erhöhter Viskosität oder mit hoher Salzkonzentration, Proben mit erhöhter Viskosität) Elektroden und Öffnungshebel erfordern häufig gereinigt mehr zu Kreuzkontamination und Probenverschleppung zu vermeiden.
    1. Schalten Sie den Netzschalter des CE-Gerät aus und öffnen Sie die vordere Tür.
    2. Reinigen Sie die Oberfläche der Probe Abdeckung, Probenhaltesystem (Probe und Puffer Tabletts), Patronenabdeckung, Klemmleiste, Schnittstellenblock und Elektroden mit einem mit Wasser angefeuchteten Vlies wischen. Wiederholen Sie den Vorgang mit einem Ethanol angefeuchteten wischen und trocken vor dem Gebrauch.
    3. Spülen Sie die Öffnungshebel gründlich mit Wasser. Reinigen Sie die Oberfläche mit einem Vlies wischen. Wiederholen Sie den Vorgang mit einem Ethanol angefeuchteten wischen und trocken vor der Installation.
    4. Reinigen Sie die beiden Enden des Glasfaserkabels vorsichtigly mit einem mit Wasser angefeuchteten Mikrofasertuch. Wiederholen Sie den Vorgang mit einem Ethanol angefeuchteten Tuch.
  2. Kassetteneinheit.
    1. Nehmen Sie eine neue neutrale Kapillare (50 & mgr; m Innendurchmesser) aus der Verpackung.
    2. Band nach unten ein Ende der Kapillare Schutzschlauch an der Werkbank. Abrollen, begradigen und die Kapillare aus dem Schlauch ziehen.
    3. Kleben Sie ein Stück Klebeband oder Papier an der Werkbank und fügen Messmarken wie folgt: Länge zum Detektor (30 cm), Kapillar - Fenster (0,2 cm) und einer Länge zum Auslaufende (10 cm) (dh 40,2 cm Gesamtlänge, 30,0 cm effektive Länge).
    4. Richten Sie die Kapillare Fenster auf die 0,2 cm Messmarke im Referenzpapier. Befestigen Sie die Kapillare mit Band und markieren Sie die Kapillare endet 2 mm außerhalb der Messmarken.
    5. Schneiden Sie die Schutzkappe an der Kapillareinlass Ende (das Ende der am weitesten vom Fenster) in einer einzigen geraden Bewegung den Flush Rand des Abspaltungs Stein verwenden.
      1. Tauchen Sie die Kapillare Ende in einem verschlossenen Universal-Fläschchen mit Wasser gefüllt, um dauerhafte Schäden an der kapillaren Innenbeschichtung zu vermeiden. Wiederholen Sie jedes Mal, dieses Verfahren das kapillare Ende für mehr als 1 min der Umgebung ausgesetzt ist.
    6. Legen Sie die Kapillareinlass Ende in die Ausgangsseite der Patrone.
    7. Schieben und die Kapillare durch die Patrone nach Bedarf ziehen, bis die Kapillare Fenster in die Kassette Fenster zentriert ist.
    8. Legen Sie die Blende Stecker (100 & mgr; m × 200 & mgr; m) in das Kassettenfenster.
      HINWEIS: Bestätigen, dass weißes Licht durch das Fenster, wenn zu einer weißen Lichtquelle ausgesetzt wird. Wenn das Licht, das ein bräunliches Aussehen hat durchläuft, ggf. einstellen.
    9. Legen Sie die Kapillare in die vorgeformten Kühlmittelrohrleitung für insgesamt Kapillarlänge von 40,2 cm (mit vorinstallierter Schlauchmutter, Zwinge und O-Ring an beiden Enden in dieser Reihenfolge).
    10. Schieben Sie die Kapillare durch die coolant Schlauch wie nötig, bis die Kapillare an der anderen Seite des Schlauchs erscheint.
    11. Führen Sie das Ende des Kühlmittelrohrleitung in die Ausgangsseite der Patrone und ziehen Sie die Schlauchmutter.
    12. Legen Sie die Kapillareinlass Ende in die Einlassseite der Patrone.
    13. Hub und die Kapillare durch die Patrone nach Bedarf ziehen, bis die Kapillare an der Einlassseite der Kassette angezeigt wird.
    14. Führen Sie das Ende des Kühlmittelrohrleitung in die Einlassseite der Patrone und ziehen Sie die Schlauchmutter.
    15. Schneiden Sie die Schutzkappe an der Kapillarauslass Ende (das Ende nächsten aus dem Fenster) in einer einzigen geraden Bewegung den Flush Rand des Abspaltungs Stein verwenden.
    16. Legen Sie die Dichtung-Halteklammern über die Kapillare Enden und drücken Sie in die richtige Position zu schnappen. Sichtprüfung der Kapillare endet. Wenn sie nicht einmal sind, wiederholen Sie den Vorgang.
    17. Legen Sie die Kapillare Länge Vorlage auf dem Rand der Werkbank.
    18. Legen Sie die Patrone nach unten against die Kapillare Länge Schablone und richten Sie die Kapillare mit den Referenzlinien auf der Vorlage endet. Wenn die Kapillare Messmarken (siehe 3.2.4) nicht mit den Referenzlinien ausrichten, ggf. einstellen.
    19. Halten Sie die Kapillare gegen die kapillare Länge Schablone und schneiden beide Enden der Kapillare auf der Vorlage die flush Kante des Abspalten Stein 2 mm unterhalb der Referenzlinien verwendet wird.
    20. Sichtprüfung der Kapillare mit einem Vergrößerungsglas endet. Wenn Kapillarenden nicht glatt sind, polieren sie das weiche Gesicht des Abspaltungs Stein verwenden.
    21. Legen Sie die Öffnung O-Ring in die Öffnung Zündkerzenloch den O-Ring Einsatzwerkzeug verwendet wird.
    22. Installieren Sie mit einer Kappe bedeckt Universal gefüllt Fläschchen mit Wasser in das Kassettengehäuse und Platz Patrone in Fall sofort mit Kapillar-Enden in Ampullen eingesetzt. Für Kurz- und Langzeitlagerung halten bei 2-8 ° C.
  3. Herstellung von Puffer Tabletts.
    1. Füllen Sie und legen Sie mit einer Kappe bedeckt universal Phiolen in dem Puffer Eintritts- und Austrittswannen (Abbildung 1). Wiederholen Sie Fläschchen Positionen in den Spuren 2, 3, 4 und 5 gemäß der Anzahl der zu analysierenden Proben, eine Spur für alle sechs Probeninjektionen platzieren.
      HINWEIS: Vermeiden Sie die Fläschchen-Kappen, um Frittstrom Auslaufen zu verhindern.

figure-protocol-1
Abbildung 1: Lage und den Füllstand des Universalfläschchen in den Puffer Einlass und Auslass Tabletts. Füllstände: 1/1 = 1400 & mgr; l, 3/4 = 1300 & mgr; l und 1/2 = 1000 & mgr; l. Abkürzungen: W = Wasser, HCl = 0,1 M Salzsäure. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

  1. CE Systemkomponenten Montage.
    1. Installieren Sie den UV-Detektor.
    2. Installieren Sie die Öffnungshebelindem sie in den Schnittstellenblock nach oben drücken.
    3. Installieren Sie das Glasfaserkabel. Legen Sie die entsprechende Ende mit der Klemmleiste und, während beide Enden halten, drehen im Uhrzeigersinn. Schließen Sie das andere Ende mit dem UV-Detektor.
      HINWEIS: Behandeln Sie das Glasfaserkabel mit Sorgfalt während dieses Verfahrens, da Biegen seiner Fraktur verursachen könnte.
    4. Platz Probe und Puffer Tabletts in den Probenhaltesystem und einrasten.
    5. Legen Sie die Kapillarpatrone in den Schnittstellenblock und, während Sie die Klemmleiste an beiden Enden, ziehen Sie die Knöpfe.

4. Instrument Methoden Set-up

  1. Erstellen Sie die Anlage, Laufen und Shutdown-Instrument Methoden nach mit den folgenden Parametern und Tabelle 1: Spannung, max: 30,0 kV; Strom, max: 300,0 uA; Cartridge Temperatur: 20,0 ° C; Probenlagertemperatur: 10,0 ° C; UV-Detektor Anfangsbedingungen: Wellenlänge: 214 nm; Datenrate: 4 Hz; Filter: Normal; Peakbreite (Punkte): 16-25; Absorptions-Signal: Direct.
    HINWEIS: Datenerfassungsrate erhöht werden kann, bis zu 25 Hz, um die Abdeckung der schmalen Trennzonen zu verbessern.
Konditionierungsverfahren Zeitprogramm
Zeit (min) Event Wert Dauer Inlet Phiole Outlet Phiole Zusammenfassung Bemerkungen
- Spülen - Druck 2068 mbar 1,0 min BI: C1 BO: C1 Vorwärts HCl 0,1 M
- Spülen - Druck 2068 mbar 2,0 min BI: B1 BO: C1 Vorwärts Wasser
- Spülen - Druck 2068 mbar 10,0 min BI: E1 BO: C1 Vorwärts BGE
0.00 Separate - Spannung 15,0 KV 10,0 min BI: D1 BO: D1 0,17 Min Rampe, normale Polarität Getrennte
10.00 Spülen - Druck 2758 mbar 10,0 min BI: E1 BO: C1 Vorwärts BGE
20,01 Warte ab - 0,0 min BI: A1 BO: A1 - Rinse-Tipps
Laufende Verfahren Zeitprogramm
Zeit (min) Event Wert Dauer Inlet Phiole Outlet Phiole Zusammenfassung Bemerkungen
- Spülen - Druck 2068 mbar 1,0 min BI: C1 BO: C1 Nach vorne, In / Out Fläschchen inc 6 HCl 0,1 M
- Spülen - Druck 2068 mbar 2,0 min BI: B1 BO: C1 Nach vorne, In / Out Fläschchen inc 6 Wasser
- Spülen - Druck 2068 mbar 4,0 min BI: E1 BO: C1 Nach vorne, In / Out Fläschchen inc 6 BGE
- Spritzen - Druck 34 mbar 20,0 sec SI: A1 BO: B1 Außer Kraft setzen, nach vorne Probeninjektion
- Warte ab - 0,4 min BI: A1 BO: A1 In / Out Fläschchen inc 6 Wash-Tipps
0 Separate - Spannung 15,0 KV 30,0 min BI: D1 BO: D1 0,17 Min Rampe, normale Polarität, In / Out Fläschchen inc 6 Probentrenn
0,5 Auto Zero - - - - - -
30,01 Stopp-Daten - - - - - -
30,02 Spülen - Druck 2068 mbar 2,0 min BI: B1 BO: C1 Nach vorne, In / Out Fläschchen inc 6 Wasser
32,03 Warte ab - 0,0 min BI: A1 BO: A1 In / Out Fläschchen inc 6 Rinse-Tipps
32,04 Ende - - - - - Ende
Shutdown-Methode Zeitprogramm
Zeit (min) Event Wert Dauer Inlet Phiole Outlet Phiole Zusammenfassung Bemerkungen
- Spülen - Druck 2068 mbar 1,0 min BI: E6 BO: E6 Vorwärts HCl 0,1 M
- Spülen - Druck 2068 mbar 6,0 min BI: F6 BO: F6 Vorwärts Wasser
- Lampe - Aus - - - - - -
- Warte ab - 0,0 min BI: A1 BO: A1 - Rinse-Tipps

Tabelle 1: Konditionierung, Laufen und Shutdown - Zeit - Programme.

5. Datenerfassung und -verarbeitung

  1. Programmieren Sie die Probe eingestellt.
    1. Programmieren Sie die Kapillare für die Konditionierung der Konditionierung Instrument Methode. Wenn die Kapillare zum ersten Mal verwendet wird, Programm vier Wiederholungen; programmieren sonst nur zwei Wiederholungen des Konditionierungsmethode.
    2. Programm, um die Proben werden analysiert, um die ablaufenden Instrumenten-Methode.
    3. Programmieren Sie die Kapillare zur Speicherung der Shutdown Instrument Methode und wiederholen Sie den in Abschnitt 3.2.22 Verfahren.
  2. Führen Sie das Experiment.
  3. Exportieren Sie die Elektropherogramme.
  4. Berechnen Sie die Migrationszeit und der Anteil an Grund-, Haupt-and sauren Isoformen vertikalen Falllinie Integration des Elektropherogramm-Profil.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Figur 2 zeigt den typischen elektrischen Stromprofil eines 200 mM EACA, 30 mM Lithiumacetat, pH 4,8 BGE mit anti-TNF & agr; mAb Probe mit Tris - Puffer (50 mM, pH 8,0). Wie beobachtet werden kann, ist der Strom in der gesamten Analyse stabil und zwischen Werten von 30 bis 35 & mgr; A oszillieren kann. Abbildung 3 zeigt die CZE Elektropherogramm einer Blindprobe , wo der detektierte Peak, der dem Histamin interner Standard entspricht. Es ist für H...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

In diesem Tutorial zeigen wir die Bedeutung der richtigen Praktiken bei der Durchführung von CZE von mAb analysiert, um die Wahrscheinlichkeit zu erhöhen, um erfolgreich zu sein. Wenn jedoch CZE auf einer Routinebasis verwendet wird, Probleme entstehen zwangsläufig 12.

Für die besten Ergebnisse ist es wichtig, die Hinweise zu folgen, die das ganze Protokoll aufgenommen wurden, da sie den Analytiker schwierige Schritte zu überwinden und zu beheben helfen. Eine wichtige Überlegung o...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren Carlos E. Espinosa-de la Garza, Rodolfo D. Salazar-Flores, Néstor O. Pérez, Luis F. Flores-Ortiz und Emilio Medina-Rivero sind Mitarbeiter der Probiomed S.A. de C.V., die Biosimilar-Produkte entwickelt, herstellt und vermarktet. Alle Autoren sind an der Entwicklung von Biosimilar-Produkten für Probiomed beteiligt.

Danksagungen

Die Autoren danken Wiley für die erteilte Erlaubnis, die Konzepte der folgenden Veröffentlichung für dieses Tutorial zu verwenden. Carlos E. Espinosa-de la Garza, Francisco C. Perdomo-Abúndez, Jesús Padilla-Calderón, Jaime M. Uribe-Wiechers, Néstor O. Pérez, Luis F. Flores-Ortiz, Emilio Medina-Rivero: Analyse rekombinanter monoklonaler Antikörper durch Kapillarzonenelektrophorese. Elektrophorese. 2013. 34. 1133-1140. Copyright Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA. Diese Arbeit wurde unterstützt durch CONACyT, Mexiko, Stipendium 230551.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
EisessigTecsiquimAT0035-7
Salzsäure in ACS-QualitätJ.T. Baker9535-05
HistamindihydrochloridFluka53300
(Hydroxypropyl) methylcelluloseFluka09963
LithiumacetatSigma-Aldrich517992
6-AminocapronsäureSigma-AldrichA2504
eCAP Tris-Puffer, 50,0 mM,  pH 8Beckman Coulter477427
PA 800 Plus Pharmazeutisches AnalysesystemBeckman CoulterA66528
eCAP Neutralkapillare Beckman Coulter477441
Fläschchen, Mikro, 200 & Mikro; lBeckman Coulter144709
Universal-FläschchenkappenBeckman CoulterA62250
UniversalfläschchenBeckman CoulterA62251
Kabel, Optik, UV/VisBeckman Coulter144093
UV/Vis DetektormodulBeckman Coulter144733
Cartridge Assembly Kit, BlankBeckman Coulter
144738

Referenzen

  1. Bruno, V., Battaglia, G., Nicoletti, F. The advent of monoclonal antibodies in the treatment of chronic autoimmune diseases. Neurol. Sci. 31, 283-288 (2011).
  2. Liu, H., Gaza-Bulseco, G., Faldu, D., Chumsae, C., Sun, J. Heterogeneity of monoclonal antibodies. J. Pharm. Sci. 97 (7), 2426-2447 (2008).
  3. Creamer, J. S., Oborny, N. J., Lunte, S. M. Recent advances in the analysis of therapeutic proteins by capillary and microchip electrophoresis. Anal. Methods. 6 (15), 5427-5449 (2014).
  4. Fekete, S., Guillarme, D., Sandra, P., Sandra, K. Chromatographic, Electrophoretic, and Mass Spectrometric Methods for the Analytical Characterization of Protein Biopharmaceuticals. Anal. Chem. 88 (1), 480-507 (2016).
  5. He, Y., et al. Analysis of identity, charge variants, and disulfide isomers of monoclonal antibodies with capillary zone electrophoresis in an uncoated capillary column. Anal. Chem. 82 (8), 3222-3230 (2010).
  6. He, Y., Isele, C., Hu, W., Ruesch, M. Rapid analysis of charge variants of monoclonal antibodies with capillary zone electrophoresis in dynamically coated fused-silica capillary. J. Sep. Sci. 34 (5), 548-555 (2011).
  7. Zhao, S. S., Chen, D. D. Y. Applications of capillary electrophoresis in characterizing recombinant protein therapeutics. Electrophoresis. 35 (1), 96-108 (2014).
  8. Štěpánová, S., Kašička, V. Determination of impurities and counterions of pharmaceuticals by capillary electromigration methods. J. Sep. Sci. 37 (15), 2039-2055 (2014).
  9. Štěpánová, S., Kašička, V. Recent applications of capillary electromigration methods to separation and analysis of proteins. Anal. Chim. Acta. 933, 23-42 (2016).
  10. Espinosa-de la Garza, C. E., et al. Analysis of recombinant monoclonal antibodies by capillary zone electrophoresis. Electrophoresis. 34 (8), 1133-1140 (2013).
  11. Staub, A., Guillarme, D., Schappler, J., Veuthey, J. L., Rudaz, S. Intact protein analysis in the biopharmaceutical field. J. Pharm. Biomed. Anal. 55 (4), 810-822 (2011).
  12. Altria, K. D. Troubleshooting. Methods in Molecular Biology, Vol 52. Capillary Electrophoresis Guidebook: Principles, Operation and Applications. Altria, K. D. , Chapter 10 (1996).
  13. Ma, S., Nashabeh, W. Analysis of protein therapeutics by capillary electrophoresis. Chromatographia. 53 (5), 75-89 (2001).
  14. Jaccoulet, E., Smadja, C., Prognon, P., Taverna, M. Capillary electrophoresis for rapid identification of monoclonal antibodies for routine application in hospital. Electrophoresis. 36 (17), 2050-2056 (2015).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Analyse monoklonaler Antik rperKapillarzonenelektrophoreseProbenvorbereitungSystemkonditionierungTrennung von Protein Isoformenelektrophoretische Mobilit tPufferherstellungInstrumenteneinrichtung

Verwandte Artikel